Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

775 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68412

⸱

10 czerwca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatric Surgery, Graduation School of Medicine, The University of Osaka, 2Department of Stem Cell Therapy Science, Graduate School of Medicine, The University of Osaka

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Streszczenie

Do tej pory przeszczepianie narządów pozostaje głównym nurtem leczenia niewydolności narządów. Wśród różnych narządów litych rokowanie pacjentów po przeszczepieniu jelita pozostaje niezadowalające, głównie z powodu odrzucenia przeszczepu. Wyzwanie to wymaga dalszego doskonalenia technik chirurgicznych lub opracowywania nowatorskich pooperacyjnych interwencji farmakologicznych. W artykule przedstawiono szczurzy model odrzucenia przeszczepu po przeszczepie jelita, który posłuży jako platforma do takich badań. Fragment jelita krętego wyizolowany ze szczepu Fischer 344 (F344) poddano alloprzeszczepowi szczura Lewisa (LEW), a następnie podano takrolimus w określonej dawce i według określonego schematu. Zewnętrzna ileostomia została skonstruowana, aby umożliwić nieinwazyjne, podłużne monitorowanie stanu tkanek przeszczepu allogenicznego. Trójchromatyczny model regresji liniowej został przeszkolony przy użyciu obrazów ileostomii i wykorzystany do skonstruowania schematu oceny opartego na obrazie, zdolnego do oceny stanu ileostomii w skali od 0 do 10. Ocena wykazała pogorszenie stanu zdrowia przeszczepu allogenicznego rozpoczynające się w trzecim tygodniu po przeszczepie. Analizy histologiczne przeszczepu allologicznego potwierdziły objawy przewlekłego odrzucenia przeszczepu od 28 dnia po operacji (POD), podobne do tych obserwowanych u ludzi, i potwierdziły wyniki nieinwazyjnej oceny obrazu ileostomii. Oczekuje się, że przedstawiony tutaj model alloprzeszczepu jelitowego i związane z nim metody oceny ułatwią opracowanie leczenia przeszczepu jelita.

Wprowadzenie

Niewydolność narządów to stan, w którym jeden lub więcej ważnych narządów funkcjonuje nieoptymalnie i nie może utrzymać zdrowia. Opóźniona pomoc medyczna jest często śmiertelna lub wiąże się z wtórnymi powikłaniami, takimi jak infekcje1. W przypadku większości narządów wymiana nieprawidłowo działającego narządu jest jedyną realną opcją przedłużonego powrotu do zdrowia. Od czasu odkrycia ponownego nabywania macierzystej przez komórki somatyczne2 postuluje się, że te indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste (iPSC) mogą umożliwić pełną organogenezę i stanowić praktycznie nieograniczone źródło narządów do wymiany. Dzięki połączeniu wiedzy na temat rozwoju embrionalnego ze staranną kontrolą sygnałów sygnałowych, udało się wygenerować wiele tkanek w skali organoidów. W przypadku wytwarzania narządów na pełną skalę, mimo że ostatnio poczyniono znaczne postępy w zakresie określonych narządów, takich jak oczy 3,4, allotransplantacja od dawców ludzkich pozostaje głównym podejściem w przypadku większości ważnych narządów.

Jeśli chodzi o narządy wewnętrzne, przeszczepienie jelita nadal wykazuje niezadowalające wyniki prognostyczne i wymaga dalszego udoskonalenia chirurgicznego lub interwencji farmakologicznej5. Nowatorskie interwencje rzadko są testowane bezpośrednio na ludziach i często są oceniane najpierw w zwierzęcych modelach przeszczepu jelita. Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje szczurzy model odrzucenia przeszczepu jelitowego, który ma służyć jako platforma oceny tych potencjalnych postępów terapeutycznych.

Aby naśladować subtelne niedopasowanie ludzkiego antygenu leukocytarnego (HLA) obserwowane u ludzi, dopasowany płciowo (męski) segment jelita krętego wyizolowany od szczura Fischer 344 (F344) przeszczepiono szczurowi Lewisa (LEW), a następnie podano mu nieoptymalne dawki takrolimusu immunosupresyjnego w ostrej fazie w celu wywołania odrzucenia przeszczepu w fazie przewlekłej. Ta para dawca-biorca ma te same loci głównego kompleksu zgodności tkankowej, ale różni się mniejszymi antygenami zgodności tkankowej6. W tej metodzie część przeszczepionej błony śluzowej została zewnętrzniona jako ileostomia, aby umożliwić wizualne monitorowanie w czasie rokowania przeszczepu i statusu odrzucenia. Ponadto przedstawiono komplementarną metodę obrazowania ileostomii do ilościowego określania stanu odrzucenia, zwalidowaną odpowiednimi zmianami histologicznymi w przeszczepionym przeszczepie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Szkoły Medycznej Uniwersytetu w Osace pod numerem referencyjnym 04-018-003 i były wykonywane zgodnie z wytycznymi Uniwersytetu w Osace. Wykorzystano samce szczurów linii Lewis (LEW) jako biorców (masa ciała 200-250 g, wiek 7-9 tygodni) oraz samce szczurów linii Fischer 344 (F344) jako dawców (masa ciała 200-250 g, wiek 10-12 tygodni). Przed operacją wstrzyknąć podskórnie meloksykam w dawce 0,4 mg/kg, ogolić i zdezynfekować okolicę brzucha 70% etanolem. Szczegóły dotyczące odczynników i sprzętu użytych w tej badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Operacja dawcy

  1. Szczura dawcy należy poddać 12-godzinnej głodówce przed operacją.
  2. Zanestezjować szczura dawcy izofluranem wziewnym (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Umieścić szczura prostopadle do operatora. Podczas procedury ustawić stereomikroskop na powiększeniu 5x. Do ligacji użyć jedwabiu 5-0.
    UWAGA: Przepływ izofluranu wynosił 1,5 L/min. Izofluran podawano w stężeniu 2,5% podczas początkowego nacięcia brzusznego, a następnie utrzymywano na poziomie 1,5% podczas operacji. Odpowiednią głębokość anestezji potwierdzono brakiem odruchu palcowego po ściśnięciu palca. W razie potrzeby, po potwierdzeniu anestezji, nałożyć na oczy maść weterynaryjną, aby zapobiec ich wysychaniu.
  3. Po aseptycznym przygotowaniu szczura i potwierdzeniu chirurgicznej płaszczyzny znieczulenia, wykonać 8 cm nacięcie w linii środkowej, aby otworzyć jamę brzuszną. Przedłużyć górne nacięcie do wyrostka mieczowatego, aby zapewnić wyraźną wizualizację żyły wrotnej (PV).
  4. Przeprowadzić preparację więzadła Treitza i obrócić jelito cienkie o 180 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby odwrócić rotację jelit.
  5. Obezwładnić pętle naczyniowe krezki i wybrać dobrze unaczynione miejsce pobrania przeszczepu o długości około 10 cm z jelita krętego (Rycina 1A1).
  6. Przeprowadzić preparację dystalnej części krezki i podwiązać tętnicę krezkową górną (SMA) oraz żyłę krezkową górną (SMV) w obrębie dystalnego odcinka jelita krętego. Należy upewnić się, że SMA/SMV zostały odcięte w pewnej odległości od proksymalnej ligacji. Nieprawidłowa ligacja może spowodować krwawienie i upośledzić perfuzję przeszczepu.
  7. Przesunąć żołądek i śledzionę w kierunku kranialnym, aby wyraźnie odsłonić PV.
  8. Przeprowadzić preparację i ligację środkowej tętnicy/żyły okrężniczej oraz prawej tętnicy/żyły okrężniczej, znajdujących się po lewej stronie SMA/SMV.
  9. Przeprowadzić preparację krezki po prawej stronie SMA/SMV i podwiązać gałąź jelitową. Należy unikać ligacji zbyt blisko SMV, aby zapobiec załamaniu naczynia (Rycina 1A2).
  10. Ostrożnie oddzielić podstawę SMA za pomocą patyczka bawełnianego i podwiązać krezkę między aortą powyżej SMA a PV. Obszar ten zawiera węzły chłonne krezki górnej oraz liczne naczynia chłonne.
  11. Zidentyfikować i podwiązać prawą tętnicę nerkową, znajdującą się po prawej stronie aorty (Rycina 1A3).
  12. Wstrzyknąć heparynowaną sól fizjologiczną (200 U / 2 mL) do żyły prącia.
  13. Określić końcową długość przeszczepu i podwiązać nadmiarowe gałęzie krezkowe. Podwiązać tętnice proste zarówno na proksymalnym, jak i dystalnym końcu przeszczepu.
  14. Podwiązać aortę poniżej SMA, następnie podwiązać aortę powyżej SMA i wyciąć podstawę SMA wraz z okrągłym fragmentem aorty. Przeciąć żyłę wrotną w wnęce wątroby, wykonując cięcie skośne w celu utworzenia dużego otworu anastomozy.
    1. Następnie przeciąć proksymalne i dystalne pętle naczyniowe oraz jelito. Umieścić wyjęty przeszczep w zimnej soli fizjologicznej (4 °C) (Rycina 1A4).
  15. Usunąć proksymalną ligację aorty, aby wywołać eksanguinację i uśmiercić szczura dawcy (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).

2. Obróbka przeszczepu

  1. Zidentyfikuj tętnicę krezkową górną (SMA) oraz żyłę wrotną (PV).
  2. Delikatnie przepłucz przeszczep 15 mL zimnej soli fizjologicznej poprzez SMA (Rycina 1B1). Upewnij się, że cała krew została usunięta, a kolor przeszczepu stał się blady lub biały.
  3. Wypłucz światło przeszczepu jelitowego i usuń treść kałową.
  4. Przechowuj przeszczep zanurzony w świeżej zimnej soli fizjologicznej do momentu transplantacji.

3. Operacja biorcy

  1. Zpodaj szczurowi biorcy narkozę za pomocą wziewnego izofluranu (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Odkaź pole operacyjne za pomocą preparatu do mycia na bazie jodu/chlorheksydyny oraz 70% alkoholu. Po aseptycznym przygotowaniu szczura ustaw go prostopadle do operatora.
    1. Ustaw stereomikroskop na powiększenie 5× do procedur ogólnych oraz 12,5× podczas anastomozy naczyniowej. Do ligacji użyj jedwabiu 5-0, a do anastomozy naczyniowej syntetycznej nici polipropylowej 8-0. Umieść szczura na podgrzewanej podkładce, aby zapobiec hipotermii podczas operacji.
      UWAGA: Przepływ izofluranu wynosił 1,5 L/min. Izofluran podawano w stężeniu 2,5% podczas początkowego nacięcia brzucha, a następnie zmniejszono do 1,5% w trakcie operacji. Znieczulenie potwierdzono brakiem odruchu palcowego po uszczypnięciu palca. Po potwierdzeniu poziomu znieczulenia nałóż maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysuszeniu.
  2. Przed operacją wstrzyknij domięśniowo 0,5 mg/kg takrolimusu. Wykonaj nacięcie w linii pośrodkowej (~5 cm) i otwórz jamę brzuszną.
  3. Przesuń jelita i okrężnicę w kierunku kranialnym i wypreparuj więzadło Treitza. Owiń jelita i okrężnicę wilgotną gazą i ułóż je na ciele szczura.
  4. Wypreparuj otrzewną nad żyłą główną dolną (IVC) i aortą (Rysunek 1B2). Zidentyfikuj i podwiąż prawą tętnicę i żyłę gonadalną. Zlokalizuj prawy moczowód.
  5. Obróć szczura wraz z maską anestezjologiczną o 90° przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, tak aby głowa była skierowana w lewą stronę operatora. Zaciśnij IVC powyżej prawej żyły nerkowej za pomocą zakrzywionego zacisku naczyniowego typu Bulldog.
  6. Nacinając ścianę IVC nożyczkami, wykonaj otwór owalny. Przepłucz solą fizjologiczną i załóż szew stabilizujący na krawędź caudalną IVC (Rysunek 1B3-1). Upewnij się, że otwór anastomozy żylnej jest duży (~1 cm) i odpowiednio rozciągnij ścianę żyły wrotnej (PV) w miejscu anastomozy.
  7. Umieść przeszczep po lewej stronie szczura, pozycjonując PV i górną krezkową tętnicę (SMA) w pobliżu IVC i aorty. Skieruj końcowy odcinek jelita krętego w stronę głowy. Owiń przeszczep w sterylną, zimną i wilgotną gazę oraz zastosuj sterylny lód, aby utrzymać niską temperaturę.
  8. Przełóż igłę szwu stabilizującego (syntetyczna nić polipropylowa 8-0) przez krawędź caudalną PV. Użyj zacisku typu mosquito do kontroli napięcia nici.
  9. Zszyj i zawiąż krawędź kranialną PV z IVC (PV do IVC). Wykonaj anastomozę tylnej ściany PV (IVC do PV) (Rysunek 1B3-2). Zawiąż szew stabilizujący na prawej krawędzi PV. Następnie wykonaj anastomozę przedniej ściany PV (PV do IVC).
    1. Przed zakończeniem anastomozy zaciśnij PV przeszczepu i wstrzyknij heparynowaną sól fizjologiczną. Zawiąż szew i zwolnij zacisk na IVC (Rysunek 1B3-3).
      UWAGA: W miejscu anastomozy może wystąpić początkowe krwawienie, które zazwyczaj ustępuje samoistnie.
  10. Zaciśnij aortę powyżej rozwidlenia tętnic biodrowych za pomocą zakrzywionego zacisku Bulldog.
  11. Nacinając ścianę aorty, załóż szew stabilizujący (syntetyczna nić polipropylowa 8-0) na krawędzi kranialnej aorty i SMA (~4-5 mm) (Rysunek 1B4-1). Przytrzymaj szew stabilizujący zaciskiem typu mosquito, aby kontrolować napięcie.
  12. Przełóż kolejną igłę 8-0 przez krawędź caudalną SMA i aorty. Zawiąż i rozpocznij anastomozę po prawej stronie szczura (Rysunek 1B4-2). Zawiąż szew stabilizujący.
  13. Obróć szczura wraz z maską anestezjologiczną o 180°, tak aby głowa była skierowana w prawą stronę operatora. Dokończ anastomozę SMA do aorty po lewej stronie. Przed ostatnim szwem zaciśnij PV przeszczepu i wstrzyknij heparynowaną sól fizjologiczną. Zawiąż szew (Rysunek 1B4-3).
  14. Zwolnij zaciski aortalne i PV w celu reperfuzji (Rysunek 1B5). Może wystąpić początkowe krwawienie, które można opanować poprzez delikatny ucisk patyczkiem bawełnianym. Śluzówka przeszczepu powinna stać się różowa w ciągu kilku minut (Rysunek 1B6).
  15. Obróć szczura wraz z maską anestezjologiczną o 90°, tak aby głowa była skierowana w przeciwną stronę. Wykonaj dwa nacięcia skóry o długości 8 mm na prawym brzuchu i wyprowadź proksymalny oraz dystalny koniec przeszczepu z jelita krętego.
    1. Zszyj skórę i surowiczkę przeszczepu, używając polidioxanonu (PDS) 5-0 (Rysunek 1B7). Zamknij nacięcie w linii pośrodkowej, zszywając oddzielnie linea alba i skórę nicią PDS 5-0, aby zakończyć operację.
      UWAGA: Szczury po operacji muszą być starannie monitorowane aż do pełnego odzyskania przytomności. Nie należy ich umieszczać w klatce, dopóki nie będą w stanie utrzymać pozycji brzusznej.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Aby utrzymać przeszczep w fazie ostrej, należy wstrzyknąć tacrolimus w dawce 0,5 mg/kg domięśniowo w dniach pooperacyjnych (POD) 1-13, 20 i 277.
    UWAGA: Kolejne zastrzyki należy podawać naprzemiennie w obie kończyny. Alternatywnie tacrolimus można podawać podskórnie.
  2. Wstrzyknąć meloksykam w dawce 0,4 mg/kg podskórnie w dniach POD 1-3.
    UWAGA: Szczury biorcy zazwyczaj tracą wagę do 7. dnia po operacji (POD 7), a regeneracja następuje do POD 14. W celu złagodzenia odwodnienia spowodowanego utratą płynów przez ileostomię można podawać podskórne iniekcje soli fizjologicznej. Nieoczekiwana śmiertelność występuje w około 20% przypadków przed POD 7. Po tym czasie przeżywalność i ogólny stan zdrowia są zazwyczaj stabilne.

5. Ocena stanu zdrowia przeszczepu jelita na podstawie obrazowania

  1. Otwórz obraz ileostomii w programie ImageJ. Przekształć obraz w stos RGB, wybierając Image > Type > RGB Stack.
    UWAGA: Jeśli obraz nie jest w formacie RGB, najpierw przekonwertuj go na kolor RGB, korzystając z opcji Image > Type > RGB Color.
  2. Zaznacz obszar zainteresowania (ROI), który obejmuje wyłącznie widoczny obszar błony śluzowej ileostomii.
  3. Zmierz intensywność każdego kanału (czerwonego, zielonego i niebieskiego) w obrębie wybranego ROI.
  4. Oblicz wskaźnik stanu zdrowia przeszczepu, korzystając z następującego wzoru:
    Score = Wzór percepcji kolorów, równanie wykorzystujące pierwiastki kwadratowe z czerwonego, zielonego i niebieskiego, metoda analityczna.
    UWAGA: Znormalizuj końcowy wynik w następujący sposób: jeśli Score > 10, przypisz wartość 10; jeśli Score < 0, przypisz wartość 0.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Reprezentatywne obrazy kluczowych punktów kontrolnych zabiegu chirurgicznego przedstawiono na Rysunku 1. Odsetek sukcesu reperfuzji wynosił prawie 100%, a przeżywalność pooperacyjna 80,0% (20 z 25 zabiegów). Gdy procedury były wykonywane prawidłowo, a takrolimus podawano w określonej dawce i według schematu, zewnętrzna stoma jelita cienkiego zazwyczaj stawała się biaława – co wskazywało na odrzucenie przeszczepu – zaczynając od trzeciego tygodnia po operacji (Rysunek 2A<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Podczas gdy badania na zwierzętach są niezbędne do opracowania ulepszonych interwencji chirurgicznych i farmakologicznych w celu uzyskania lepszych krótko- i długoterminowych wyników przeszczepu jelita, empirycznie trudno było ustalić technikę chirurgii przeszczepu jelit u szczurów. Tutaj szczegółowo opisano zabiegi chirurgiczne heterotopowego przeszczepu jelita. W tej metodzie czas operacji dawcy i biorcy wynosił odpowiednio około 35 minut i 90 minut. Czas ciepłego niedokrwienia, który bezpośrednio koreluje z uszkodzeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Ka.T. jest założycielem naukowym, udziałowcem i otrzymał fundusze na badania od StemRIM Inc. Wszyscy pozostali autorzy deklarują, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

Centrum Badań Medycznych i Edukacji, Graduate School of Medicine, Uniwersytet w Osace, dostarczyło niezbędne instrumenty do konfokalnego obrazowania mikroskopowego przeszczepów allogenicznych. Prace były wspierane przez fundusz badawczy przekazany przez StemRIM na rzecz Ka.T.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5-0 jedwabny pleciony 40cm Alfredsa Pharma62-9965-34
5-0 jedwabny pleciony 40cm biały Alfredsa Pharma62-9964-99
8-0 PROLENE BV130-5 45cmETYKAEP8730H
Alexa Fluor 594 koza anty-mysia IgG (H + L)InvitrogenA11005Stężenie robocze: 2ug/ml
Alexa Fluor 647 kozia anty-królicza IgG (H + L)InvitrogenNr kat. A21245Stężenie robocze: 2ug/ml
Barraquer Mikro Uchwyt Igły, Szczęka CVD 8mm, 6"
Zacisk naczyniowy Bulldog 35mmNatsume powiedział:Samolot C-42-S-2
Fischer 344 (F344)   Japonia SLC (Shizuoka, Japonia)dawca, samiec, od 10 do 12 tygodni
Lewis (LEW) szczury Japonia SLC (Shizuoka, Japonia)Biorcy, pieski, od 7 do 9 tygodni
MikronożyczkiModuł YDMCC06C
Kleszczyki do szwów mikrochirurgicznych - zakrzywione, platformy, okrągłe uchwyty: 15 cm / 6 cali
Ms mAb do Kolagenu IBiblioteka ABCAMAB90395Stężenie robocze: 1000x rozcieńczenie
SÓL FIZJOLOGICZNA NORMALNA 500 mlOTSUKA Nr kat. 3311401A8024
Plastikowy podwójny zacisk naczyniowySzkolenie z mikrochirurgii sp. z o.o.
Prograf iniekcja 5 mgAstellas Pharma3999416A1028
Rb pAb do LamininyBiblioteka ABCAMAB11575Stężenie robocze: 2ug/ml
Środek znieczulający dla małych zwierzątMuromachi kikaiMK-A100
Mikroskop zabiegowy OPMI-1FRCarl ZeissOPMI-1FR
SZEW, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VAETYKAZ493G

Bibliografia

  1. Pedersen, P. B., Henriksen, D. P., Brabrand, M., Lassen, A. T. Organ failure, aetiology and 7-day all-cause mortality among acute adult patients on arrival to an emergency department: A hospital-based cohort study. Eur J Emerg Med. 28 (6), 448-455 (2021).
  2. Okita, K., Ichisaka, T., Yamanaka, S. Generation of germline-competent induced pluripotent stem cells. Nature. 448 (7151), 313-317 (2007).
  3. Hayashi, R., et al. Co-ordinated ocular development from human iPS cells and recovery of corneal function. Nature. 531 (7594), 376-380 (2016).
  4. Soma, T., et al. Induced pluripotent stem-cell-derived corneal epithelium for transplant surgery: a single-arm, open-label, first-in-human interventional study in Japan. Lancet. 404 (10466), 1929-1939 (2024).
  5. Parizhskaya, M., et al. Chronic rejection of small bowel grafts: Pediatric and adult study of risk factors and morphologic progression. Pediatr Dev Pathol. 6 (3), 240-250 (2003).
  6. Isono, M., Poltorak, M., Kulaga, H., Adams, A. J., Freed, W. J. Certain host-donor strain combinations do not reject brain allografts after systemic sensitization. Exp Neurol. 122 (1), 48-56 (1993).
  7. Li, Y., et al. Long-term comparison of rat model of chronic allograft rejection of orthotopic small bowel transplantation induced by cyclosporine versus tacrolimus. Transplant Proc. 45 (5), 1811-1815 (2013).
  8. Kitamura, K., et al. Orthotopic small bowel transplantation in rats. J Vis Exp. (69), e4102(2012).
  9. Kitamura, K., et al. Chronic rejection after intestinal transplantation: A systematic review of experimental models. Transplant Rev. 33 (3), 173-181 (2019).
  10. Pech, T., et al. Combination therapy of tacrolimus and infliximab reduces inflammatory response and dysmotility in experimental small bowel transplantation in rats. Transplantation. 93 (3), 249-256 (2012).
  11. Stringa, P., et al. Small bowel transplantation in rats: A multicenter experience summarizing the pitfalls to be overcome. Trends Transplant. 10 (1), 1-7 (2017).
  12. Gerlach, U. A., et al. Intragraft and systemic immune parameters discriminating between rejection and long-term graft function in a preclinical model of intestinal transplantation. Transplantation. 101 (5), 1036-1045 (2017).
  13. Pech, T., et al. Intestinal regeneration, residual function and immunological priming following rescue therapy after rat small bowel transplantation. Am J Transplant. 12 (Suppl 4), S9-S17 (2012).
  14. Swenson, S. M., Roberts, J. P., Rhee, S., Perito, E. R. Impact of the Pediatric End-Stage Liver Disease (PELD) growth failure thresholds on mortality among pediatric liver transplant candidates. Am J Transplant. 19 (12), 3308-3318 (2019).
  15. Kimura, K., Money, S. R., Jaffe, B. M. The effects of size and site of origin of intestinal grafts on small-bowel transplantation in the rat. Surgery. 101 (5), 618-622 (1987).
  16. Abu-Elmagd, K. M., et al. Preformed and de novo donor-specific antibodies in visceral transplantation: Long-term outcome with special reference to the liver. Am J Transplant. 12 (11), 3047-3060 (2012).
  17. Lavin, Y., et al. Tissue-resident macrophage enhancer landscapes are shaped by the local microenvironment. Cell. 159 (6), 1312-1326 (2014).
  18. Stakenborg, M., et al. Enteric glial cells favor accumulation of anti-inflammatory macrophages during the resolution of muscularis inflammation. Mucosal Immunol. 15 (6), 1296-1308 (2022).
  19. Li, Y. -T., Takaki, E., Ouchi, Y., Tamai, K. Guided monocyte fate to FRβ/CD163+ S1 macrophage antagonises atopic dermatitis via fibroblastic matrices in mouse hypodermis. Cell Mol Life Sci. 82 (1), 14(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model szczuraocena pod u namonitorowanie allograftupodawanie takrolimusuanaliza histologicznaocena oparta na obrazowaniuodrzut przewlek y
Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.