Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Aktywność napadowa wywołana elektrowstrząsami u larw Drosophila

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68431

⸱

6 czerwca 2025

 ,  , 
1Division of Neuroscience, School of Biological Sciences, Faculty of Biology, Medicine and Health, University of Manchester, Manchester Academic Health Science Centre

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten szczegółowo opisuje zastosowanie larw Drosophila do identyfikacji unikalnych związków przeciwpadaczkowych w leczeniu padaczki.

Streszczenie

Padaczka stanowi znaczne obciążenie zdrowotne, które nasila się z powodu dużej liczby osób opornych na działanie leków. Podczas gdy niektórzy pacjenci oporni na leczenie farmakologiczne reagują na leczenie niefarmakologiczne (np. stymulacja nerwu błędnego, dieta ketogeniczna itp.), ostatnią deską ratunku dla wielu jest trudna i kosztowna operacja mająca na celu złagodzenie napadów. Chociaż powszechnie uznaje się, że wymagane są leki przeciwpadaczkowe o szerszym zakresie celów, przeszkodą w osiągnięciu tego celu jest identyfikacja nowych celów terapeutycznych. Genetycznie podatne zwierzęta modelowe są obiecujące pod tym względem. Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, stała się potężnym modelem do badania mechanistycznych podstaw i lepszych metod leczenia napadów. Wiele zidentyfikowanych mutacji much powoduje, że larwy i dorosłe osobniki wykazują aktywność podobną do napadów w odpowiedzi na silną stymulację (elektryczną, mechaniczną i/lub termiczną). Wiele z tych mutacji dotyczy genów homologicznych do tych, które przyczyniają się do padaczki genetycznej u ludzi (np. kanał Na+ bramkowany napięciem). Obecnie możliwe jest również zastąpienie genu muchy jego ludzkim odpowiednikiem, który dodatkowo niesie ze sobą mutację związaną z chorobą. W ten sposób skromna mucha stała się awatarem modelującym ludzką chorobę. W badaniu tym opisano odpowiednią metodę wykorzystania larw Drosophila do nisko- i średnioprzepustowych badań przesiewowych leków w celu identyfikacji unikalnych związków i ich celów, które mają potencjał przeciwpadaczkowy.

Wprowadzenie

Padaczka pozostaje poważnym obciążeniem zdrowotnym, dotykającym około 1% populacji na całym świecie. Mimo że obecnie istnieje ponad 30 leków przeciwpadaczkowych (ASM) stosowanych w leczeniu klinicznym, około jedna trzecia osób z padaczką nadal reaguje na leki, co oznacza, że nie reagują dobrze na leczenie farmakologiczne 1,2. Dostępne leki są również wyłącznie paliatywne i jako takie nie zapobiegają epileptogenezie ani nie zapewniają wyleczenia3. W związku z tym istnieje pilna potrzeba zidentyfikowania lepszych metod leczenia padaczki. Przeszkodą na drodze do opracowania skuteczniejszych metod leczenia jest identyfikacja nowych celów terapeutycznych. Rzeczywiście, prawie wszystkie obecne ASM wpływają na podobne cele: kanały jonowe, w tym kanał sodowy bramkowany napięciem (Nav) i hamujące neuroprzekaźnictwo, w którym pośredniczy kwas γ-aminomasłowy (GABA)4,5. Powszechnie przyjmuje się, że dalsze stosowanie tradycyjnych metod opracowywania leków prawdopodobnie nie zmieni radykalnie tego scenariusza.

Modele laboratoryjne, w tym między innymi muszka owocowa Drosophila melanogaster i danio pręgowany Danio rerio, mają użyteczność w identyfikacji nowych ASM 6,7,8. Rzeczywiście, wyszukiwanie w PubMed "Drosophila + seizure" zwraca 342 wyniki, podczas gdy to samo wyszukiwanie danio pręgowanego zwraca 578 wyników (oba wyszukiwania przeprowadzono 29 stycznia 2025r.). Chociaż liczba podobnych badań na myszach jest mniejsza niż liczba podobnych badań na myszach (~15 000), liczba badań z wykorzystaniem systemów modelowych nadal rośnie. Badania te są możliwe dzięki mechanistycznemu zachowaniu funkcji OUN w całej gromadzie. Co więcej, indukowane napady padaczkowe u much i ryb są skutecznie leczone klinicznie stosowanymi ASM, co pokazuje, że chociaż niuanse zachowania napadowego mogą wydawać się pozornie różne, mechanizmy leżące u ich podstaw mają wiele wspólnego 7,9,10.

Muszka owocowa, Drosophila, wniosła wiele znaczącego wkładu w zrozumienie biologii człowieka. Jeśli chodzi o padaczkę, ten model systemu zapewnia niezrównany zestaw narzędzi genetycznych w połączeniu z identyfikowalnymi i eksperymentalnie dostępnymi neuronami7. Co więcej, opublikowano konektomy zarówno dla larwalnego, jak i dorosłego OUN, a także zidentyfikowano liczne specyficzne dla komórek genetyczne linie napędowe11,12. Co istotne, przypadkowo zidentyfikowano klasę mutacji, w wyniku której dorosłe muchy reagują na silną stymulację mechaniczną utratą postawy i aktywnością podobną do napadów (np. brzęczenie skrzydeł, drżenie nóg itp.). Ta klasa mutacji została określona jako "wrażliwa na huk"13,14,15,16. Od tego czasu zidentyfikowano drugą klasę mutacji napadowych, która reaguje na podwyższoną temperaturę, odzwierciedlając drgawki gorączkoweu ludzi 17,18. Jednak doświadczalna podatność dorosłych much jest nieco zmniejszona w porównaniu ze stadium larwalnym tego samego modelu owada. Na przykład karmienie dorosłych much może być trudne, a bardziej inwazyjne techniki, takie jak elektrofizjologia i optogenetyka, mogą być trudniejsze. W przeciwieństwie do tego, larwa Drosophila je stale, aby zwiększyć objętość swojego ciała o ~100-krotnie w ciągu zaledwie 5 dni, aby umożliwić przepoczwarzenie. Dlatego możemy być pewni odpowiedniego żywienia lekami w stadiach larwalnych. Embriogeneza jest dobrze udokumentowana i może być dokładnie określona w etapach, a to z kolei pozwoliło zidentyfikować kluczowe kamienie milowe w rozwoju OUN, w tym pierwsze nabycie właściwości elektrycznych neuronów aż do powstania obwodu19. Po wykluciu larwa przechodzi przez 3 linienia (lub stadium rozwojowe), aż w 5 dniu zaczyna "wędrować", po czym opuszcza pokarm, aby znaleźć bezpieczne miejsce do przepoczwarzenia. Po ~100 h przepoczwarzenia wyłania się dorosła mucha z nowym ciałem i OUN (ryc. 1).

Techniki wywoływania napadów padaczkowych u dorosłych nie są dobrze dostosowane do stadiów larwalnych. Larwy nie mają włosków czuciowych, których zsynchronizowana aktywacja podczas stymulacji mechanicznej może prowadzić do napadu. Tak więc, aby przezwyciężyć te trudności, opracowano technikę elektrowstrząsów w celu wywołania napadów w stadium wędrujących larw. Późniejsza analiza porównawcza technik indukcji napadów zarówno u larw, jak i dorosłych ujawnia, że elektrowstrząsy larwalne są znacznie mniej zależne od typu mutacji (np. wrażliwej na huk w porównaniu z temperaturą). W związku z tym sugerujemy, że technika ta powinna być preferowaną metodą testowania nowych mutacji, w przypadku gdy optymalna metoda indukcji napadów jest nieznana20. Technika elektrowstrząsów larwalnych jest prosta, szybka i wymaga minimalnego sprzętu. Technika ta zapewnia skuteczny sposób badania przesiewowego nowych związków lub terapii genetycznych pod kątem skuteczności przeciwpadaczkowej w zakresie mutacji, które odzwierciedlają różnorodność genetyczną padaczki u ludzi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest używana w tym badaniu (szczegółowe informacje można znaleźć w sekcji Wyniki). Ta technika najlepiej nadaje się do wędrownych larw w trzecim stadium rozwojowym (L3). Protokół eksperymentalny jest stosunkowo prosty, ale wymaga praktyki, aby go udoskonalić. Z naszego doświadczenia wynika, że nowi studenci potrzebują około 2 tygodni, aby opanować test i czerpią ogromne korzyści z oglądania innych, bardziej doświadczonych badaczy wykonujących test w czasie rzeczywistym za pomocą mikroskopu preparacyjnego z kamerą lub podobnego. Odczynniki i sprzęt używany w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Selekcja larw

  1. Zebrać larwy z boków fiolek/butelek zawierających standardowy pokarm (5 l wody, 390 g glukozy, 360 g kukurydzy, 250 g drożdży, 40 g agaru, 135 ml nipaginy, 15 ml kwasu propionowego).
  2. Używaj tylko larw, które aktywnie się poruszają i opuściły pokarm, aby czołgać się po bokach pojemnika (wędrujące trzecie stadium rozwojowe, L3). Nie wybieraj poczwarek, które wykazują znacznie zmniejszoną lokomocję.

2. Procedura elektrowstrząsów

  1. Wyjmij pojedynczy wędrujący L3 i przenieś go na małą plastikową szalkę Petriego (rozmiar nie ma znaczenia) i delikatnie umyj go ddH2O, aby usunąć resztki jedzenia. Nadaje się do tego mały (000) pędzel.
  2. Przenieś pojedynczo umytą larwę za pomocą pędzla do pustego plastikowego naczynia (ponownie, rozmiar nie ma znaczenia). Osusz larwę małym fragmentem ręcznika papierowego trzymanego kleszczami. Usuń nadmiar ddH2O, ale nie susz całkowicie larw, aby uniknąć przyklejenia się do plastikowego naczynia.
  3. Pozwól larwie dojść do siebie przez 30 sekund. Ułatwi to łatwe umieszczenie sondy elektrowstrząsowej (patrz poniżej).
  4. Obejrzyj larwy pod mikroskopem preparacyjnym o małej mocy (15-20x), a gdy normalne zachowanie pełzania zostanie wznowione, delikatnie umieść sondę elektrowstrząsową (patrz krok 3, aby uzyskać szczegółowe informacje i rysunek 2A) na przedniej powierzchni grzbietowej larwy powyżej przybliżonej pozycji OUN (patrz Figura 2C).
    UWAGA: Ten krok ma kluczowe znaczenie, należy zastosować wystarczający nacisk, aby zapewnić dobrą przewodność między drutem sondy a naskórkiem, ale należy uważać, aby nie uszkodzić larw. W ten sposób zmiażdż larwę o około jedną trzecią do połowy jej głębokości.
  5. Zastosować impuls o stałym napięciu o długości 2 s, którego siła została wstępnie określona za pomocą krzywej miareczkowania (rysunek 3). Odpowiedni jest tutaj każdy izolowany stymulator napięcia. Ten użyty tutaj jest pokazany na rysunku 2B.
  6. Po porażeniu prądem uruchom minutnik. W odpowiedzi na wstrząs larwy inicjują przejściowy paraliż, po którym od czasu do czasu pojawiają się skurcze aktywności mięśni ściany ciała i toczenie się, zatrzymując normalne zachowanie pełzania.
  7. Zatrzymaj stoper, gdy larwa wyraźnie odsunęła się od swojego pierwotnego umieszczenia na talerzu. Czas trwania napadu lub czas powrotu do zdrowia (RT) definiuje się jako okres między wystąpieniem bodźca a wznowieniem normalnego zachowania pełzania (np. pełnej fali perystaltycznej do przodu, która powoduje ruch do przodu).
  8. Pod koniec każdego dnia ostrożnie wyczyść przewody sondy, najpierw płucząc je w 100% etanolu, a następnie ddH2O. Dokładnie sprawdź druty w powiększeniu i, jeśli to konieczne, użyj kleszczyków, aby delikatnie zeskrobać wszelkie pozostałości z drutów. Uważaj, aby nie zmieniać przy tym odległości między dwoma przewodami.

3. Konstrukcja sondy elektrowstrząsowej

  1. Wymagane będą przewody elektryczne o długości 2 x 1 m (powinny być cienkie i elastyczne, tj. o natężeniu ~3 A). Do końca każdego przewodu drut wolframowy o długości 5 cm (aby zmaksymalizować kontakt, przed nawiń drut wolframowy wokół odsłoniętego końca przewodu elektrycznego). złącza wtykowe (np. wtyki bananowe) do drugiego końca przewodów, odpowiednie do łatwego podłączenia do stymulatora napięcia.
  2. Przymocuj oba druty wolframowe do uchwytu elektrody tak, aby druty były równoległe do siebie (Rysunek 2). Małe odcinki szklanych kapilar (~2 cm długości) służą do utrzymywania przewodów na miejscu pod śrubą blokującą sondę.
  3. Użyj kleszczyków, aby zgiąć druty tak, aby znalazły się na odległość 1-2 mm blisko miejsca, w którym wychodzą z uchwytu drutu. Gięcie drutów wolframowych nie jest łatwe, ponieważ druty zachowują "pamięć" - dlatego wymagana jest wytrwałość. Wskazówki, które pomogą w tym procesie, obejmują użycie taśmy elektroizolacyjnej i/lub kleju (lub podobnej szpachli modelarskiej), aby pomóc utrzymać przewody we właściwej orientacji/odległości.

4. Kalibracja sondy

  1. Należy upewnić się, że istnieją stada wędrujących L3 odpowiedniego typu dzikiego (kontrola ujemna) i mutanta napadowego (kontrola pozytywna). Potrzebne będzie ~100 sztuk każdego z nich.
  2. Przygotuj larwy, pojedynczo, jak opisano powyżej.
  3. Użyj sondy, aby przyłożyć zakres napięć do wystarczającej liczby larw każdego genotypu dla każdego badanego napięcia. Sugeruje się, że 0 V, 2 V, 4 V, 6 V, 8 V, 10 V i 12 V należy stosować przez 2 sekundy między 10-15 larwami na napięcie. Poraż każdą larwę tylko raz.
  4. Zmierz czas rekonwalescencji dla każdej larwy i oblicz średnią dla każdego kroku napięcia zastosowanego dla obu genotypów.
  5. Wykreśl średnie na wykresie i dopasuj dane do linii prostej.
  6. Wybierz napięcie z wyraźną i znaczącą różnicą między mutantem kontrolnym a mutantem napadowym. Uważaj, aby nie wybrać napięcia, które powoduje zbyt długi czas regeneracji; W przeciwnym razie produktywność ucierpi z powodu długiego czasu oczekiwania na powrót do zdrowia.
    UWAGA: W tym badaniu często stosowano napięcie stymulacji, które skutkuje czasem regeneracji wynoszącym 50-100 s dla typu dzikiego i 200-300 s dla parabss. Przykładowe krzywe kalibracyjne przedstawiono na rysunku 3. Ważne jest, aby użyć 0 V, aby uwzględnić czynność dociskania sondy do grzbietowej powierzchni larwy. Spowoduje to pewien stopień paraliżu, który prawdopodobnie jest mechanizmem obronnym larwy.

5. Przeprowadzanie eksperymentów

  1. Poddać się elektrowstrząsowi, larwom o pożądanym genotypie (genotypach) lub ekspozycji na lek i zmierzyć czas rekonwalescencji po napadzie.
    UWAGA: W przypadku larw badanych n = 20 jest zwykle wystarczające, ale obliczenie mocy oparte na analizie pilotażowej zapewni bardziej ostateczną liczbę n.
  2. Zawsze przeprowadzaj negatywną (np. dziką typ) i pozytywną ( np. parabss) kontrolę podczas każdego eksperymentu. Liczby n nie muszą być wysokie; n = 5 jest wystarczające. Zapewni to pewność, że test zadziałał zgodnie z oczekiwaniami (np. nie ma problemów z sondą lub stymulatorem).
  3. Zastosuj granicę (np. 300 s), aby uniknąć zbyt długiego czasu rekonwalescencji i uwzględniaj tylko napady ilościowe jako te, których czas powrotu do zdrowia przekracza 30 s.

6. Badania przesiewowe na obecność narkotyków

  1. Dodać leki rozpuszczone w odpowiednim rozpuszczalniku bezpośrednio na powierzchnię żywności i pozostawić do wchłonięcia (a w przypadku stosowania etanolu czas na odparowanie rozpuszczalnika). Lub, alternatywnie, można dodać lek (w odpowiednim rozpuszczalniku) do stopionego pokarmu dla much. Szczegółowe informacje można znaleźć w sekcji Wyniki.
  2. Aby dodać lek do stopionego pokarmu, należy wyjąć pokarm z fiolek, ponownie stopić, a gdy żywność ostygnie do 40 °C, dodać lek, wymieszać za pomocą mieszalnika wirowego, a następnie ponownie wlać 5 ml stopionego pokarmu z powrotem do fiolek i pozostawić do ostygnięcia przed użyciem.
  3. Uruchom gradient stężeń, aby określić optymalne stężenie leku.
    UWAGA: Dobrym punktem wyjścia jest dodanie 3 mM roztworu leku bezpośrednio na powierzchnię żywności (200 μL na standardową fiolkę Drosophila ) lub uzyskanie stężenia 3 mM w stopionej żywności. Dorosłe samice mogą składać jaja bezpośrednio w tym pokarmie lub larwy mogą być dodawane na wybranych etapach, w zależności od potrzeb. Użyty rozpuszczalnik(-i) musi być dodawany samodzielnie do wybranych fiolek jako kontrola(-e) nośnika(-ów).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Liczne mutacje u Drosophila wykazują nasilone zachowania przypominające napady drgawek7,20. Podłoże genetyczne tych mutacji jest zróżnicowane, co w korzystny sposób naśladuje równie różnorodne przyczyny genetyczne epilepsji u ludzi. Trzema z najintensywniej badanych mutacji u Drosophila są parabangsenseless (parabss), julius seizure (jus) oraz easily-shocked (eas). Mutac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda elektrowstrząsów w celu wywołania napadu padaczkowego u larw Drosophila zapewnia proste, ale skuteczne badanie przesiewowe do identyfikacji nowych związków przeciwpadaczkowych lub manipulacji genetycznych. Ponieważ jednak jest to test jakościowy, jego głównym ograniczeniem jest to, że metoda nie może łatwo zidentyfikować małych rozmiarów efektu. Niemniej jednak, średnia przepustowość, na którą pozwala, nadająca się do badania przesiewowego do ~ 5 związków tygodniowo na badacza, zapewnia bardzo potężny tes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Dziękujemy wielu pracownikom laboratorium Baines, którzy wspólnie rozwijali tę technikę przez wiele lat, a w szczególności Richardowi Marleyowi, który włożył wiele wysiłku, aby ta technika była solidna i niezawodna. Dziękujemy Annie Munro za narysowanie larw, które pokazano na rysunku 2. Prace w laboratorium Bainesa, które przyczyniły się do opracowania tej techniki, były hojnie wspierane przez BBSRC, MRC i Wellcome Trust. Prace te są obecnie wspierane przez fundusze z nagrody Wellcome Trust dla badaczy dla R.A.B. (Grant 217099/Z/19/Z). Do rozwoju tej techniki przyczynił się również Manchester Fly Facility, który powstał dzięki funduszom Uniwersytetu i Wellcome Trust (Grant 087742/Z/08/Z).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Uchwyt elektrodyŚwiatowe instrumenty precyzyjne Zobacz materiał M3301
Kapilary szklaneInstrumenty HarvardaGC100F-10
Drut wolframowy (99,95%)Goodfellow Cambridge, Wielka BrytaniaŚrednica 0,1 mm
Stymulator napięciaDigitimer Ltd, Wielka BrytaniaDS2A mkII Stymulator izolowany o stałym napięciu 

Bibliografia

  1. Fiest, K. M., et al. Prevalence and incidence of epilepsy: A systematic review and meta-analysis of international studies. Neurology. 88 (3), 296-303 (2017).
  2. Knezevic, C. E., Marzinke, M. A. Clinical use and monitoring of antiepileptic drugs. J Appl Lab Med. 3 (1), 115-127 (2018).
  3. Denton, A., et al. Definitions and risk factors for drug-resistant epilepsy in an adult cohort. Front Neurol. 12, 777888(2021).
  4. Meldrum, B. S., Rogawski, M. A. Molecular targets for antiepileptic drug development. Neurotherapeutics. 4 (1), 18-61 (2007).
  5. Sanchez, J. D., Gomez-Carpintero, J., Gonzalez, J. F., Menendez, J. C. Twenty-first century antiepileptic drugs: An overview of their targets and synthetic approaches. Eur J Med Chem. 272, 116476(2024).
  6. Cunliffe, V. T., et al. Epilepsy research methods update: Understanding the causes of epileptic seizures and identifying new treatments using non-mammalian model organisms. Seizure. 24, 44-51 (2015).
  7. Baines, R. A., Giachello, C. N. G., Lin, W. H. Drosophila. In Models of seizures and epilepsy. (2nd ed.). , 345-358 (2017).
  8. Burrows, D. R. W., et al. Imaging epilepsy in larval zebrafish. Eur J Paediatr Neurol. 24, 70-80 (2020).
  9. Reynolds, E. R., et al. Treatment with the antiepileptic drugs phenytoin and gabapentin ameliorates seizure and paralysis of Drosophila bang-sensitive mutants. J Neurobiol. 58 (4), 503-513 (2004).
  10. Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. Drug screening in SCN1A zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment. Nat Commun. 4, 2410(2013).
  11. Scheffer, L. K., et al. A connectome and analysis of the adult Drosophila central brain. Elife. 9, e57443(2020).
  12. Winding, M., et al. The connectome of an insect brain. Science. 379 (6636), eadd9330(2023).
  13. Ganetzky, B., Wu, C. F. Drosophila mutants with opposing effects on nerve excitability: Genetic and spatial interactions in repetitive firing. J Neurophysiol. 47 (3), 501-514 (1982).
  14. Song, J., Tanouye, M. A. From bench to drug: Human seizure modeling using Drosophila. Prog Neurobiol. 84 (2), 182-191 (2008).
  15. Parker, L., Howlett, I. C., Rusan, Z. M., Tanouye, M. A. Seizure and epilepsy: Studies of seizure disorders in Drosophila. Int Rev Neurobiol. 99, 1-21 (2011).
  16. Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: BSS is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. 187 (2), 523-534 (2011).
  17. Schutte, R. J., et al. Knock-in model of Dravet syndrome reveals a constitutive and conditional reduction in sodium current. J Neurophysiol. 112 (4), 903-912 (2014).
  18. Das, A., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. A behavioral screen for heat-induced seizures in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (173), e62846(2021).
  19. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J Neurosci. 18 (12), 4673-4683 (1998).
  20. Mituzaite, J., Petersen, R., Claridge-Chang, A., Baines, R. A. Characterization of seizure induction methods in Drosophila. eNeuro. 8 (4), (2021).
  21. Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: A mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79 (1), 23-33 (1994).
  22. Horne, M., et al. julius seizure, a Drosophila mutant, defines a neuronal population underlying epileptogenesis. Genetics. 205 (3), 1261-1269 (2017).
  23. Menezes, L. F. S., Sabia Junior, E. F., Tibery, D. V., Carneiro, L. D. A., Schwartz, E. F. Epilepsy-related voltage-gated sodium channelopathies: A review. Front Pharmacol. 11, 1276(2020).
  24. Kuebler, D., Tanouye, M. Anticonvulsant valproate reduces seizure-susceptibility in mutant Drosophila. Brain Res. 958 (1), 3642(2002).
  25. Marley, R., Baines, R. A. Increased persistent Na+ current contributes to seizure in the slamdance bang-sensitive Drosophila mutant. J Neurophysiol. 106 (1), 18-29 (2011).
  26. Lin, W. H., Giachello, C. N., Baines, R. A. Seizure control through genetic and pharmacological manipulation of Pumilio in Drosophila: A key component of neuronal homeostasis. Dis Model Mech. 10 (2), 141-150 (2017).
  27. Mulroe, F., et al. Targeting firing rate neuronal homeostasis can prevent seizures. Dis Model Mech. 15 (10), dmm049703(2022).
  28. Saras, A., Wu, V. V., Brawer, H. J., Tanouye, M. A. Investigation of seizure-susceptibility in a Drosophila melanogaster model of human epilepsy with optogenetic stimulation. Genetics. 206 (4), 1739-1746 (2017).
  29. Giachello, C. N., Baines, R. A. Inappropriate neural activity during a sensitive period in embryogenesis results in persistent seizure-like behavior. Curr Biol. 25, 1-5 (2015).
  30. Baraban, S. C., Taylor, M. R., Castro, P. A., Baier, H. Pentylenetetrazole-induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression. Neuroscience. 131 (3), 759-768 (2005).
  31. Gauthier, M. State of the art on insect nicotinic acetylcholine receptor function in learning and memory. Adv Exp Med Biol. 683, 97-115 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Indukcja wstrząsowamodel epilepsjiprzesiewanie lekówzwiązki przeciwdrgawkoweepilepsja genetycznakanały sterowane napięciemmodelowanie choróborganizmy modelowe
Aktywność napadowa wywołana elektrowstrząsami u larw Drosophila
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.