Przedstawiamy tutaj protokół mający na celu ustanowienie długoterminowego modelu przechowywania i przeszczepu chłodzenia wątroby u susła daurskiego (DGS), który był technicznie trudny w standardowych modelach gryzoni.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przechowywanie chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W przeszczepach wątroby funkcjonalne odzyskiwanie przeszczepów dawcy po dłuższym przechowywaniu w chłodzie stanowi poważne wyzwanie. Ta sama przeszkoda dotyczy standardowych modeli gryzoni (np. myszy i szczurów) do przeszczepu wątroby, mimo dobrze ugruntowanych protokołów chirurgicznych, co ogranicza badania nad kluczowymi tematami, takimi jak funkcjonalna regeneracja po przeszczepie i immunokompatybilność z przeszczepem gospodarza. Tutaj z powodzeniem opracowaliśmy nowy model przeszczepu wątroby z wykorzystaniem obligatora hibernatora, susła daurskiego (DGS; Spermophilus dauricus), który wykazuje wewnętrzną adaptację do ultragłębokich przejść hipotermii – ponownego nagrzewania oraz niedokrwienia i reperfuzji. W naszych rękach przeszczep wątroby po 24-godzinnym przechowywaniu w zimnie zapewnił 100% przeżywalność biorców DGS w 7-dniowym okresie obserwacji, podczas gdy ta sama procedura u szczurów Sprague-Dawley (SD) miała 0% przeżycia 24 godziny po operacji. W ten sposób DGS oraz inne modele ssaków adaptacyjnych do zimna stanowią unikalną i solidną platformę do badania mechanizmów leżących u podstaw adaptacji narządów do zimna i tolerancji na przeszczepy, co może wspierać rozwój nowych strategii leczenia lub chirurgii w medycynie transplantacyjnej.
Wprowadzenie
Zimne podgrzewanie oraz reperfuzja niedokrwieniowa są istotnymi czynnikami przyczyniającymi się do uszkodzenia przeszczepu wątroby, zwiększając ryzyko wczesnej dysfunkcji przeszczepu. Chociaż przeszczepienie wątroby u standardowych organizmów gryzoni, takich jak myszy i szczury, zostało pomyślnie ustalone 1,2, ponieważ badania nad tymi gatunkami nietolerującymi zimno dostarczają ograniczonych informacji na temat mechanizmów adaptacji do zimna, postępy w konserwacji narządów i medycynie transplantacyjnej zostały zahamowane.
Opracowanie modeli badawczych przeszczepów w odpowiednich gatunkach adaptacyjnych do zimna może wypełnić taką lukę. Na przykład ssaki hibernatory ewoluowały, aby przetrwać długie okresy niskiej temperatury otoczenia i/lub niedoboru pożywienia 3,4. Podczas hibernacji ich fizjologia przechodzi w cyklach ospałości i stanów pobudzenia między okresem, dzięki czemu są dobrze przystosowane do utrzymania niskiej temperatury ciała oraz znoszenia szybkiego ogrzewania i reperfuzji krwi. Co ciekawe, susły, które potrafią hibernować, wykazują większą odporność na urazy niedokrwieniowo-reperfuzyjne nawet w aktywnym, eutermicznym stanie niż szczury 5,6. W ostatnich latach badania inspirowane hibernatorem ujawniły mechanizmy adaptacyjne do zimna oraz cele podatne na leczenie, które można modulować, aby znacząco złagodzić urazy wywołane magazynowaniem zimna oraz poprawić funkcjonalną regenerację izolowanych tkanek i narządów gatunków niehibernujących 7,8,9,10,11.
Dostosowany z protokołów opracowanych do przeszczepu wątroby u szczurów 12,13,14, przedstawiamy tutaj protokół pozyskiwania wątroby, statycznego przechowywania chłodu i przeszczepu u susła daurskiego (DGS; Spermophilus dauricus), hibernujący gatunek gryzonia zamieszkujący północne Chiny. W naszych rękach biorce przeszczepów DGS mieli 100% przeżywalności po przeszczepie, a przeszczepy od dawców eutermicznych (aktywnych) lub hipotermicznych (torpid) przechowywane były w temperaturze 4 °C w roztworze University of Wisconsin (UW) przez 24 godziny. W wyraźnym kontraście, wskaźnik przeżycia u szczurów Sprague-Dawley (SD) poddanych temu samemu przepływowi wyniósł 0%, co wyraźnie pokazuje zaletę modelu przeszczepu wątroby DGS. Spodziewamy się także długoterminowego przechowywania i przeszczepów innych narządów u DGS lub innych gatunków adaptacyjnych w laboratorium, takich jak susła 13-liniowa (Ictidomys tridecemlineatus) i chomik syryjski (Mesocricetus auratus), co stworzy wyjątkowe możliwości dla naukowców do badania długoterminowej funkcjonalnej regeneracji przeszczepu i kompatybilności z żywicielem oraz testowania nowych leków.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Instytucjonalny ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Pekińskiego (LSC-WangSQ-2). Odpowiednie instrumenty użyte do badania są wymienione w Tabeli Materiałów i przedstawione na Rysunku 1.
UWAGA: Opisano obchodzenie się i rozmnażanie dziko złapanych gatunków gryzoni zimujących w śnie, takich jak susły z 13 liniami, w środowisku laboratoryjnym15,16. DGS użyte w tym badaniu zostały wyprodukowane w laboratorium przez ciężarne kobiety DGS wychwycone na łąkach miasta Zhangjiakou. W czasie eksperymentu miały około 1-2 lata. Jeśli chodzi o pierwotne ciężarne samice DGS, pasożyty zostały usunięte zanim zwierzęta dotarły do laboratorium. Po przybyciu zwierząt przeprowadzono kwarantannę i inspekcję pod kątem powszechnych wirusów, a te z negatywnymi wynikami testów były hodowane w placówce.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
- Zwierzęta doświadczalne
- Korzystaj z dorosłych DGS w wieku 1-2 lat, zarówno mężczyzn, jak i żeńskich, ważących od 180 g do 400 g jako dawców i biorców. Waga biorcy była nieco większa niż dawcy, różnica wynosiła mniej niż 50 g.
- Stosuj dorosłe szczury asystyczne w wieku 8-10 tygodni, zarówno samce, jak i samice, ważące 200-300 g, jako dawców i biorców w grupie kontrolnej. Podczas całego zabiegu eksperymentalnego należy nosić maski chirurgiczne, fartuchy laboratoryjne i rękawice nitrylowe, a także bardzo ciężkie skórzane rękawice podczas obsługi i przenoszenia zwierząt DGS.
UWAGA: Techniki chirurgiczne u szczurów zostały dobrze udokumentowane w innych miejscach. Opisany tutaj protokół koncentruje się na technikach przeszczepu wątroby w DGS.
- Wykonaj mankiety na żyłę wrotną (PV) i podwodprzełową żyłę dolną (IHIVC), odpowiednio z pochwy wprowadzającej 6 F i 8 F. Każdy mankiet składał się z głównego korpusu i przedłużeń o długości 2 mm. Stwórz wiele rowków wokół mankietu, delikatnie zaciskając kleszcze przeciwkomarowe (Rysunek 2).
UWAGA: Średnice PV i IHIVC różnią się znacząco w zależności od wielkości i płci DGS. Dlatego zaleca się przygotowanie mankietów 5-F, 6-F, 7-F i 8-F przed operacją do odpowiedniego wyboru. Zazwyczaj mankiet 5-F lub 6-F jest odpowiedni dla PV, natomiast mankiet 7-F lub 8-F do IHIVC. - Wykonaj stenty dla przewodów żółciowych (3 mm) i tętnicy wątrobowej (2 mm), przecinając cewniki dożylne o pojemności 22 G i 24 G na dwustronne skośne rurki skalpelem.
UWAGA: Unikaj nadmiernego nacisku na stenty, ponieważ może to prowadzić do zwężenia lub zablokowania lumenu, co może zagrozić przeżyciu biorcy.
2. Operacja dawcy
- Początkowe kroki
- Stosuj 5% stężenia izofluranu przy przepływie powietrza 1 L/min do indukcji znieczulenia oraz 2% przy 1 L/min do utrzymania znieczulenia.
- Umieść DGS w pozycji leżącej na desce z poduszką grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała podczas operacji. Ogol sierść z okolic brzucha i zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi dawkami povidonu jodu i 70% etanolu.
- Izolacja wątroby przed perfuzją
- Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca. Wykonaj nacięcie krzyżowe rozciągające się od wyrostka ksunowego do współstyki łonowej i bocznie do linii pachowych środkowych. Wycofaj wyrostek ksunfoidowy za pomocą kleszczy przeciwkomarowych i umieść pod plecami strzykawkę o pojemności 5 ml jako wsparcie.
- Przetnij więzadło liściaste. Wyizoluj lewą żyłę przeponową od żyły nadprzeponowej dolnej (SHIVC) i podwiązuj ją szwizem 7-0. Wypal więzadło wątrobowo-śledzionowe.
- Ostrożnie uwolnij IHIVC powyżej prawej żyły nerkowej z otaczających tkanek za pomocą patyczków kosmetycznych. Podwiązać prawą żyłę nadnerczową i lędźwiową odprowadzającą odpływ do IHIVC w pobliżu wątroby szwami 7-0.
- Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego (CBD). Włóż stent przewodu żółciowego i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0. Pozostawić jeden koniec szwu o długości około 5 mm, aby ułatwić późniejszą anastomozę z CBD biorcy.
- Wyizoluj właściwą tętnicę wątrobową (PHA), tętnicę gastroduodenalną (GDA) oraz tętnicę wątrobową wspólną (CHA) z otaczających tkanek.
- Podaj 1,5 mL heparynizowanej soli fizjologicznej (300 IU/mL) do żyły prącia (dawcy mężczyźni) lub IHIVC (dawcy kobiet).
- Perfuzja wątroby
- Odizoluj aortę brzuszną poniżej lewej żyły nerkowej. Włóż igłę dożylną 7 g do aorty i zabezpiecz ją zaciskiem.
- Naciń przeponę i załóż zacisk naczyniowy na aortę piersiową.
- Przeprowadź przepustkę wątroby przez kaniulę aortalną 20-30 mL zimnego roztworu UW w tempie 180-210 mL/h za pomocą pompy infuzyjnej. Naciń żyłę główną wewnątrzklatkową i IHIVC nad prawą żyłą nerkową, aby umożliwić wypływ perfuzacji.
UWAGA: Reguluj pozycję płatków wątroby za pomocą patyczków watowych, aby zapewnić równomierną perfuzję, ze szczególną uwagę na płaty środkowe i prawe. Perfuzja jest zakończona, gdy cała wątroba wykazuje jednolitą bladość. - Podczas przelewu usuń pęcherzyk żółciowy.
UWAGA: W przeciwieństwie do szczurów, DGS mają pęcherzyk żółciowy. Usunięcie pęcherzyka żółciowego i przepłukanie przewodów żółciowych roztworem UW jest niezbędne, aby zapobiec pooperacyjnej niedrożności dróg żółciowych spowodowanej krzepnięciem żółci.
- Pobranie przeszczepu wątroby po perfuzji
- Za pomocą mikrokleszczy odizoluj PV od otaczającej tkanki łącznej. Podwiązuj i przetnij żyłę odźwiernicową szwem 7-0. Przeciąć pnień PV na poziomie żyły śledzionowej.
- Związać i przeciąć GDA dydystantycznie. Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie CHA. Wkładam stent tętnicy wątrobowej do CHA i zabezpieczam go jedwabnym szwem 7-0, pozostawiając jeden koniec o długości około 5 mm, aby ułatwić późniejszą anastomozę z CHA.
- Rozciągnij SHIVC jak najbliżej przepony.
- Rozciągnij przyłączenia między płatem ogonowym a żołądkiem. Po przecięciu więzadeł grzbietowych całkowicie uruchom wątrobę.
- Włóż wątrobę do stalowej miski o średnicy 7 cm zawierającej zimny roztwór UW. Przenieś miskę do lodówki o temperaturze 4 °C w celu zachowania.
UWAGA: Dla zachowania przeziębienia wątroby dłuższego niż 24 godziny dodaj antybiotyki do roztworu UW, aby zmniejszyć ryzyko infekcji; rozważ wymianę roztworu UW co 24 godziny.
3. Przygotowanie szczepu ex vivo
UWAGA: Przygotuj otwarty pojemnik na lód. Całe przygotowanie do stołu za stołem odbywało się na lodzie.
- Zabezpiecz uchwyt mankietu PV zaciskiem naczyniowym i ustabilizuj go kleszczami przeciwkomarowymi. Delikatnie przeciągnij PV przez mankiet, upewniając się, że nie dochodzi do skręcania. Złóż PV na mankiet i zabezpiecz go szwem 7-0 (Rysunek 3).
- Powtórz powyższą procedurę (krok 3.1) dla mankietu IHIVC.
- Przeprowadź przewod żółciowy przez przewód torbielowaty 2 mL roztworu UW. Następnie podwiązać przewód torbielowaty.
- Przepłukaj przeszczep wątroby 8-10 ml zimnej soli fizjologicznej przez mankiet PV, aby usunąć resztki roztworu UW po przechowywaniu w zimnie.
- Umieść pojedynczy szew jedwabny 7-0 wokół IHIVC między przyczepionym mankietem a prawym dolnym płatem wątroby.
- Obróć wątrobę, aby odsłonić jej górną stronę. Miejsce 8-0 szwy stabilizacyjne na obu bocznych narożnikach SHIVC, wprowadzające się od zewnątrz do wnętrza.
4. Operacja odbiorcy
- Aby uzyskać wstępne kroki, zapoznaj się z protokołem operacji dawcy i powtórz krok 2.1.
- Izolacja wątroby biorcy
- Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca. Wykonaj nacięcie środkowe od wyrostka ksunfoidowego do współstyki łonowej. Wycofaj wyrostek ksifoidalny czaszkowo za pomocą kleszczy przeciwkomarowych i umieść strzykawkę 5 mL pod nią, aby podnieść SHIVC. Bocznie cofnij dwustronne łuki żebrowe.
- Wykonaj zarządzanie więzadłami i naczyniami zgodnie z krokiem 2.2.2.
- Izoluj IHIVC zgodnie z krokiem 2.2.3.
- Przetnij połączenia więzadeł między wątrobą a otrzewną zakrznę. Ostrożnie przełóż kleszcze za SHIVC i załóż wokół niego jedwabny szew 7-0.
- Podwiązuj CBD blisko za pomocą jedwabnego szwu 7-0 i przetnij go nad wiązaniem. Użyj bawełnianej końcówki, aby delikatnie oddzielić przewod żółciowy od PV.
- Przeciąć GDA i PHA między ligacjami. Utworzenie bifurkacji w kształcie litery Y na końcu CHA. Na ligaturze PHA zostaw 2 cm szwu na późniejsze użycie.
- Uwolnij prawą i lewą odnogę PV. Na każdej gałęzi załóż 5 cm szwy 7-0 do dalszej manipulacji.
- Usunięcie wątroby przez biorcę
- Zmniejsz stężenie izofluranu do 0,5% przy przepływie powietrza 0,5 L/min.
UWAGA: Utrzymuj tempo oddechu na poziomie około jednego oddechu na sekundę, regulując waporyzator izofluranowy. Ciągła ocena głębokości znieczulenia przez całą fazę wątkowniczą, aby zapobiec świadomości śródoperacyjnej lub nadmiernemu znieczuleniu prowadzącemu do depresji oddechowej. - Zacisnąć IHIVC nad prawą żyłą nerkową, a następnie zaciskać PV nad żyłą odźwiernicową. Wstrzyknij 1,5 mL soli fizjologicznej do prawego PV w ciągu 10 sekund, używając strzykawki 2 mL, aby wypłukać krew z wątroby.
- Delikatnie cofnij membranę, pociągając za jedwabny szew 7-0 umieszczony wokół SHIVC, a następnie przyłóż zacisk bulldog na SHIVC, w tym na część przepony.
- Przetnij SHIVC tuż nad wątrobą. Zabezpiecz szwy 7-0 na obu gałęziach PV i przetnij PV powyżej tych ligatur. Przeciąć IHIVC blisko miąższa wątroby. Natychmiast usuń wątrobę, przecinając pozostałe przyczepy więzadeł.
- Zmniejsz stężenie izofluranu do 0,5% przy przepływie powietrza 0,5 L/min.
- Rekonstrukcja SHIVC
- Umieść przeszczep wątroby ortotopowo w jamie brzusznej. Wykorzystaj dołączone 8-0 szwy do umieszczenia szwów na obu narożnikach SHIVC odbiorcy, które prowadzą od wnętrza do zewnątrz i zabezpieczają się węzłami.
- Delikatnie przeciągnij luźny koniec prawego szwu bocznie, używając klipsa naczyniowego, aby wyrównać SHIVC.
- Zszyj tylną ścianę 8-10 ciągłymi ściegami, zaczynając od lewego narożnika. Zamykaj przednią ścianę 10-12 ściegami, przesuwając się z prawej na lewą stronę, używając tego samego szwu. Przed zamknięciem przedniej ściany przepłucz komorę SHIVC, aby usunąć powietrze i zapobiec zatorowości powietrznej (Rysunek 4).
- Rekonstrukcja fotowoltaiczna
- Unieś PV za pomocą 5 cm szwów wspornych umieszczonych na obu bifurkacjach, delikatnie podciągając do góry za pomocą zacisków naczyń. Zrób nacięcie w środku gałęzi PV.
- Przepłucz lumen PV solą heparynizowaną (300 IU/mL), a następnie włóż mankiet do PV i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.
- Kolejno zdejmuj zaciski na PV i SHIVC, aby przywrócić perfuzję przeszczepu i zakończyć fazę anhepatyczną (rysunek 5).
- Wykonaj anastomozę IHIVC podobnie jak procedurę PV. Najpierw rozluźnij szew 7-0 wokół strony dawcy, a następnie zdejmij zacisk ze strony biorcy.
- Rekonstrukcja tętnicy wątrobowej
- Załóż mikronaczyniowy klips, aby zatkać przepływ krwi w CHA biorcy.
- Wykonaj małe nacięcie na rozgałęzieniu konfiguracji Y na końcu CHA odbiorcy. Przepłucz lumen CHA solą heparynizowaną (300 IU/mL), a następnie włóż stent do CHA i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.
- Zwiń szwy na wstrzymce zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, aby zapobiec przesunięciu stentu. Zwolnij mikronaczyniowy klips, aby przywrócić przepływ tętnicze (Rysunek 6).
- Rekonstrukcja przewodów żółciowych:
- Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie CBD biorcy. Wprowadź stent przewodu żółciowego do lumenu CBD biorcy i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.
- Zwiąż szwy na wstrzymce zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, aby zapobiec przesunięciu stentu (Rysunek 7).
- Po zakończeniu procedur rekonstrukcji zamknąć nacięcie brzuszne w dwóch warstwach za pomocą ciągłych szwów 3-0 (Rysunek 8).
- Umieść odbiorcę w czystej, podgrzewanej klatce i monitoruj powrót do zdrowia co 1-2 godziny przed powrotem do ośrodka mieszkalnego. Podskórnie podawaj buprenorfinę (0,3 mg/kg) raz dziennie przez 3 dni w celu leczenia przeciwoperacyjnego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Średnie czasy trwania zabiegów chirurgicznych były następujące: operacja dawcy wyniosła średnio 24,8 ± 2,3 minuty, operacja na stole oddechowym 15,4 ± 1,3 minuty, operacja biorcy 52,7 ± 5,1 minuty, a faza anhepatyczna 14,2 ± 1,5 minuty.
Odbiorcy przeszczepów wątroby przechowywanych w zimnym roztworze UW przez 24 godziny wykazywali 100% przeżywalności po 7 dniach po transplantacji, niezależnie od tego, czy przed przeszczepem byli...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Bazując na technice podwójnego mankietuKamady nr 2, z powodzeniem ustanowiliśmy pierwszy ortotopowy model przeszczepu wątroby w DGS. Ze względu na różnice anatomiczne między DGS a tradycyjnymi modelami szczurów, kluczowe są szczególne kwestie dotyczące przygotowania materiału, zabiegów chirurgicznych i leczenia pooperacyjnego.
Czynniki takie jak hibernacja i zapasy tłuszczu przyczyniają się do istotnych indywidualnych różnic masowych u dorosłych DGS, w zakresie od 150 g...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.
Podziękowania
Prace te były wspierane przez Główny Projekt Nauki i Technologii Niezakaźnych Chorób Przewlekłych – Narodowy Nauki i Technologię (2023ZD0507600) oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82371794 i 82170671). Prace były również sponsorowane przez Fundację Edukacji Uniwersytetu Zhejiang oraz Fundację Talentów akademika Shusena Lanjuana. Chcielibyśmy również podziękować profesor Danie K. Merriman z Uniwersytetu Wisconsin w Oshkosh za jej pracę nad hodowlą 13-liniowych susłów oraz za hojne dzielenie się cennymi spostrzeżeniami i doświadczeniami w laboratorium w hodowli modeli gryzoni hibernacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szwy 3-0 z igłami | Jinhuan Medical Products Co., Ltd | R315 | Do zamykania skóry |
| Szew jedwabny 7-0 | Braintree, sci, inc | SUT-S103 | |
| 7F Wprowadzający Schowek | Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd. | DQ07083818S | Mankiet dla IHIVC |
| 8-0 Szwy z igłami | Jinhuan Medical Products Co., Ltd. | H821 | Dla anastozy SHIVC |
| 8F Wprowadzający pochwówkę | Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd. | DQ08083818S | Mankiet dla IHIVC |
| Aparat do znieczulenia | RWD life Science Co. | R500 | |
| Zatrzymanie krwi | Ningbo Shunye Medical Co., Ltd. | BDD-YE-DT-1 | |
| Zacisk Bulldog (lekko zakrzywiony) | Jinzhong Medical Products Co., Ltd. | XEC120 | SHIVC |
| Buprenorfina | Instytut Badań Farmaceutycznych w Tianjin Pharmaceutical Co., Ltd | H12020275 | Środek przeciwbólowy |
| Cefuroksim sodu | Esseti FarmaceuticiS.r.l | H20160013 | Antybiotyk |
| Patyki watowe | Fuqing Health & Healthy & Integralna medycyna | 20230R | |
| Zakrzywione mikrokleszcze | RWD life Science Co. | F11031-11 | Narzędzie chirurgiczne |
| Zakrzywione mikronożyczki | 66 Vision Tech Co., Ltd. | 54108B | Narzędzie chirurgiczne |
| Wymazy gazy | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Zastrzyk z sodu z heparyną | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Pompa infuzyjna | Howkmed Co., Ltd. | HK-400 | |
| Izofluran | RWD life Science Co. | 21070201 | |
| Uchwyt na mikroigły | World Precision Instruments Co., Ltd. | 555408 NT | Narzędzie chirurgiczne |
| Klips mikronaczyniowy | RWD life Science Co. | R31005-06 | PV i IHIVC |
| Micro Vessel clip applicator | RWD life Science Co. | R34001-14 | Narzędzie chirurgiczne |
| Uchwyt na igły | RWD life Science Co. | F31025-13 | Zamknięcie brzucha |
| Sól fizjologiczna | Zhejiang Tianrui Pharmaceutical Co.,Ltd | 716092103 | |
| Proste mikrokleszcze | RWD life Science Co. | F11029-11 | Narzędzie chirurgiczne |
| Mikroskop chirurgiczny | Leica | M650 | |
| Platforma chirurgiczna | Nie ma | Nie ma | Custom, magnetyczny |
| Kleszcze tkankowe | RWD life Science Co. | F12002-12 | Narzędzie chirurgiczne |
| Nożyce tkankowe | RWD life Science Co. | S12003-09 | Narzędzie chirurgiczne |
| Rozwiązanie UW | Systemy odzyskiwania organów | SPS-1 | Perfuzja i przechowywanie organów |
Bibliografia
- Zeng, Q., et al. Successful orthotopic liver transplantation in mice utilizing microcomputed tomography angiography. J Vis Exp. (199), e65537(2023).
- Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
- Dausmann, K. H., Glos, J., Ganzhorn, J. U., Heldmaier, G. Hibernation in a tropical primate. Nature. 429 (6994), 825-826 (2004).
- Arnold, C. Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism. Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).
- Lindell, S. L., et al. Natural resistance to liver cold ischemia-reperfusion injury associated with the hibernation phenotype. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 288 (3), G473-G480 (2005).
- Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. The arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia. Stroke. 37 (5), 1261-1265 (2006).
- Zhang, L., et al. Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion. Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).
- Zhang, X., et al. Cold-induced FOXO1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage. Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).
- Zhang, X., et al. 5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation. Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).
- Ou, J., et al. iPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications. Cell. 173 (4), 851-863.e16 (2018).
- Ratigan, E. D., McKay, D. B. Exploring principles of hibernation for organ preservation. Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).
- Chen, X. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. J Vis Exp. (165), (2020).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. J Vis Exp. (65), (2012).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. (73), (2013).
- Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus. Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).
- Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus). Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).
- Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation-a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl Int. 18 (1), 56-64 (2005).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
