Obecny protokół opisuje nowatorską metodę unikania zanieczyszczenia krwi mysim płynem do płukania nosa (NLF). Ponieważ metoda ta zapewnia pobranie NLF bez zanieczyszczenia krwi, pozwala na dokładniejsze wykrywanie składników immunologicznych i różnych patogenów układu oddechowego.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pobieranie płynu do płukania nosa dla myszy bez zanieczyszczenia krwi
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Próbki z górnych dróg oddechowych, w tym płyn z płukania nosa (NLF) i wymazy z nosa, są przydatne w wykrywaniu patogenów, w tym wirusów i bakterii, które mogą powodować choroby układu oddechowego. NLF został wykorzystany do badania składników komórkowych i humoralnych w układzie oddechowym, na przykład w ocenie indukcji immunoglobuliny (Ig) A po szczepieniach błony śluzowej. U gryzoni doświadczalnych próbki NLF można pobrać drogą przezgardłową lub przeztchawiczą. Chociaż stwierdzono, że droga przezgardłowa jest bardziej skuteczna w pobieraniu próbek NLF niż droga przeztchawicza, próbki NLF pobrane drogą przezgardłową były często zanieczyszczone krwią, wpływając na poziomy zawartości komórkowej i humoralnej w oryginalnych próbkach NLF. W związku z tym badanie to miało na celu ustanowienie nowatorskiej metody pobierania NLF u myszy eksperymentalnych w celu zminimalizowania zanieczyszczenia krwi. Na krótko, zanim dolna szczęka myszy została oddzielona, waciki umieszczono w ustach, aby wchłonąć krew. Po zatrzymaniu krwawienia próbki NLF pobrano, wkładając mikropipetę do choany i dwukrotnie przepłukując 200 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (końcowa objętość: 400 μl/mysz). Aby wykryć zanieczyszczenie krwi, zastosowano prosty i czuły kryminalistyczny test luminolowy, który wykrywa hemoglobinę. Test luminolu wykazał, że zanieczyszczenie krwi było wykrywalne w próbkach NLF pobranych metodą konwencjonalną (bez wacików), ale nie w próbkach pobranych metodą nową (z wacikami). Ze względu na zanieczyszczenie krwi całkowite stężenia IgA i IgG w próbkach NLF były wyższe w metodzie konwencjonalnej niż w nowej metodzie; Wiadomo, że krew zawiera znacznie wyższe poziomy IgA i IgG niż NLF. Dlatego ta unikalna metoda może być stosowana jako prosta i czuła metoda pobierania próbek NLF od myszy eksperymentalnych, aby zapobiec zanieczyszczeniu krwi.
Wprowadzenie
Zarówno w badaniach klinicznych, jak i podstawowych, odpowiednie metody pobierania próbek są najważniejsze dla oceny wyników. Płukanie nosa to technika irygacji stosowana do analizy składników komórkowych i humoralnych w drogach oddechowych1,2,3. Klinicznie płyn z płukania nosa (NLF) został wykorzystany jako skuteczna nieinwazyjna próbka do odkrywania biomarkerów, z kilkoma badaniami potwierdzającymi jego zastosowanie w różnych chorobach układu oddechowego, w tym zapaleniu zatok, mukowiscydozie i ogólnych zaburzeniach układu oddechowego4,5,6,7. U zwierząt doświadczalnych NLF został również wykorzystany do badania modeli chorób układu oddechowego, w tym grypy, choroby koronawirusowej-2019 (COVID-19) i choroby alergicznej3,8,9. Metoda ta jest szeroko stosowana do określania kluczowych biomarkerów stanu zapalnego, takich jak komórki wielojądrzaste i cytokiny, które są często badane jako wskaźniki odpowiedzi na alergeny, astmę i infekcje dróg oddechowych10,11,12. Ostatnio, w celu zbadania skuteczności i bezpieczeństwa potencjalnych kandydatów na szczepionki donosowe, próbki NLF były często pobierane od zwierząt doświadczalnych, a poziomy patogenu i immunoglobuliny (Ig) w próbkach NLF zostały określone ilościowo jako wskaźniki13.
U myszy eksperymentalnych, NLF może być pobierany metodą przezgardłową lub transtchawiczą. W metodzie przezgardłowej mysia głowa, w tym obszar podniebienno-gardłowy, została oddzielona od krtani, a następnie przez otwór gardłowy wprowadzono cewnik do choany w celu wstrzyknięcia soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i pobrania NLF z nozdrza14. Metoda transtchawicza pozwoliła uzyskać dostęp do dróg oddechowych przez tchawicę bez odcinania głowy, a NLF pobrano z nozdrza, minimalizując ryzyko zanieczyszczenia krwi. Chociaż te dwie podstawowe metody zostały zastosowane do zbierania NLF u myszy eksperymentalnych, obie konwencjonalne metody mają swoje własne ograniczenia. Wykazano, że metoda przeztchawicza daje mniejsze ilości NLF niż metoda przezgardłowa ze względu na wyciek płynu z płukania przez tchawicę do jamy ustnej. Poprzednie badanie wykazało, że po wstrzyknięciu PBS odzyskane objętości płynów w NLF wynosiły 70%-80% i 90%-100% odpowiednio w metodzie transtchawiczej i przezgardłowej14. Chociaż metoda przezgardłowa może być uważana za lepszą przy większych ilościach NLF niż metoda przeztchawicza, zanieczyszczenie krwi podczas zabiegu było do pewnego stopnia nieuniknione14,15. Podobnie, kilka badań wykazało, że próbki NLF były często zanieczyszczone wysokim poziomem białek w surowicy krwi16,17,18. Może to zakłócać wykrywanie i kwantyfikację specyficznych dla NLF biomarkerów chorób układu oddechowego19. Może to również wpływać na stężenia Ig, zwłaszcza IgA i IgG, w próbkach NLF, ponieważ krew zawiera większe ilości IgA i IgG niż NLF.
Aby sprostać tym wyzwaniom, to badanie miało na celu stworzenie unikalnej, prostej i niezawodnej metody przezgardłowej do pobierania próbek NLF od myszy eksperymentalnych, maksymalizując wydajność próbek i minimalizując zanieczyszczenie krwi. Podczas procesów eksperymentalnych waciki umieszczono w ustach myszy w celu zahamowania zanieczyszczenia krwi, a następnie wstrzyknięto PBS w celu pobrania próbek NLF z nozdrza. Poziomy zanieczyszczenia krwi w NLF określono za pomocą techniki kryminalistycznej, chemiluminescencji opartej na luminolach, która umożliwia częściową kwantyfikację poziomów hemoglobiny (Hb) w próbkach NLF; reakcja luminolu w NLF zebrana nową metodą była ujemna. W związku z tym obecna nowatorska metoda może poprawić jakość próbki NLF w różnych eksperymentach biologicznych, takich jak testy immunoenzymatyczne (ELISA), profile cytokin, oznaczanie biomarkerów immunologicznych i medycznych oraz modele chorób układu oddechowego u myszy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Wydziału Medycyny Uniwersytetu Kindai i przeprowadzone zgodnie z kryteriami określonymi przez National Institutes of Health (NIH)20. W tym badaniu wykorzystano 4-miesięczne samce myszy C57BL/6. Informacje o odczynnikach i sprzęcie użytym w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Kolekcja NLF
- Poddaj mysz eutanazji za pomocą 5% izofluranu21 zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami.
- Połóż mysz na plecach na płytce chirurgicznej i przymocuj ją, przytrzymując wszystkie cztery kończyny.
- Pobrać krew z serca za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml.
- Otwórz jamę brzuszną za pomocą nożyczek, aby odsłonić narządy trzewne i przeponę.
- Naciąć przeponę i żebra za pomocą nożyczek, aby zobaczyć prawy przedsionek.
- Nakłuj prawy przedsionek nożyczkami, aby dalej usunąć krew.
- Umieść trzy waciki w pysku zwierzęcia, ciągnąc za język.
- Oddziel dolną szczękę za pomocą nożyczek, jednocześnie podnosząc głowę (pozycja nosem do góry), aby zahamować zanieczyszczenie krwi w NLF.
- Wymień waciki na nowe, aby uniknąć zanieczyszczenia krwi.
- Po ustaniu krwawienia wstrzyknąć 200 μl sterylnego PBS do choany i zebrać NLF wyrzucony z nozdrzy do probówki o pojemności 1,5 ml.
- Powtórz krok 1.10 jeszcze raz.
2. Wykrywanie zanieczyszczenia krwi przez chemiluminescencję luminolu
- Rozpuścić 1 mg luminolu i 5 mg nadtlenku sodu (Na2O2) w 1 ml sterylnej wody, używając probówki o pojemności 1,5 ml do przygotowania roztworu podstawowego.
UWAGA: Końcowe stężenie wynosi 1 mg/ml luminolu i 5 mg/ml Na2O2. - Przykryj probówkę folią aluminiową i przechowuj ją w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
- Rozcieńczyć roztwór podstawowy 10-krotnie wodą dejonizowaną, aby uzyskać roztwór roboczy.
UWAGA: Końcowe stężenie wynosi 0,1 mg/ml luminolu i 0,5 mg/ml Na2O2. - Pobrać pipetę z 2 μl próbek NLF do studzienek na płytce 96-dołkowej.
- Dodać 100 μl rozcieńczonego roztworu luminolu do każdej studzienki.
- Krótko wstrząsnąć płytką 96-dołkową, aby wymieszać próbki z roztworem luminolu.
- Bezpośrednio obserwuj chemiluminescencję luminolu w ciemności.
- W razie potrzeby częściowo określić ilościowo stężenie Hb za pomocą luminometru.
3. Kwantyfikacja IgA i IgG za pomocą testów ELISA
- Pokryj studzienki 96-dołkowe płytkami 100 μl / basenik całkowitego przeciwciała anty-mysiego IgA (20 ng / basenik; 200 ng / ml) lub IgG (10 ng / basenik; 100 ng / ml) (patrz tabela materiałów).
- Uszczelnić płytki i inkubować je w temperaturze 4 °C przez noc.
- Umyj płytki trzykrotnie 300 μl/studzienkę buforu myjącego zawierającego 0,05% Tween 20 w PBS za każdym razem, a następnie osusz płytki na ręcznikach papierowych.
- Do każdej studzienki dodać 200 μl rozcieńczalnika do oznaczania zawierającego 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 0,2% Tween 20 w PBS.
- Inkubować płytki w temperaturze pokojowej (RT) przez 60 minut.
- Zassać rozcieńczalnik do oznaczania, a następnie osuszyć płytki na ręcznikach papierowych.
- Przygotować 100 ng/ml mysiego wzorca IgA lub IgG z rozcieńczalnikiem do oznaczania i wykonać dwukrotne seryjne rozcieńczenia: 50 ng/mL, 25 ng/mL, 12,5 ng/mL, 6,25 ng/ml, 3,13 ng/mL, 1,56 ng/ml i 0,78 ng/mL.
UWAGA: Wymagana objętość każdego wzorca wynosi 100 μl na studzienkę. - Rozcieńczyć próbki rozcieńczalnikiem do oznaczania w odpowiednich rozcieńczeniach: surowicy (104 do 106), NLF (10, 50, 200 i 500) i BALF (101 do 104).
UWAGA: Wymagana objętość każdej próbki wynosi 100 μl na studzienkę. - Dodać 100 μl wzorców IgA lub IgG i próbek do odpowiednich studzienek.
- Inkubować płytki w temperaturze pokojowej przez 75 minut.
- Umyj płytki trzykrotnie 300 μl/studzienkę buforu myjącego za każdym razem, a następnie osusz płytki na ręcznikach papierowych.
- Rozcieńczyć sprzężone z peroksydazą przeciwciało anty-mysie F(ab')2 (patrz tabela materiałów) rozcieńczalnikiem do oznaczania w odpowiednim rozcieńczeniu: 104-krotne rozcieńczenie.
UWAGA: Wymagana objętość to 100 μl na studzienkę. - Dodać 100 μl rozcieńczonego przeciwciała anty-mysiego F(ab')2 sprzężonego z peroksydazą do każdej studzienki.
- Inkubować płytki w temperaturze pokojowej przez 75 minut.
- Umyj płytki pięciokrotnie za każdym razem 300 μl/dołek buforu myjącego, a następnie osusz płytki na papierowych wieżach.
- Do każdej studzienki dodać 100 μl roztworu substratu zawierającego tetrametylobenzydynę (TMB) i nadtlenek wodoru.
- Inkubować płytki w temperaturze pokojowej przez 5 minut.
- Dodać 50 μl roztworu zatrzymującego, 2 N kwasu siarkowego (2NH2SO4) do każdego dołka.
- Zmierzyć absorbancję przy długości fali 450 nm za pomocą czytnika mikropłytek.
- Określić stężenia IgA i IgG w każdej próbce, wykorzystując krzywe wzorcowe.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Stosując metodę konwencjonalną lub nową, pobrano próbki NLF od myszy C57BL/6 drogą transfaringealną. Jak pokazano na Rysunku 1, próbki NLF pobrane metodą konwencjonalną miały lekko różowy odcień (Rysunek 1A); próbki NLF pobrane nową metodą były przejrzyste (Rysunek 1B). Ponieważ różnica ta wydawała się wynikać z zanieczyszczenia krwi w próbkach NLF pobranych metodą konwencjonalną, zanieczyszczenie krwi w tych próbkach zbadano za pom...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Płukanie nosa jest cenną techniką pozyskiwania informacji biochemicznych, cytologicznych i biologicznych w chorobach układu oddechowego, takich jak grypa i COVID-1923. Oprócz identyfikacji różnych komórek naciekających, skład niekomórkowy dróg oddechowych można badać na podstawie próbek NLF przy użyciu różnych metod, takich jak ELISA, immunoblot i ilościowa reakcja łańcuchowa polimerazy 1,19,24. W tym prz...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy Seiichi Omura, Ph.D., Cong Thanh Nguyen, M.D., Ph.D., Kota Moriguchi, M.D., Ph.D., Reona Shiro, M.D., i Sandesh Rimal, M.S., Department of Microbiology, Kindai University Faculty of Medicine, oraz Hirotaka Ebina, Ph.D., Shinya Okamura, Ph.D., i Yasuo Yoshioka, Ph.D., Virus Vaccine Group, BIKEN Innovative Vaccine Research Alliance Laboratories, Research Institute for Microbial Diseases, Uniwersytet w Osace, za pomocne dyskusje. Wyrażamy również naszą wdzięczność członkom Instytutu Badawczego Nauk Przyrodniczych Uniwersytetu Kindai za ich doskonałą pomoc techniczną. Prace te były wspierane przez Ministerstwo Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii Japonii poprzez stypendium Monbukagakusho (MEXT, 2021-2025) (I.A.), Grant-in-Aid for Scientific Research KAKENHI od Japońskiego Towarzystwa Promocji Nauki (JSPS) JP23K06493 (FS), JP21K07287/JP24K10500 (A.-M. P.) i JP22K18378/JP24K10163 (IT) oraz Kindai University Research Enhancement Grant KD2406 (FS) i KD2506 (IT).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Igła do mocowania zwierząt | Natsume Seisakusho Co., Ltd., Tokio, Japonia | KN-358-A | Naprawiliśmy mysz za pomocą igieł do mocowania zwierząt. Stal nierdzewna; długość całkowita, 23 mm; i końcówka igły, 15 mm. |
| BD OptEIATM Zestaw odczynników do substratów TMB | BD Biosciences, San Diego, CA, USA | 555214 | Dodaliśmy 100 μ L roztworu substratu TMB na studzienkę. |
| Bell Jar | NA | NA | Do znieczulenia użyliśmy słoika dzwonowego. |
| Przezroczyste, niesterylne płytki immunologiczne 96-dołkowe z płaskim dnem | ThermoFisher Scientific, Rochester, NY, USA | 442404 | Użyliśmy przezroczystych, niesterylnych 96-dołkowych płytek immunologicznych z płaskim dnem z obróbką powierzchniową MaxiSorp do testów immunoenzymatycznych. |
| Wacik | Sansho Co., Ltd., Tokio, Japonia | 94-1951 | Użyliśmy bawełnianych kulek, aby uniknąć zanieczyszczenia krwi. Średnica wacików wynosiła 7 mm. |
| Płodowa surowica bydlęca | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO, USA | 172012-500 ML | Dodaliśmy 10% płodowej surowicy bydlęcej do rozcieńczalnika do oznaczania. |
| Kleszcze (Mikro pęsety do eksperymentów badawczych, zakrzywiona końcówka) | Sansho Co., Ltd., Tokio, Japonia | 91-1506 | Do sekcji użyliśmy kleszczy. Model, HSC 551-10; i na całej długości, 105 mm. |
| Kleszcze (precyzyjna pęseta) | Sansho Co., Ltd., Tokio, Japonia | 91-2772 | Do sekcji użyliśmy kleszczy. Model, HSC 607-12; całkowita długość, 120 mm; i średnica końcówki 0,3 mm. |
| Goat Anti-Mouse IgA-UNLB | SouthernBiotech, Birmingham, AL, USA | 1040-01 | Pokryliśmy przezroczyste, płaskodenne, niesterylne immunoniesterylne 96-dołkowe płytki 100 μ L/basenik (20 ng/basenik) całkowitej immunoglobuliny A. |
| Izofluran | Viatris Inc., Canonsburg, PA, USA | NA | Do znieczulenia stosowaliśmy izofluran. |
| Zestaw odczynników Luminol Rection | FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation, Osaka, Japonia | 124-06511 | Użyliśmy zestawu odczynników reakcyjnych luminolu do wykrywania hemoglobiny w próbkach NLF. |
| Microtube | Watson Co., Ltd., Tokio, Japonia | 131-7155C | Używaliśmy mikroprobówek do zbierania NLF i BALF (mikroprobówka 1,5 ml z nasadką blokującą, okrągłe dno, miękka nasadka dotykowa). |
| Milli-Q water | Merck KGaA, Darmstadt, Niemcy | Milli-Q Direct 8 | Użyliśmy wody MilliQ do przygotowania roztworu rekcydencyjnego luminolu. |
| Mini-Shaker PSU-2T | Biosan Ltd., Ryga, Łotwa | PSU-2T | Wytrząsaliśmy 96-dołkowe płytki za pomocą Mini-Shaler PSU-2T. |
| Szczep myszy | CLEA Japan, Inc., Tokio, Japonia | NA | użyliśmy 4-miesięcznych samców myszy C57BL / 6. |
| Nunc MicroWell 96-Well, płaskodenna mikropłytka z płaskim dnem Nunclon MicroWell 96-Well, | Thermo Fisher Scientific Nunc A/S . Kamstrupvej,Roskilde, Dania | 136101 | Do testu luminolu użyliśmy NuncTM MicroWellTM 96-Well, Nunclon Delta-Treated, Flat-Bottom Microplate do testu luminolu. |
| AffiniPure F(ab')2 Fragment koziołka anty-mysia IgG, F(ab')2 Fragment specyficzny (minimalna reakcja krzyżowa na białka surowicy ludzkiej, bydlęcej i końskiej) | Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc., West Grove, PA, USA | 115-036-072 | Dodaliśmy 100 μ L sprzężonego z peroksydazą fragmentu AffiniPure F(ab')2 koziego anty-mysiego IgG, F(ab'))2 specyficznego dla fragmentu, jako przeciwciało detekcyjne (10 000-krotne rozcieńczenie) do każdej studzienki. |
| Sól fizjologiczna buforowana fosforanami | Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO, USA | D8537-500ML | Użyliśmy soli fizjologicznej buforowanej fosforanami firmy Dulbecco (zmodyfikowanej bez chlorku wapnia i chlorku magnezu, płynnej, sterylnie filtrowanej, odpowiedniej do ekstrakcji komórek) do zbierania NLF i BALF. |
| Pipeta | Watson Co., Ltd., Tokio, Japonia | NA | Użyliśmy 200-μ Pipeta L do płukania nosa. |
| Końcówka do pipet | Watson Co., Ltd., Tokio, Japonia | NA | Użyliśmy 200-μ L końcówka do pipet multifit do płukania nosa. |
| Monolaurynian polioksyetylenu(20) sorbitanu (Tween 20) | FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation, Osaka, Japonia | 167-11515 | Dodaliśmy 0,05% Tween 20 do buforu myjącego i 0,2% Tween 20 do rozcieńczalnika do oznaczania. |
| Oczyszczone kozie przeciwciało anty-mysie IgG (minimalna reaktywność x) | BioLegend, San Diego, CA, USA | 405301 | Pokryliśmy przezroczyste, płaskodenne, niesterylne 96-dołkowe płytki immunologiczne o płaskim dnie 100 μ L/basenik (10 ng/basenik) całkowitej immunoglobuliny G. |
| Małe nożyczki, podwójnie spiczaste | Sansho Co., Ltd., Tokio, Japonia | 91-7005 | Do rozwarstwienia użyliśmy nożyczek. Model, S-4A; i na całej długości, 115 mm. |
| Kwas siarkowy | Wako Pure Chemical Industries, Ltd, Tokio, Japonia | 192-04755 | Dodaliśmy 50 μ L 2 N kwasu siarkowego do każdej studzienki, aby zatrzymać reakcję. |
| Cewnik dożylny Surflo | Terumo Corporation, Tokio, Japonia | SR-FS2032 | Użyliśmy cewnika dożylnego surflo i wstrzyknęliśmy PBS do tchawicy w celu płukania oskrzeli. Cewnik, 20G; długość cewnika, 32 mm; średnica wewnętrzna cewnika, 0,80 mm; średnica zewnętrzna cewnika, 1,1 mm; i igła wewnętrzna, 22G. |
| Proste nożyczki chirurgiczne | Sansho Co., Ltd., Tokio, Japonia | 91-7004 | Do dysekcji użyliśmy nożyczek. Model, S-3B; i na całej długości, 120 mm. |
| Płytka chirurgiczna | Natsume Seisakusho Co., Ltd., Tokio, Japonia | KN-321-B | Do sekcji użyliśmy tablicy korkowej. Głębokość, 20 cm; szerokość, 15 cm; i wysokość 3 cm. |
| Hybrydowy wielomodowy czytnik mikropłytek Synergy H1 | Agilent Technologies, Inc., Santa Clara, Kalifornia, Stany Zjednoczone | Zmierzyliśmy absorbancję próbek przy długości fali 450 nm, używając hybrydowego wielomodowego czytnika mikropłytek Synergy H1. | |
| Syringe | Terumo Corporation, Tokio, Japonia | SS-01T | Użyliśmy strzykawki o pojemności 1 ml do pobrania krwi z serca. |
| Wątek | Niccho Kogyo Co., Ltd. Tokio Japonia | NA | Zawiązaliśmy cewnik z gwintem, aby zapewnić prawidłowe ułożenie podczas zabiegu. |
Bibliografia
- Cortegano, I., et al. Age-dependent nasal immune responses in non-hospitalized bronchiolitis children. Front Immunol. 13, 1011607(2022).
- Yao, S., et al. Control of pathogenic effector T-cell activities in situ by PD-L1 expression on respiratory inflammatory dendritic cells during respiratory syncytial virus infection. Mucosal Immunol. 8 (4), 746-759 (2015).
- Gould, V. M. W., et al. Nasal IgA provides protection against human influenza challenge in volunteers with low serum influenza antibody titre. Front Microbiol. 8, 900(2017).
- Casado, B., Pannell, L. K., Viglio, S., Iadarola, P., Baraniuk, J. N. Analysis of the sinusitis nasal lavage fluid proteome using capillary liquid chromatography interfaced to electrospray ionization-quadrupole time of flight-tandem mass spectrometry. Electrophoresis. 25 (8), 1386-1393 (2004).
- Hull, J., Skinner, W., Robertson, C., Phelan, P. Elemental content of airway surface liquid from infants with cystic fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 157 (1), 10-14 (1998).
- Roponen, M., et al. Inflammatory mediators in nasal lavage, induced sputum and serum of employees with rheumatic and respiratory disorders. Eur Respir J. 18 (3), 542-548 (2001).
- Santos Galvão, C. E., et al. Inflammatory mediators in nasal lavage among school-age children from urban and rural areas in São Paulo, Brazil. São Paulo Med J. 122 (5), 204(2004).
- Winkler, E. S., et al. SARS-CoV-2 causes lung infection without severe disease in human ACE2 knock-in mice. J Virol. 96 (1), e01511-e01521 (2022).
- Kieran, T. J., et al. Exploring associations between viral titer measurements and disease outcomes in ferrets inoculated with 125 contemporary influenza A viruses. J Virol. 98 (2), e01661-e01723 (2024).
- Peden, D. B. The use of nasal lavage for objective measurement of irritant-induced nasal inflammation. Regul Toxicol Pharmacol. 24 (1 II), 68-75 (1996).
- Rusznak, C., et al. Mechanisms of pollution-induced allergy and asthma. Rev Fr Allergol Immunol Clin. 38 (7 Suppl. 1), 397-402 (1998).
- Laumbach, R. J., et al. Nasal effects of a mixture of volatile organic compounds and their ozone oxidation products. J Occup Environ Med. 47 (11), 1182-1189 (2005).
- Kawai, A., et al. The potential of neuraminidase as an antigen for nasal vaccines to increase cross-protection against influenza viruses. J Virol. 95 (20), 1180-1201 (2021).
- Cho, S. H., et al. Spontaneous eosinophilic nasal inflammation in a genetically-mutant mouse: Comparative study with an allergic inflammation model. PLoS One. 7 (4), e35114(2012).
- Puchta, A., Verschoor, C. P., Thurn, T., Bowdish, D. M. E. Characterization of inflammatory responses during intranasal colonization with Streptococcus pneumoniae. J Vis Exp. (83), e50490(2014).
- Ghafouri, B., et al. Comparative proteomics of nasal fluid in seasonal allergic rhinitis. J Proteome Res. 5 (2), 330-338 (2006).
- Lindahl, M., Ståhlbom, B., Svartz, J., Tagesson, C. Protein patterns of human nasal and bronchoalveolar lavage fluids analyzed with two-dimensional gel electrophoresis. Electrophoresis. 19 (18), 3222-3229 (1998).
- Lindahl, M., Ståhlbom, B., Tagesson, C. Identification of a new potential airway irritation marker, palate lung nasal epithelial clone protein, in human nasal lavage fluid with two-dimensional electrophoresis and matrix-assisted laser desorption/ionization-time of flight. Electrophoresis. 22 (9), 1795-1800 (2001).
- Schoenebeck, B., et al. Improved preparation of nasal lavage fluid (NLF) as a noninvasive sample for proteomic biomarker discovery. Biochim Biophys Acta Proteins Proteomics. 1854 (7), 741-745 (2015).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
- Roustan, A., et al. Evaluating methods of mouse euthanasia on the oocyte quality: Cervical dislocation versus isoflurane inhalation. Lab Anim. 46 (2), 167-169 (2012).
- Park, A. M., Tsunoda, I. Forensic luminol reaction for detecting fecal occult blood in experimental mice. Biotechniques. 65 (4), 227-230 (2018).
- Gao, K. M., et al. Human nasal wash RNA-Seq reveals distinct cell-specific innate immune responses in influenza versus SARS-CoV-2. JCI Insight. 6 (22), e152288(2021).
- Kirkeby, L., et al. Immunoglobulins in nasal secretions of healthy humans: Structural integrity of secretory immunoglobulin A1 (IgA1) and occurrence of neutralizing antibodies to IgA1 proteases of nasal bacteria. Clin Diagn Lab Immunol. 7 (1), 31-39 (2000).
- Webb, J. L., Creamer, J. I., Quickenden, T. I. A comparison of the presumptive luminol test for blood with four non-chemiluminescent forensic techniques. Luminescence. 21 (4), 214-220 (2006).
- Ahmad, I., et al. Exploring the role of platelets in virus-induced inflammatory demyelinating disease and myocarditis. Int J Mol Sci. 25 (6), 3460(2024).
- Olsson, T., Bergström, K., Thore, A. A sensitive method for determination of serum hemoglobin based on iso-luminol chemiluminescence. Clin Chim Acta. 122 (2), 125-133 (1982).
- Van der Meer, W., Dinnissen, J. M. B., de Keijzer, M. H. Evaluation of the Sysmex XT-2000i, a new automated haematology analyser. Sysmex. (2002), Available at: https://www.sysmex.co.jp/en/products_solutions/library/journal/vol12_no2/summary03.html (2002).
- Oshiro, I., Takenaka, T., Maeda, J. New method for hemoglobin determination by using sodium lauryl sulfate (SLS). Clin Biochem. 15 (2), 83-88 (1982).
- Hamaguchi, Y., Oshiro, I., Maeda, J. A study on reaction mechanism of sodium lauryl sulfate-hemoglobin (SLS-Hb), Part 1. Rinsho Byori. 40 (6), 649-654 (1992).
- McGee, D. W., McMurray, D. N. The effect of protein malnutrition on the IgA immune response in mice. Immunology. 63 (1), 25(1988).
- Castigli, E., et al. Impaired IgA class switching in APRIL-deficient mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (11), 3903-3908 (2004).
- Matsuo, K., et al. CCL28-deficient mice have reduced IgA antibody-secreting cells and an altered microbiota in the colon. J Immunol. 200 (2), 800-809 (2018).
- McDonald, K. G., et al. Aging impacts isolated lymphoid follicle development and function. Immun Ageing. 8 (1), 1-12 (2011).
- Abolins, S., et al. The comparative immunology of wild and laboratory mice, Mus musculus domesticus. Nat Commun. 8 (1), 1-13 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
