Artykuł metodologiczny

Opracowanie innowacyjnego urządzenia oświetleniowego opartego na diodach LED do zastosowania terapii fotodynamicznej in vitro z użyciem róży bengalskiej

DOI:

10.3791/68462

⸱

12 września 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Inserm, CHU Lille, U1189-ONCO-THAI-Assisted Laser Therapy and Immunotherapy for Oncology, University of Lille, 2CNRS, Inserm, CHU Lille, UMR9020-U1277-CANTHER-Cancer Heterogeneity Plasticity and Resistance to Therapies, University of Lille

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Manuskrypt ten przedstawia nowatorskie, innowacyjne urządzenie oświetleniowe wydrukowane w 3D do badania terapii fotodynamicznej za pośrednictwem Rose Bengal in vitro.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano nowe urządzenie do terapii fotodynamicznej (PDT) do oceny skuteczności PDT za pośrednictwem Rose Bengal (RB) in vitro. Urządzenie, nazwane CELL-LED-550/3, składa się z dwóch części wydrukowanych w 3D, z których jedna generuje zielone światło o długości fali 550 nm z pojedynczej diody LED (część źródła światła), a druga rozprowadza to światło do 96-dołkowej płytki do hodowli komórkowej (część dystrybutora światła). Część źródła światła jest sterowana przez sterownik w trzech różnych trybach, dzięki czemu część dystrybutora światła może dostarczać trzy różne poziomy natężenia promieniowania do dolnej zewnętrznej powierzchni studni: 0,02 mW/cm2, 0,23 mW/cm2 lub 0,62 mW/cm2. Część rozdzielacza światła została zaprojektowana tak, aby oświetlać studnie pojedynczo i jednocześnie. Aby wykazać znaczenie urządzenia CELL-LED-550/3, oceniono jego zdolność do indukowania śmierci komórki przez PDT za pośrednictwem RB na komórkach raka wątrobowokomórkowego HepG2. Najpierw komórki HepG2 traktowano przez 2 godziny rosnącym stężeniem Rose Bengal, fotosensybilizatora o szczycie absorpcji (najwyższym) przy około 550 nm. Leczone komórki zostały następnie oświetlone za pomocą urządzenia CELL-LED-550/3 ustawionego na maksymalny poziom natężenia promieniowania przy dawkach światła 0,3 J/cm2, 0,6 J/cm2 i 1,2 J/cm2 (odpowiednio o czasach oświetlenia 8 min i 4 s, 16 min i 8 s oraz 32 min i 16 s). Na koniec zmierzono żywotność za pomocą Cell-Titer Glo po 24 godzinach po PDT. Wyniki eksperymentów pokazują, że PDT za pośrednictwem RB za pomocą urządzenia CELL-LED-550/3 jest w stanie indukować spadek żywotności komórek HepG2, w sposób zależny zarówno od stężenia róży bengalskiej, jak i od podanej dawki światła. Opierając się na dowodzie słuszności koncepcji przedstawionym w tym artykule, urządzenie CELL-LED-550/3 dodaje kolejne narzędzie do badania PDT za pośrednictwem RB.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Z ponad 905 000 nowych przypadków i 830 000 zgonów w 2020 r., pierwotny rak wątroby jest siódmym najczęstszym nowotworem i drugą najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiemna świecie 1. Wśród pierwotnych nowotworów wątroby najczęstszą postacią jest rak wątrobowokomórkowy (HCC), który stanowi około 90% przypadków2. Ze względu na niewykrytą przewlekłą chorobę wątroby i słabe przestrzeganie zaleceń dotyczących nadzoru, tylko 25% pacjentów z HCC jest diagnozowanych we wczesnym stadium choroby3. Ci wcześnie zdiagnozowani pacjenci są zazwyczaj leczeni poprzez resekcję wątroby, przeszczep wątroby lub miejscowe terapie ablacyjne z zamiarem wyleczenia i wykazują dobre rokowanie z pięcioletnim wskaźnikiem przeżycia powyżej 70%4,5. W przypadku pozostałych 75% pacjentów (z pośrednio lub późno zdiagnozowanym HCC), mimo że innowacyjne metody leczenia, w tym terapie celowane, immunoterapie i schematy skojarzone, przynoszą korzyści w zakresie przeżycia6, rokowanie pozostaje bardzo złe: pięcioletni wskaźnik przeżycia w rzeczywistości nie przekracza 30% dla tej grupy pacjentów i spada do 2% dla podgrupy pacjentów z przerzutami6. Zbadanie alternatywnych opcji leczenia ma zatem kluczowe znaczenie dla poprawy wyników leczenia i przedłużenia przeżycia u pacjentów z HCC w średnim lub zaawansowanym stadium. Terapia fotodynamiczna (PDT), która jest terapią przeciwnowotworową szeroko praktykowaną w dermatologii7, może być odpowiednim alternatywnym kandydatem.

PDT to zabieg fotochemiczny, który łączy w sobie użycie środka fotouczulającego (PS), odpowiedniej długości fali światła widzialnego i tlenu cząsteczkowego w celu wytworzenia cytotoksycznych reaktywnych form tlenu (ROS)8. Przeciwnowotworowe działanie PDT wynika z trzech mechanizmów indukowanych przez ROS9: po pierwsze, bezpośrednie działanie cytotoksyczne na komórki nowotworowe10, następnie uszkodzenie naczyń krwionośnych guza, które indukuje niedotlenienie tkanki nowotworowej, deprywację składników odżywczych i regresję11, a na końcu indukcję reakcji zapalnej poprzez uwolnienie sygnałów zagrożenia i antygenów nowotworowych z uszkodzonych lub umierających komórek nowotworowych12. Od ponad trzech dekad PDT jest przedmiotem intensywnych badań mających na celu ocenę jej potencjału w leczeniu różnych typów i postaci raka 13,14,15,16,17,18. Opierając się na swojej skuteczności udowodnionej w tych badaniach 19,20,21, PDT jest obecnie stosowana w dermatologii w leczeniu nieczerniakowych nowotworów skóry 7. W przypadku innych wskazań liczba badań klinicznych wzrosła w ostatnich latach, co świadczy o znacznych wysiłkach na rzecz wprowadzenia do praktyki klinicznej PDT, stosowanej samodzielnie lub w połączeniu ze standardowymi metodami leczenia 22,23,24.

Istnieje wiele środków fotouczulających stosowanych w PDT25. Wśród nich wykazano, że Rose Bengal (RB) działa jako skuteczny środek fotodynamiczny przeciwko komórkom nowotworowym krtani26, komórkom czerniaka27, komórkom raka piersi28 i tkankom raka prostaty29. Praca przedstawiona w tym artykule opiera się na potrzebie oceny, czy PDT za pośrednictwem RB jest również skuteczna w komórkach HCC.

Taka ocena rzeczywiście wymagała wcześniejszego opracowania urządzenia opartego na zielonej diodzie LED, dedykowanego do oświetlenia 550 nm 96-dołkowych płytek do hodowli komórkowych. Dla tego urządzenia zaimplementowano konstrukcjęskładającą się z dwóch części: część źródła światła generuje zielone światło o długości fali 550 nm z pojedynczej diody LED, podczas gdy część dystrybutora światła rozprowadza to światło, za pomocą wiązki światłowodów, do 96 studzienek indywidualnie i z dala od diody LED. Ta dwuczęściowa konstrukcja po pierwsze zapobiega szkodliwym skutkom termicznym komórek, które mogą powstać w wyniku niekontrolowanego ciepła wytwarzanego w diodzie LED, a po drugie, umożliwia oświetlenie komórek wewnątrz inkubatora hodowli komórkowych przy jednoczesnym utrzymaniu części źródła światła wraz z jego elementami elektronicznymi (w tym diodą LED) na zewnątrz. Te innowacyjne cechy dają tak zwanemu urządzeniu CELL-LED-550/3 dużą przewagę nad już opublikowanymi systemami opartymi na diodach LED, które zostały specjalnie zaprojektowane do oświetlenia płytek wielodołkowych 31,32,33,34,35.

W tym artykule po raz pierwszy szczegółowo opisano urządzenie CELL-LED-550/3. Następnie, jako dowód słuszności koncepcji, badanie żywotności komórek wykazuje skuteczność PDT za pośrednictwem RB przy użyciu CELL-LED-550/3 w modelu hodowli komórkowej 2D HCC (HepG2)30. Oprócz tego, że urządzenie CELL-LED-550/3 jest niedrogie i przenośne, jest również szczególnie przydatnym narzędziem do eksperymentów PDT za pośrednictwem RB.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu używanego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Budowa urządzenia

UWAGA: Dwie części urządzenia CELL-LED-550/3 są produkowane oddzielnie i dopiero w ostatnim kroku są ze sobą łączone.

  1. Budowa części źródła światła
    1. Przymocuj odpowiednio dobrany zespół radiatora wentylatora z tyłu płytki drukowanej (PCB), na której zamontowana jest dioda LED 550 nm 3 W.
    2. Zakryj diodę LED przezroczystą soczewką kolimacyjną z PMMA (polimetakrylanu metylu), aby po pierwsze ujednorodnić wiązkę światła, a po drugie zmniejszyć kąt wiązki ze 120° do 10°. Taka redukcja pozwala na zwiększenie ilości światła dostarczanego do części rozdzielacza światła.
    3. Podłącz diodę LED do bieżącego sterownika za pomocą ściemniania w trzech trybach, które umożliwiają dostarczanie różnych poziomów natężenia promieniowania.
    4. Zbuduj osobno obudowę, czoło obudowy i zamknięcie obudowy w druku 3D (czerwone pola na rysunku 1).
    5. Zamontuj sterownik i diodę LED wyposażoną zarówno w zespół soczewki, jak i radiatora wentylatora w dedykowanych miejscach w obudowie (niebieskie pola na rysunku 1).
    6. Zamontuj gniazdo zasilania i przełącznik kołyskowy w odpowiednich miejscach w zamknięciu obudowy (niebieskie pola na rysunku 1).
    7. Podłącz sterownik i zespół radiatora wentylatora do gniazda zasilania za pomocą przełącznika kołyskowego.
    8. Zamontuj obudowę, zamknięcie obudowy i front obudowy.
    9. Sprawdź, czy dioda LED jest wyrównana z osią cylindrycznego otworu frontu obudowy.
      UWAGA: Cylindryczny otwór frontu obudowy przeznaczony jest do optycznego połączenia części źródła światła (złącza żeńskiego) z częścią rozdzielacza światła (złącze męskie).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Trójwymiarowe widoki z przodu (A), z tyłu (B) i rozstrzelone (C) części źródła światła. Na podstawie Lefebvre, A. i wsp.30. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Budowa części rozdzielacza światła
    1. Zbuduj osobno dolne zamknięcie obudowy, obudowę i górne zamknięcie w druku 3D (razem tworzą puste pudełko) (czerwone pudełka na rysunku 2).
    2. Zbuduj 96-dołkową przekładkę w białym druku 3D (czerwona ramka na rysunku 2) tak, aby dokładnie pasowała do pustego pudełka wspomnianego w 1.2.1. Biały kolor ma na celu maksymalizację odbicia światła, a tym samym optymalizację rozsyłu światła.
      UWAGA: Średnica i odstępy między środkami okrągłych otworów znajdujących się w 96-dołkowym przekładce powinny być równe średnicy i rozstawowi środkowemu dołków 96-dołkowej płytki używanej do testów biologicznych.
    3. Wywierć 96 małych otworów w górnym zamknięciu pustego pudełka tak, aby były wyrównane ze środkiem 96 okrągłych otworów w 96-dołkowej przekładce, gdy ta ostatnia jest umieszczona na górnym zamknięciu.
    4. Włóż światłowód z tworzywa sztucznego o średnicy 0,5 mm, od dołu do góry, do każdego z 96 małych otworów górnego zamknięcia.
    5. Nałóż żywicę poliestrową na spód górnego zamknięcia, aby przykleić 96 włókien światłowodowych do górnego zamknięcia.
    6. Po wyschnięciu żywicy wypoleruj dystalne końce światłowodów, aż dostosują się do górnej części górnego zamknięcia.
    7. Zbierz światłowody wewnątrz pustej skrzynki, o której mowa w kroku 1.2.1, w pojedynczą wiązkę chronioną osłoną, która rozciąga się na około dwa metry poza pudełkiem.
      UWAGA: Wysokość skrzynki powinna być wystarczająca, aby zapobiec zginaniu się światłowodów i tłumieniu optycznemu, które może być spowodowane.
    8. Zamontuj pustą skrzynkę tak, aby wiązka włókien przechodziła przez dedykowany otwór w obudowie.
    9. Ustaw proksymalne końce światłowodów razem w złączu męskim wydrukowanym w 3D, umożliwiając połączenie z częścią źródła światła (złącze żeńskie).
      UWAGA: To złącze nie powinno wymagać użycia kleju, aby zapobiec tłumieniu światła, które może powodować ten klej.
    10. Umieść 96-dołkową przekładkę na pustym pudełku.
    11. Utwórz ekran, wkładając kalkę kreślarską między przezroczystą płytkę PMMA (dolna powierzchnia) a odporny na zarysowania arkusz mylarowy (górna powierzchnia) w celu dyfuzji wąskiej wiązki dostarczanej na każdym dystalnym końcu światłowodu do wiązki tak dużej, jak średnica studni 96-dołkowej płytki używanej do testów biologicznych.
    12. Zbuduj ramę ekranu w druku 3D (czerwona ramka na rysunku 2) tak, aby jej środkowy otwór dokładnie pasował do rozmiaru 96-dołkowej płytki używanej do testów biologicznych, a tym samym studzienki idealnie pasowały do okrągłych otworów 96-dołkowej przekładki.
    13. Przymocuj ekran do górnej części 96-dołkowej podkładki dystansowej z ramą ekranu.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Trójwymiarowe widoki części rozdzielacza światła. Na podstawie Lefebvre, A. i wsp.30. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Montaż części źródła światła z częścią rozdzielacza światła
    1. Podłącz męskie złącze części rozdzielacza światła do żeńskiego złącza części źródła światła.
      UWAGA: Po podłączeniu złącza męskiego do żeńskiego, wiązka światła dostarczana przez część źródła światła powinna pokrywać nieco więcej niż powierzchnia elementu odbierającego światło części rozdzielacza światła, zapewniając w ten sposób dopływ światła do 96 światłowodów.

2. Testy biologiczne

  1. Proces hodowli komórkowej
    1. Hoduj linię komórkową raka wątroby HepG2 w pożywce RPMI 1640 uzupełnionej 10% inaktywowanej termicznie surowicy bydlęcej oraz 1% streptomycyny i penicyliny.
    2. Kolby hodowlane zawierające komórki HepG2 należy przechowywać w inkubatorze do hodowli komórkowych o stężeniu 5% CO2 w temperaturze 37 °C.
    3. Pożywkę należy zmieniać co 3 dni, odsysając pożywkę z kolb i zastępując ją pożywką hodowlaną RPMI 1640 uprzednio podgrzaną do temperatury 37 °C.
    4. Użyj mikroskopu, aby sprawdzić zbieganie się komórek w kolbach hodowlanych, aż osiągną 80%-90% konfluencji.
  2. Proces wysiewu
    1. Wyjąć komórki z inkubatora i umieścić je pod wstępnie oczyszczoną stacją bezpieczeństwa mikrobiologicznego.
    2. Wyjąć pożywkę z kolb hodowlanych.
    3. Przemyć kolby hodowlane roztworem buforu fosforanowego.
    4. Nanieść 3 ml trypsyny (0,25%, 0,53 mM) na komórki i umieścić kolby hodowlane w inkubatorze w temperaturze 37 °C na 5 minut w celu odłączenia komórek.
    5. Po 5 minutach odzyskać trypsynę z kolb hodowlanych za pomocą 7 ml pożywki hodowlanej i odzyskać cały roztwór pożywki + trypsyna + komórki w probówce o pojemności 15 ml.
    6. Policz komórki za pomocą licznika komórek. Aby to zrobić, weź 20 μl roztworu zawierającego komórki i umieść go w probówce. Dodać 20 μl roztworu błękitu trypanowego i umieścić ogniwo + roztwór błękitu trypanowego na szkiełku liczącym i włożyć do licznika komórek.
    7. Po zliczeniu komórek rozcieńczyć je w pożywce hodowlanej, aby uzyskać roztwór o stężeniu 150 000 komórek/ml i umieścić komórki na białej 96-dołkowej płytce z przezroczystym płaskim dnem w ilości 1,5x104 komórki / dołek. Biały kolor ma na celu maksymalizację odbicia i dystrybucji światła wewnątrz studni.
      UWAGA: Liczba komórek w studzience musi być dostosowana do użytej linii komórkowej. Wcześniejszy test gęstości może być wymagany, aby znaleźć odpowiednią liczbę komórek do wysiewu.
    8. Przygotuj dwie tabliczki na każdy czas odczytu żywotności. Jedna płyta będzie oświetlona, a druga pozostanie ciemna.
    9. Inkubować płytki przez 24 godziny przed zabiegiem, aby umożliwić przyczepienie komórek.
  3. Zabieg róży bengalskiej
    1. Przygotuj roztwór podstawowy róży bengalskiej, rozpuszczając proszek róży bengalskiej w 10% roztworze soli. Roztwór ten należy przygotować tuż przed obróbką komórek, aby uniknąć degradacji róży bengalskiej ze względu na jej stabilność.
    2. Przygotować roztwory róży bengalskiej o rosnących stężeniach (0 μM, 5 μM, 10 μM, 25 μM, 50 μM, 75 μM, 100 μM), rozcieńczając wcześniej przygotowany roztwór podstawowy róży bengalskiej w pożywce do hodowli komórkowych.
    3. Po przygotowaniu roztworów należy usunąć pożywkę hodowlaną z płytek zawierających komórki i dodać 100 μl roztworów do traktowania Rose Bengal.
    4. Inkubować komórki z traktowaniem Rose Bengal przez 2 godziny, aby umożliwić internalizację Rose Bengal.
      UWAGA: Czas inkubacji roztworu Rose Bengal może się różnić w zależności od użytej linii komórkowej. Kinetyka inkorporacji Rose Bengal może wymagać precyzyjnego dostrojenia za pomocą pomiaru fluorescencji w celu znalezienia odpowiedniego czasu inkubacji dla każdej badanej linii komórkowej.
    5. Po 2 godzinach usuń roztwory róży bengalskiej, przemyj komórki dwukrotnie PBS i dodaj 100 μl/dołek pożywki hodowlanej bez róży bengalskiej.
      UWAGA: W przypadku wyższych stężeń Rose Bengal może być konieczne dodatkowe płukanie PBS. Można przeprowadzić kontrolę wzrokową, aby upewnić się, że komórki zostały prawidłowo umyte. Po wystarczającym wypłukaniu PBS nie powinien przybierać różowego koloru ze względu na różę bengalską obecną poza komórkami.
    6. Przykryj mikropłytki folią aluminiową, aby chronić je przed działaniem światła. Oświetlić połowę płytek do oznaczania PDT (patrz krok 2.4). Niepodświetlane płyty dostarczą danych kontrolnych dla wyników PDT (stan ciemności). Dostarczą również danych na temat wpływu nieaktywowanej fotowoltą róży bengalskiej na żywotność komórek. Pozostałe mikropłytki zostaną wykorzystane do naświetlania światła w urządzeniu (warunek PDT).
  4. Procedura obsługi urządzenia CELL-LED-550/3
    1. Podłącz złącze męskie na dystrybutorze światła do złącza żeńskiego źródła światła. Następnie podłącz źródło światła do gniazdka elektrycznego.
    2. Wyjmij dwie mikropłytki (PDT + stan ciemny) z inkubatora, usuń aluminium dla stanu PDT i umieść tę płytkę na dystrybutorze światła.
    3. Ustaw ściemniacz sterownika na maksymalny poziom, aby zmaksymalizować moc dostarczaną przez diodę LED i uzyskać średnie natężenie promieniowania 0.62 mW/cm2 w 96 dołkach.
      UWAGA: Ściemniacz sterownika powinien być ustawiony na najbardziej odpowiednią wartość dla testów biologicznych (spośród trzech dostępnych). Niezależnie od ustawionego ściemniacza przetwornika, niskie dostarczane natężenie promieniowania nie wymaga stosowania okularów ochronnych.
    4. Oświetlaj płytkę, aż do osiągnięcia pożądanej dawki światła na komórkach. Aby uzyskać pożądaną dawkę światła, można dostosować dwa parametry, czas i natężenie promieniowania, odnosząc się do następującego równania:
      Dawka światła (J / cm2 ) = Natężenie promieniowania (W / cm2) × Czas (s) (równanie 1).
      Natężenie promieniowania można modulować, dostrajając ściemniacz sterownika tak, aby uzyskać odpowiednio 0.02 mW/cm2, 0.23 mW/cm2 lub 0.62 mW/cm2. Na podstawie wybranego natężenia promieniowania można użyć równania 1 do obliczenia czasu oświetlenia wymaganego do osiągnięcia docelowej dawki światła.
    5. Po osiągnięciu żądanej dawki światła wyłącz urządzenie. Wymienić mikropłytkę PDT na aluminiową i umieścić ją z powrotem w inkubatorze wraz z płytką kontrolną do czasu przeprowadzenia testu żywotności.
    6. OPCJONALNIE: W razie potrzeby oświetlić pozostałe tablice, stosując tę samą procedurę opisaną powyżej.
  5. Test żywotności komórek
    1. Po wykonaniu testu PDT należy pozostawić oświetloną płytkę w inkubatorze na 24 godziny przed pomiarem wpływu PDT na oświetlone komórki poprzez pomiar ich żywotności. Czas inkubacji można zmieniać, aby zbadać mniej lub bardziej długoterminowy wpływ PDT na komórki. Dla każdego czasu inkubacji po PDT należy inkubować nieoświetloną płytkę (stan ciemny) przez ten sam okres.
    2. Po okresie inkubacji należy wziąć jedną oświetloną i jedną nieoświetloną płytkę i dodać 100 μl odczynnika z zestawu do oznaczania żywotności komórek do każdej studzienki, aby zmierzyć żywotność komórek w oparciu o metabolizm mitochondrialny i wytwarzanie ATP przez komórki.
    3. Inkubować wielopłytkę w ciemności przez 10 minut przed pomiarem żywotności komórek.
    4. Po 10 minutach inkubacji odczytaj luminescencję emitowaną w każdym dołku za pomocą czytnika multimodalnego. Emitowana luminescencja jest proporcjonalna do wytwarzania ATP przez żywe komórki w momencie dodawania roztworu do oznaczania żywotności komórek.
    5. Rozważ wartość luminescencji stanu nieleczonego (NT) jako 100% żywotności i znormalizuj wartości luminescencji w warunkach poddanych działaniu środka do stanu NT, aby uzyskać procent żywotności wywołany przez każdy zabieg.
    6. Powtórz ten sam protokół odczytu żywotności komórek dla każdego czasu odczytu po leczeniu PDT (np. 24 godziny, 48 godzin i 72 godziny po leczeniu).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jak pokazano na rysunku 3, urządzenie CELL-LED-550/3 umożliwia jednorodne oświetlenie od spodu 96-dołkowej płytki zielonym światłem o długości fali 550 nm.

figure-results-1
Rysunek 3: Zdjęcia urządzenia CELL-LED-550/3 podczas ilustracyjnego oświetlenia płytki 96-dołkowej, gdy światło w pomieszczeniu jest włączone (A) lub WYŁĄCZONE (B). Na podstawie Lefebvre, A. i wsp.30. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Każda studnia jest oświetlona indywidualnie i z dala od pojedynczej diody LED (do dwóch metrów) za pomocą wiązki światłowodów (ilustracja 4).

figure-results-2
Ilustracja 4: wiązka światłowodowa umożliwiająca indywidualne oświetlenie studzienek 96-dołkowej płytki z dala od pojedynczej diody LED. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Aby ustalić skuteczność urządzenia CELL-LED-550/3, oceniono jego zdolność do indukowania PDT za pośrednictwem RB na linii komórkowej raka wątroby HepG2. Komórki traktowano rosnącymi stężeniami róży bengalskiej, w zakresie od 0 do 100 μM przez 2 godziny przed oświetleniem. Zastosowanie takiego zakresu stężeń miało na celu określenie skutecznej dawki (EC50) Rose Bengal, która zabiłaby komórki HepG2 pod wpływem zielonego światła. Badano również wpływ dawki światła dostarczanej przez urządzenie CELL-LED-550/3 na indukcję śmierci komórkowej w komórkach HepG2. W tym celu komórki wystawiono na działanie światła przez 8 min 9 s, 16 min 18 s lub 32 min 36 s o natężeniu 0,62 mW/cm2 w celu uzyskania dawek światła odpowiednio 0,30 J/cm2, 0,60 J/cm2 i 1,22 J/cm2.

Po pierwsze, zaobserwowano, że samo oświetlenie, przy braku Rose Bengal (stan światła, ryc. 5), nie miało wpływu na żywotność komórek HepG2, niezależnie od dawki otrzymanego światła. Zaobserwowano również, że sama róża bengalska, przy braku światła (warunek RB, ryc. 5), nie indukowała żadnych zmian w żywotności komórek w żadnym z badanych warunków. W przeciwieństwie do tego, wyniki pokazują, że PDT za pośrednictwem RB przy użyciu CELL-LED-550/3 jest w stanie zabijać komórki HepG2. Ponadto zaobserwowano zwiększoną skuteczność w korelacji ze zwiększoną dawką światła, przy maksymalnym skutecznym stężeniu (EC50) wynoszącym 34,3 μM dla dawki światła 0,30 J/cm2, 26,6 μM dla dawki 0,60 J/cm2 i 6,8 μM dla dawki 1,2 J/cm2.

Wyniki te potwierdziły skuteczność tego nowego urządzenia PDT w PDT za pośrednictwem RB (ryc. 5).

figure-results-3
Rycina 5: Skuteczność urządzenia w odniesieniu do żywotności linii komórkowej HepG2. Procent żywotności 24 godziny po leczeniu HepG2. NT, nieleczony; RB, tylko fotouczulacz (0 μM, 5 μM, 10 μM, 25 μM, 50 μM, 75 μM i 100 μM); światło, oświetlenie dla 0,30 J/cm2, 0,60 J/cm2 i 1,22 J/cm2; PDT, oświetlenie z obróbką RB. Wyniki przedstawiono jako średnie ± SEM z trzech niezależnych eksperymentów, wyrażone jako procent NT. Przeprowadzono dwuczynnikowy test ANOVA, w którym p ≤ 0,01 (**); p ≤ 0,0001 (****) uznaje się za statystycznie istotne, a p ≥ 0,05 za nieistotne (NS). Na podstawie Lefebvre, A. i wsp.30. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule opisano zarówno protokół opracowania innowacyjnego urządzenia oświetleniowego dedykowanego do PDT in vitro za pośrednictwem RB, jak i protokół wdrożenia dowodu słuszności koncepcji dla opracowanego w ten sposób urządzenia CELL-LED-550/330.

CELL-LED-550/3 składa się z dwóch części, z których każda ma określoną funkcję. Zadaniem pierwszej części, określanej jako część źródła światła, jest wygenerowanie z pojedynczej diody LED jednorodnej wiązki światła zielonego o średnicy większej niż średnica wiązki światłowodu drugiej części. Ta ostatnia, zwana częścią dystrybutora światła, ma na celu dystrybucję, za pośrednictwem wiązki światłowodów, światła dostarczanego przez część źródła światła do studzienek 96-dołkowej płytki indywidualnie i z dala od diody LED. W odległości od diody LED do 2,5 m ogniwa mogą być oświetlane tak długo, jak jest to potrzebne, bez ryzyka szkodliwych skutków termicznych, które mogą powstać w wyniku niekontrolowanego ciepła wytwarzanego w diodzie LED.

Ta cecha stanowi pierwszą znaczącą przewagę CELL-LED-550/3 nad innymi systemami opartymi na diodach LED, zaprojektowanymi specjalnie do 96-dołkowego oświetlenia płytek 31,32,33,34,35,36. Rzeczywiście, wszystkie inne systemy polegają na umieszczeniu diod LED zaledwie kilka centymetrów poniżej ogniw (zwykle poniżej 5 cm), co jest niewystarczające, aby wyeliminować ryzyko szkodliwych skutków termicznych dla ogniw związanych z diodami LED. Aby ograniczyć takie ryzyko, większość z tych innych systemów (niestety niektóre nie) zawiera system chłodzenia LED 32,34,35 czasami umieszczony bardzo (zbyt) blisko ogniw, na które wynikające z tego wahania temperatury mogą mieć negatywny wpływ. Dwuczęściowa konstrukcja urządzenia CELL-LED-550/3 zapewnia kolejną istotną przewagę nad większością innych istniejących systemów opartych na diodach LED 31,32,33,35,36: pozwala to na oświetlenie komórek wewnątrz inkubatora do hodowli komórkowych bez żadnego ryzyka dla urządzenia. Część dystrybutora światła, która nie zawiera żadnych elementów elektronicznych, może być rzeczywiście umieszczona wewnątrz inkubatora, podczas gdy część źródła światła, która zawiera elementy elektroniczne wrażliwe na wilgotne środowisko, jest przechowywana na zewnątrz, aby zapobiec ryzyku korozji lub awarii. Niektóre istniejące systemy oparte na diodach LED, w tym komponenty elektroniczne, umożliwiają oświetlenie wewnątrz inkubatora, ale takie zastosowanie, po pierwsze, nie jest zalecane przez projektantów/producentów, a po drugie, wymaga "odpowiedniego" wysuszenia po użyciu33,34. Zdolność do oświetlenia komórek w inkubatorze, a tym samym do utrzymania komórek w tych samych warunkach fizjologicznych (temperatura, wilgotność i stężenieCO2) podczas trwania protokołu ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia potencjalnych błędów w ocenie żywotności komórek po PDT, szczególnie w przypadku protokołów wymagających długiego czasu oświetlenia. Należy również podkreślić, że urządzenie CELL-LED-550/3 zawiera pojedynczą diodę LED do oświetlania wszystkich 96 studni indywidualnie i jednocześnie. Ta oryginalna i innowacyjna funkcja nie jest dostępna w żadnym z wyżej wymienionych systemów opartych na diodach LED 31,32,33,34,35,36. Większość z tych systemów zawiera 96 diod LED, z których jedna LED jest umieszczona poniżej każdej studzienki, a zatem dostarcza 96 pojedynczych wiązek 31,33,34,36, podczas gdy pozostałe systemy dostarczają, od 6 do 25 diod LED umieszczonych kilka centymetrów od płytki studziennej, globalną wiązkę obejmującą całość lub część studni 31,32,35 . Na podstawie literatury nigdy wcześniej nie zaproponowano generowania 96 pojedynczych wiązek z jednej diody LED, tak jak robi to CELL-LED-550/3 poprzez zastosowanie wiązki światłowodów.

Część źródła światła zawiera diodę LED o długości fali 550 nm i mocy 3 W, dobraną według dwóch głównych kryteriów. Po pierwsze, widmo emisyjne diody LED (a tym samym jej centralna długość fali) powinno pokrywać się z widmem absorpcyjnym fotosensybilizatora RB. Takie nakładanie się, które jest doskonale osiągnięte z wybraną diodą LED (centralna długość fali: 554,4 nm; FWHM: 106,4 nm; oba oszacowane zgodnie z metodologią opisaną w Lefebvre i wsp.30) (Figura 6), jest niezbędne do fotoaktywacji RB, a tym samym do indukcji PDT za pośrednictwem RB. Po drugie, moc optyczna diody LED powinna być mniejsza niż 5 W. To ograniczenie mocy jest narzucone przez dopuszczalną moc soczewki kolimacyjnej zawartej w części źródła światła oraz przez moc wiązki światłowodu zawartej w części rozdzielacza światła.

figure-discussion-1
Rysunek 6: Widmo absorpcyjne róży bengalskiej w wodzie. Maksymalne znormalizowane widmo absorpcyjne Rose Bengal w wodzie jest wykreślane zgodnie z lewą osią, a średnie widmo natężenia promieniowania CELL-LED-550/3 jest skalowane zgodnie z prawą osią. Profil średniego natężenia promieniowania spektralnego jest zgodny z profilem diody LED dostępnej na stronie producenta. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Sprzężenie optyczne między dwiema częściami urządzenia jest czynnikiem krytycznym. Sprzężenie to ma na celu z jednej strony zebranie maksimum światła emitowanego przez diodę LED o mocy 3 W do wąskiej wiązki, a z drugiej strony wstrzyknięcie tej wiązki do wiązki światłowodów. Jeśli chodzi o pierwszy cel, asferyczna soczewka kolimacyjna o krótkiej ogniskowej, zaprojektowana specjalnie dla diod LED montowanych na płytce drukowanej (PCB), umożliwia skoncentrowanie wiązki LED pod kątem 120 stopni w wąską wiązkę o 10 stopniach o przestrzennie równomiernym rozkładzie przestrzennym. Powstała wiązka wyświetla ponadto obrazy kwadratowego chipa LED, które wykazują zwiększoną klarowność i zmniejszone aberracje optyczne w porównaniu z tymi uzyskanymi za pomocą początkowej wiązki. Jeśli chodzi o wstrzykiwanie tej wąskiej wiązki do wiązki światłowodów, należy poruszyć cztery ważne kwestie. Po pierwsze, proksymalne końce 96 światłowodów PMMA (polimetakrylan metylu) o średnicy 0,5 mm (apertura numeryczna: 0,2) są zebrane razem w domowej roboty łącznik tak, że tworzą kwadratową powierzchnię przepuszczalną światło o bokach 5 mm (ryc. 7). Kwadratowy kształt, zgodny z kwadratowymi rzutami chipa LED przez wiązkę, był preferowany zamiast zwykłego okrągłego dla złącza, aby ograniczyć straty światła. Po drugie, domowe złącze zostało zaprojektowane tak, aby nie wymagało kleju i zostało wydrukowane w 3D przy użyciu krystalicznie czystej żywicy, aby ograniczyć absorpcję światła, a tym samym zapobiec przegrzaniu/karbonizacji materiału. Po trzecie, powierzchnia reagująca na światło, jak również końcowa powierzchnia łącznika zostały wypolerowane za pomocą tarczy polerskiej, aby przepuściło przez nie maksimum światła. Po czwarte i ostatnie, odległość między soczewką a kwadratową powierzchnią reagującą na światło została teoretycznie określona, a następnie dostosowana na ławce optycznej tak, aby najbardziej jednorodna centralna część kwadratowej projekcji LED zachodziła na siebie nieco bardziej niż powierzchnia reagująca światło.

Przy takim sprzężeniu uzyskuje się moc 1,25 W dla wąskiej wiązki 10 stopni, natomiast łączna moc przenoszona przez wiązkę 96 włókien światłowodowych wynosi 0,12 W (zastosowano czujnik fotodiodowy przystosowany do światła LED (OPHIR)).

figure-discussion-2
Ilustracja 7: kwadratowa powierzchnia reagująca na światło uzyskana przez zebranie 96 światłowodów w domowym złączu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

CELL-LED-550/3 zapewnia średnie natężenie promieniowania 0,62 mW/cm2 (odchylenie standardowe: 0,09 mW/cm2) (rysunek 8) na dolnej powierzchni zewnętrznej studni. Ta średnia wartość, która uwzględnia wyżej wymienioną efektywność sprzężenia, została oszacowana i okazała się stabilna w czasie (współczynnik zmienności niższy niż 0,6%) zgodnie z metodologiami opisanymi szczegółowo w Lefebvre i wsp.30. Przy tak niskim natężeniu promieniowania (niższym niż te dostarczane przez wyżej omówione inne systemy oparte na diodach LED, zaprojektowane specjalnie do oświetlenia płytek 96-dołkowych), udowodniono, że samo oświetlenie nie ma wpływu na żywotność komórek HepG2, podczas gdy bardzo wysoka wydajność została osiągnięta w przypadku PDT za pośrednictwem RB. W przypadku protokołów PDT, które wymagają wyższych natężeń promieniowania w celu zapewnienia wydajności, można zastosować wiele diod LED, a zatem można zaimplementować wiele części źródła światła, pod warunkiem, że moc światła wtryskiwanego do każdego włókna optycznego nie przekracza dopuszczalnej mocy kilkudziesięciu miliwatów.

figure-discussion-3
Rysunek 8: Histogram przedstawiający rozkład natężenia promieniowania dostarczanego do 96 dołków płytki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Zastąpienie tylko diody LED w części źródła światła inną odpowiednią daje możliwość uzyskania kolejnego urządzenia CELL-LED. Diodę LED uznaje się za odpowiednią, jeżeli emituje ona moc optyczną niższą niż 5 W (z przyczyn wymienionych powyżej) w zakresie widzialnym (zgodnie ze specyfikacją wiązki światłowodów). Ze względu na to, że istnieje znaczna liczba takich diod LED, można opracować szeroką gamę urządzeń CELL-LED, a tym samym ocenić wiele protokołów PDT in vitro. Biorąc pod uwagę protokół PDT, dioda LED zapewniająca najlepsze pokrywanie się z widmem absorpcyjnym rozważanego fotouczulacza powinna być oczywiście preferowana spośród wszystkich odpowiednich diod LED. W przypadku wymiany diody LED należy zwrócić szczególną uwagę na montaż radiatora wentylatora. W rzeczywistości ten zespół powinien być odpowiednio zwymiarowany, aby zapobiec przegrzaniu i późniejszej degradacji zarówno diody LED, jak i sterownika. Co więcej, przy każdej zmianie diod LED wymagana będzie nowa charakterystyka optyczna i termiczna.

Zarówno możliwość fotoaktywacji większości fotouczulaczy poprzez proste zastąpienie pojedynczej diody LED, jak i możliwość oświetlenia komórek wewnątrz inkubatora stanowią prawdziwą wartość dodaną tego urządzenia w porównaniu z istniejącymi.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Centralnemu Szpitalowi w Lille we Francji oraz INSERM za wsparcie naszego badania.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
550  nm 3  W LED zamontowana na płytce drukowanej Firma OSRAMOSTAR KP CSLPM1. F1
75 cm2 Kolba do hodowli komórekSarstedt powiedział:3911002
Pakiet 100 włókien światłowodowych z tworzywa sztucznego (średnica 0,5 mm)ARCENCIEL LEDfibre05egm powiedział:Końcówka żarowa PMMA o średnicy 0,5 - Lng  200 m        http://arcenciel-led.fr/accueil/193-fibre-optique-end-glow-05mm-prix-au-m.html
Licznik komórekRybak termicznyAMQAF2000Opcjonalnie, możesz liczyć pod mikroskopem
Inkubator do hodowli komórkowychPHCI (Holender)MCO-170AICUVD-PE
Miano komórki GloPreparat PromegaG7571 powiedział:
Przezroczysta soczewka kolimacyjna z PMMASklep GleccObiektyw 14 mm 10°Aliexpress - Obiektyw kolimacyjny DEL z obsługą 14 mm
Colorfab NgenFabryka kolorów  SKU 020014Zgodność z FDA w zakresie kontaktu z żywnością
Colorfab Ngen BiałyFabryka kolorów  SKU 020013Zgodność z FDA w zakresie kontaktu z żywnością
Aktualny sterownik z try-mode dimmingiem (sterownik CDM)Sterownik CDMBD392200 mA
Żywica epoksydowa Clé opatre powiedział:Kryształowy DiamentKryształowy diament 150 ml
Zespół radiatora wentylatoraBOYD
Komórki HepG2Kontroler ATCC (Kontroler THB-8065 powiedział:
Czytnik multimodalny (CLARIOstar Plus)BMG Labtech430-2927
Bufor fosforanowyRybak termiczny20012-068
Światłowody PMMA (polimetakrylan metylu) (apertura numeryczna: 0,2)Kanton Mayki Lighting Limited
Gniazdo zasilaniaRSpro (Język RSpro)907-5680
Zobacz materiał RMPI 1640Rybak termiczny21875-091
Przełącznik kołyskowy RSpro (Język RSpro)419-744
Róża bengalskaThermoFisher / MerckA17053.14 / 330000-1G
Odporny na zarysowania arkusz mylarowyRSpro (Język RSpro)Numer katalogowy: 785-0802
FuterałAUPROTECT (ochrona tłumu)Ø 8,5 mm / Ø zewn. 11 mmPP Polipropyl i grawer; ne Odporna na promieniowanie UV osłona falista nie dzielona
Jednostka SVFEurobiografiaCVF SVF00-01
Kalka kreślarskaKanson79368730
Przezroczysta płyta z PMMARSpro (Język RSpro)Przekaźnik RS: 284-6269
Trypan niebieskiRybak termiczny15250061
TrypsynaRybak termiczny25200-072
Ultimaker 2+Ultimaker (Mistrz)
Biała, przezroczysta dolna płytka 96-dołkowaHolender655098

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sung, H., et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN Estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 71 (3), 209-249 (2021).
  2. Llovet, J. M., et al. Hepatocellular carcinoma. Nat Rev Dis Primer. 7 (1), 1-28 (2021).
  3. Erstad, D. J., Tanabe, K. K. Hepatocellular carcinoma: Early-stage management challenges. J Hepatocell Carcinoma. 4, 81-92 (2017).
  4. Tabori, N. E., Sivananthan, G. Treatment options for early-stage hepatocellular carcinoma. Semin Intervent Radiol. 37 (5), 448-455 (2020).
  5. Tsuchiya, N., et al. Biomarkers for the early diagnosis of hepatocellular carcinoma. World J Gastroenterol. 21 (37), 10573-10583 (2015).
  6. Puisieux, M. F., et al. Therapeutic management of advanced hepatocellular carcinoma: An updated review. Cancers. 14 (10), 2357(2022).
  7. Morton, C. A., et al. European dermatology forum guidelines on topical photodynamic therapy 2019 Part 1: treatment delivery and established indications - actinic keratoses, Bowen's disease and basal cell carcinomas. Eur Acad Dermatol Venereol. 33 (12), 2225-2238 (2019).
  8. Plaetzer, K., Krammer, B., Berlanda, J., Berr, F., Kiesslich, T. Photophysics and photochemistry of photodynamic therapy: Fundamental aspects. Lasers Med Sci. 24 (2), 259-268 (2009).
  9. Agostinis, P., et al. Photodynamic therapy of cancer: An update. CA Cancer J Clin. 61 (4), 250-281 (2011).
  10. Castano, A. P., Demidova, T. N., Hamblin, M. R. Mechanisms in photodynamic therapy: Part two-cellular signaling, cell metabolism and modes of cell death. Photodiagnosis Photodyn Ther. 2 (1), 1-23 (2005).
  11. Krammer, B. Vascular effects of photodynamic therapy. Anticancer Res. 21 (6B), 4271-4277 (2001).
  12. Falk-Mahapatra, R., Gollnick, S. O. Photodynamic therapy and immunity: An Update. Photochem Photobiol. 96 (3), 550-559 (2020).
  13. Mosaddad, S. A., et al. Photodynamic therapy in oral cancer: A narrative review. Photobiomodul Photomed Laser Surg. 41 (6), 248-264 (2023).
  14. Guidolin, K., et al. Photodynamic therapy for colorectal cancer: A systematic review of clinical research. Surg Innov. 29 (6), 788-803 (2022).
  15. Osuchowski, M., Bartusik-Aebisher, D., Osuchowski, F., Aebisher, D. Photodynamic therapy for prostate cancer - A narrative review. Photodiagnosis Photodyn Ther. 33, 102158(2021).
  16. Gustalik, J., Aebisher, D., Bartusik-Aebisher, D. Photodynamic therapy in breast cancer treatment. J Appl Biomed. 20 (3), 98-105 (2022).
  17. Domka, W., et al. Photodynamic therapy in brain cancer: mechanisms, clinical and preclinical studies and therapeutic challenges. Front Chem. 11, 1250621(2023).
  18. Crous, A., Abrahamse, H. Photodynamic therapy of lung cancer, where are we. Front Pharmacol. 13, 932098(2022).
  19. Calzavara-Pinton, P. G., et al. Methylaminolaevulinate-based photodynamic therapy of Bowen's disease and squamous cell carcinoma. Br J Dermato. 159 (1), 137-144 (2008).
  20. Basset-Seguin, N., et al. Topical methyl aminolaevulinate photodynamic therapy versus cryotherapy for superficial basal cell carcinoma: A 5 year randomized trial. Eur J Dermatol. 18 (5), 547-553 (2008).
  21. Szeimies, R. M., et al. A clinical study comparing methyl aminolevulinate photodynamic therapy and surgery in small superficial basal cell carcinoma (8-20 mm), with a 12-month follow-up. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22 (11), 1302-1311 (2008).
  22. The IMmunotherapy Pleural 5-ALA PDT. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT04400539 (2025).
  23. Blue-Light Photodynamic Therapy and Sonidegib for Multiple Basal Cell Carcinomas. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT06623201 (2025).
  24. Neoadjuvant PDT in the Treatment of Cholangiocarcinoma. , ClinicalTrials.gov. At https://clinicaltrials.gov/study/NCT04824742 (2025).
  25. Correia, J. H., Rodrigues, J. A., Pimenta, S., Dong, T., Yang, Z. Photodynamic therapy review: principles, photosensitizers, applications, and future directions. Pharmaceutics. 13 (9), 1332(2021).
  26. Bartusik-Aebisher, D., Ożóg, Ł, Domka, W., Aebisher, D. Rose Bengal and future directions in larynx tumor photodynamic therapy. Photochem Photobiol. 97 (6), 1445-1452 (2021).
  27. Srivastav, A. K., et al. Photosensitized rose Bengal-induced phototoxicity on human melanoma cell line under natural sunlight exposure. J Photochem Photobiol. B, Biology. 156, 87-99 (2016).
  28. Uddin, M. M. N., et al. Encapsulated Rose Bengal enhances the photodynamic treatment of triple-negative breast cancer cells. Molecules (Basel, Switzerland). 29 (2), 546(2024).
  29. Osuchowski, M., et al. Photodynamic therapy-adjunctive therapy in the treatment of prostate cancer. Diagnostics (Basel, Switzerland. 12 (5), 1113(2022).
  30. Lefebvre, A., et al. Photodynamic therapy using a Rose-Bengal photosensitizer for hepatocellular carcinoma treatment: Proposition for a novel green LED-based device for in vitro investigation. Biomedicines. 12 (9), 2120(2024).
  31. Bounds, A. D., Bailey, R. D., Adams, C. T., Callaghan, D. C., Girkin, J. M. LightBox: A multi-well plate illumination system for photoactive molecule characterization. J Biophotonics. 14 (5), e202000481(2021).
  32. Zhang, K., Timilsina, S., Waguespack, M., Kercher, E. M., Spring, B. Q. An open-source LED array illumination system for automated multi-well plate cell culture photodynamic therapy experiments. Sci Rep. 12 (1), 1-10 (2022).
  33. optoWELL. , opto biolabs. at https://optobiolabs.com/products/optowell/ (2025).
  34. Repina, N. A., et al. Engineered illumination devices for optogenetic control of cellular signaling dynamics. Cell Rep. 31 (10), 107737(2020).
  35. Hopkins, S. L., et al. An in vitro cell irradiation protocol for testing photopharmaceuticals and the effect of blue, green, and red light on human cancer cell lines. Photochem Photobiol Sci. 15 (5), 644-653 (2016).
  36. Hadis, M. A., et al. Development and application of LED arrays for use in phototherapy research. J Biophotonics. 10 (11), 1514-1525 (2017).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Photodynamic TherapyRose BengalLED Illumination DeviceIn Vitro PDTHepG2 CellsCell Viability Assay96 Well PlatePhotosensitizer ApplicationGreen Light IrradiationCancer Cell Treatment

Powiązane artykuły