Artykuł metodologiczny

Zobrazenie in vivo sterydowane obrazem śledzenia przeszczepowanych komórek macierzystych nabłonka odległych płuc w przypadku zwłóknienia płuc przy użyciu obrazowania z zastosowaniem cząstek magnetycznych

761 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68477

⸱

27 czerwca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pediatrics and Human Development, Michigan State University, 4Lyman Briggs College, Michigan State University, 5College of Social Science, Michigan State University, 6Department of Chemistry, Hunter College, 7Corewell Health Medical Group, 8Institute for Quantitative Health Science and Engineering (IQ), Michigan State University, 9Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Terapia komórkowa oferuje obiecujące leczenie dla pacjentów z przewlekłą chorobą płuc poprzez zastosowanie komórek progenitorowych do naprawy uszkodzonych tkanek i poprawy funkcji płuc. Ponieważ obrazowanie odgrywa kluczową rolę w śledzeniu integracji komórek, opisujemy tutaj śledzenie in vivo terapii komórkowej dla przewlekłej choroby płuc w modelu mysim z wykorzystaniem obrazowania cząstek magnetycznych.

Streszczenie

Fibroza płuc (PF) to postępująca i przewlekła choroba płuc charakteryzująca się wielokrotnym uszkodzeniem nabłonka pęcherzyków płucnych, które prowadzi do nadmiernego osadzaniu się zewnątrzkomórkowej matrycy, powodując zagęszczenie tkanki, blizny i upośledzenie wymiany gazowej, co prowadzi do zaburzeń czynności oddechowych. W Stanach Zjednoczonych corocznie zgłasza się około 50 000 nowych przypadków, a pacjenci borykają się z poważnymi powikłaniami, takimi jak opłuszczenie płuc, nadciśnienie płucne, niewydolność oddechowa i zwiększone ryzyko raka płuc. Obecne opcje terapeutyczne są ograniczone pod względem skuteczności i mają na celu przede wszystkim spowolnienie postępu choroby. Terapia komórkowa stała się obiecującą interwencją, oferując potencjał regeneracji uszkodzonych tkanek płuc, modulacji stanu zapalnego i poprawy czynności płuc. Jednak skuteczność tych terapii zależy w znacznym stopniu od możliwości monitorowania rozmieszczenia, przeżywalności i integracji przeszczepowanych komórek w obrębie organizmu gospodarza.

Magnetyczne Obrazowanie Cząstek (MPI) to nowatorska, nieinwazyjna metoda obrazowania przedklinicznego, która wykorzystuje superparamagnetyczne nanocząstki tlenku żelaza (SPIONs) jako znaczniki. MPI oferuje wysoką czułość, specyficzność i brak sygnału tła, umożliwiając śledzenie in vivo oznaczonych komórek w czasie rzeczywistym i ilościowo. W niniejszym badaniu zbadaliśmy zastosowanie MPI do monitorowania ludzkich komórek progenitorowych nabłonka dalszego odcinka płuc przeszczepionych do płuc szczurów z upośledzonym układem odpornościowym. Komórki zostały oznaczone różnymi stężeniami SPIONs w celu optymalizacji sygnału, potwierdzonego przez immunobarwienie i ilościową ocenę żelaza. Po wewnątrztchawicznym wlewie wykonano skanowanie MPI 2D w celu śledzenia przestrzennego rozmieszczenia przeszczepionych komórek. Długotrwałe obrazowanie przez 2 tygodnie umożliwiło wizualizację integracji i retencji komórek w tkance płucnej. Udana instilacja wykazywała sygnały MPI zarówno w lewym, jak i prawym płucu, które maleją (~65%) w czasie. Szczury zostały następnie poświęcone w celu weryfikacji histologicznej. To badanie wykazuje przydatność MPI w nieinwazyjnym, długotrwałym śledzeniu terapii komórkowej w fibrozie płuc i opiera się na skomplikowanej technice stosowanej podczas zabiegów.

Wprowadzenie

Terapia komórkowa1,2 oferuje potencjał regeneracyjny, promując naprawę tkanek, zmniejszając stan zapalny i poprawiając wyniki w przewlekłych chorobach takich jak białaczka i chłoniaki3,4 (komórki macierzyste krwiotwórcze), choroba zwyrodnieniowa stawów5,6 (komórki macierzyste mezenchymalne), cukrzyca typu 17 (przeszczep wysp trzustkowych), urazy rdzenia kręgowego8,9, choroby neurodegeneracyjne10,11,12 (komórki macierzyste nerwowe) i zwłóknienie płuc13,14,15,16 (komórki progenitorowe płuc). Terapie te oferują znaczący potencjał, choć wyzwania takie jak odrzucenie immunologiczne i długotrwała skuteczność nadal istnieją17,18. Zwłóknienie płuc (PF) jest przewlekłą i progresywną chorobą płuc charakteryzującą się nadmiernym bliznowaceniem tkanki płucnej, prowadzącą do upośledzenia czynności płuc19. Terapia komórkowa PF ma na celu regenerację uszkodzonej tkanki płucnej i zmniejszenie zwłóknienia poprzez wprowadzenie regeneracyjnych komórek, takich jak komórki macierzyste mezenchymalne lub dystalne komórki progenitorowe płuc, do dotkniętych płuc20. Dystalne komórki progenitorowe płuc, które obejmują populacje takie jak komórki podstawowe, komórki nabłonkowe typu II, komórki macierzyste oskrzeliowo-pęcherzykowe i inne wielopotentne komórki progenitorowe, mają zdolność promowania naprawy tkanek, zmniejszania stanu zapalnego, potencjalnie regeneracji uszkodzonej tkanki płucnej i odwrócenia części uszkodzeń płuc przy przywracaniu normalnej czynności płuc21. Kilka badań przedklinicznych i wczesnych faz klinicznych wykazało, że przeszczepienie komórek progenitorowych płuc do zwłókniałego narządu może pomóc w odtworzeniu struktur pęcherzykowych, promowaniu remodelacji tkanki i zmniejszeniu stanu zapalnego13,22,23. Dodatkowo te komórki mogą wydzielaić różne czynniki wzrostu i cytokiny, które modulują środowisko zwłóknieniowe, dalsze promocjonując naprawę. Pomimo zachęcających wyników w poprawie czynności płuc, wyzwania nadal dotyczą optymalizacji dostarczania komórek, w tym efektywnej izolację, rozwój i integrację tych komórek z uszkodzoną tkanką płuc, zapewnienie długotrwałego bezpieczeństwa i zapobieganie niepożądanym efektom ubocznym. Potrzebne są dalsze badania w celu doskonalenia protokołów i oceny długotrwałego bezpieczeństwa i skuteczności terapii komórkami progenitorowymi w leczeniu zwłóknienia płuc.

Przesadzenie komórek do płuc w przypadku zwłóknienia płuc obejmuje kilka technik, z których każda została zaprojektowana w celu poprawy dostarczania komórek, przeżycia i integracji z uszkodzoną tkanką płuc. Powszechne metody obejmują iniekcję dożylną24,25, dostarczanie do oskrzeli26,27 i wlew dotchawiczny28,29,30,31, każda z nich ma swoje zalety i wyzwania. Wlew dożylny komórek macierzystych jest utrudniony przez suboptymalne kierowanie się do płuc, uwięzienie w organach niebędących celem, ograniczoną żywotność po wlewie i ryzyko reakcji immunogennych. Dostarczanie do oskrzeli, choć bardziej zlokalizowany, jest ograniczone przez niejednorodne rozmieszczenie komórek, potencjalne zablokowanie dróg oddechowych, reakcje zapalne i wyzwania proceduralne w zwłókniałej architekturze płuc. Podobnie, wlew dotchawiczny, mimo umożliwienia bezpośredniego osadzania w płucach, może prowadzić do niejednorodnego rozproszenia komórek, nieodpowiedniego przenikania do dalszych części płuc, miejscowego podrażnienia i różnic w jednorodności dawki w różnych komorach płuc. Chociaż wszystkie te techniki mają na celu poprawę przeżycia, integracji i skuteczności komórek w regenerującej tkanki płuc, wybór optymalnej techniki zależy od czynników takich jak rodzaj przeszczepianych komórek, stadium zwłóknienia i ogólny stan zdrowia pacjenta.

Mimo wyzwań, wlew dotchawiczny pozostaje jedną z najczęściej stosowanych metod dostarczania komórek bezpośrednio do płuc, szczególnie w kontekście zwłóknienia płuc. W tej technice komórki są wprowadzane do płuc przez kateter wprowadzony do tchawicy32. Następnie komórki są osadzone w przestrzeni pęcherzykowej, gdzie mogą potencjalnie naprawić uszkodzoną tkankę płuc. Ta metoda jest minimalnie in

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami i ich Użytkowania Michigan State University (IACUC), a dotyczące ludzi zostały zatwierdzone przez Corewell Health IRB nr 2017-198. Wszyscy pacjenci zgodzili się na udział w badaniu, wyrażając pisemną, świadomą zgodę przed jego rozpoczęciem.

Próbki wyciętych płuc z idiopatyczną fiktyczną skleroza (IPF) u pacjentów poddawanych przeszczepieniu płuc pobrano z Corewell Health. Przed zabiegiem wszyscy pacjenci spełniali kryteria diagnostyczne idiopatycznej fiktycznej sklerozy (IPF), charakteryzującej się hipoksją, dusznością i zmniejszoną objętością płuc43. Analiza patologiczna tkanki pobranej z dalszego końca płata płuc potwierdziła obecność fiktycznej sklerozy.

Samce myszy NOD/SCID zostały zakupione w wieku 8 tygodni i pozwolono im aklimatyzować się przez 1 tydzień, a następnie wyhodowano je do wieku 12 tygodni przed zabiegiem.

1. Izolacja i ekspansja ludzkich komórek nabłonka dróg oddechowych

  1. Przełożyć wyciętą próbkę płuca na lód, aby zachować integralność komórek podczas rozcinania. Zidentyfikować oskrzela/duże drogi oddechowe obecne w próbce; małe drogi oddechowe znajdują się w dalszych częściach próbki płuca, najdalej od dużych dróg oddechowych. Za pomocą wysterylizowanych narzędzi wyciąć dalszą część próbki płuca i przetworzyć ją na mniejsze kawałki, aby ułatwić trawienie tkanki. Spłukać próbkę buforem fosforanowym Dulbecco (DPBS), aby usunąć nadmiar krwi i płynu, a następnie przetrawić wyciętą tkankę płuca zawierającą małe drogi oddechowe w buforze składającym się z proteazy z Streptomyces griseus, 1x penicyliny/streptomycyny, DNase I i 1x Gentamiciny w 50 mL probówce. Umieścić tkankę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C i kołysać przez około 4 godziny lub do momentu, aż tkanki zostaną wystarczająco przetrawione.
  2. Przepuścić zawartość 50 mL probówki przez sterylną sitówkę komórkową 100 μm. Spłukać tkankę 3x DPBS i przepuścić płuczki przez sitówkę. Osadzić komórki przez wirowanie przy 400 x g przez 5 min, usunąć nadstan i ponownie zawiesić komórki w 1 mL pożywki kulturalnej, pipetując zawiesinę komórkową 50x pipetą ustawioną na 500 μL.
  3. Dodać zawiesinę komórek do 75 cm2 kolby kulturalnej zawierającej pożywkę do hodowli nabłonka dróg oddechowych. Hodować komórki w temperaturze 37 °C, 5% CO2 przez około 2 tygodnie.

2. Oznaczanie komórek nabłonka dróg oddechowych nanocząstkami (tracer tlenku żelaza)

  1. Kiedy kultury nabłonkowe osiągną 80% konfluencji, oznacz komórki tracerem tlenku żelaza w końcowej koncentracji 250 μg/mL. Dodać odpowiednią objętość tracera tlenku żelaza do 10 mL pożywki kulturalnej na kolbę komórek nabłonkowych i inkubować przez 48 godzin.
  2. Po 48 godzinach spłukać komórki 3x DPBS aby usunąć nadmiar nanocząstek.
  3. Odczepić komórki za pomocą reagentu odczepiającego komórki i inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez 15 min lub do momentu, aż komórki zaczną się oderwać od powierzchni kolby.
  4. Zebrać komórki do 50 mL probówki zawierającej 1 mL surowicy płodowej wołu. Spłukać kolbę 3x 5 mL DPBS i dodać płuczki do 50 mL probówki zawierającej komórki.
  5. Osadzić komórki przez wirowanie przy 400 x g przez 5 min. Usunąć nadstan i ponownie zawiesić komórki w 1 mL pożywki kulturalnej, pipetując zawiesinę komórkową 50x pipetą ustawioną na 500 μL.
  6. Użyć hemocytometru do określenia stężenia komórek i określenia objętości zawiesiny komórkowej wymaganej do przeszczepu in vivo.
  7. Pobrać 100 μL zawiesiny komórek i fiksować w 4% paraformaldehydzie.

3. In vitro immunobarwienie i mikroskopia

  1. Zapompowywać 100 μL zawiesiny komórek do wkładu cytospinowego zawierającego slajd i filtr i wirować przez 5 min przy 1000 obr/min.
  2. Wyznaczyć kontur komórek na slajdzie za pomocą hydrofobowego pióra.
  3. Spłukać slajdy przez 2 x 15 min DPBS.
  4. Permeabilizować komórki na slajdzie poprzez inkubację z 0,1% Triton X-100 w DPBS przez 5 min w temperaturze pokojowej.
  5. Spłukać komórki przez 2 x 2 min DPBS.
  6. Blokować slajdy z 5% surowicą wołową (BSA)/1% surowicą kozicą w DPBS przez 2 godziny.
  7. Inkubować slajdy w pierwotnym przeciwciałach (anty-dekstranowym) w 2,5% BSA/0,5% surowicy kozicą w DPBS przez noc w temperaturze 4 °C.
  8. Usun

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pilotażowe badanie przeprowadzono na sześciu myszach. Spośród nich, tylko jedna mysz zmarła przed zakończeniem badania, w dziesiątym dniu. Intensywności sygnału 2D MPI dla różnych stężeń oznaczenia zostały oceniane jako funkcja liczby komórek (Rysunek 1A). Zaobserwowano, że intensywność sygnału była wprost proporcjonalna do stężenia śladowego związku tlenku żelaza. Dlatego stężenie 250 µg/mL zostało uznane za optymalne stężenie do oznaczania i wykorzystane w kolejnych badaniach. In vitro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Instylacja dotchynowa u myszy jest precyzyjną techniką wprowadzania substancji bezpośrednio do płuc. Podczas wielu kluczowych etapów tej procedury wymagana jest szczególna uwaga. Zaczynając od zapewnienia odpowiedniej głębokości znieczulenia, aby zapobiec dyskomfortowi i ruchowi, oraz pozycjonowania myszy na plecach z wydłużoną szyją, aby wyrównać drogi oddechowe dla jasnego dostępu do otworu tchawicy. Użycie depresora języka może pomóc w utrzymaniu otwarcia dróg oddechowych. Upewnij się, że cewnik jest ostrożnie wprowad...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych sporów interesów do ujawnięcia.

Podziękowania

Finansowanie tego badania zostało częściowo zapewnione dzięki dotacji R01HL153165-01A1 dla X.P.L. i R21AI159928-01 dla P.W.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1.7 mL microcentrifuge tubeDOT ScientificRN1700-GMTDo zbierania komórek i przygotowywania rozcieńczeń BLM
Anti-Dextran antibdoySTEMCELL Technologies60026Pierwotne przeciwciało
BD Luer-Lok SyringeBecton, Dickinson309628Do iniekcji powietrza podczas wkroczenia do płuc
Cytospin 3Thermo Shandon74010121GB
DNase IMillipore-Sigma10104159001
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Fetal Bovine Serum ThermoFisher ScientificA5670701
Gentamicin Gibco15750060
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor™ 568ThermoFisher ScientificA-11004Przeciwciało wtórne
Goat SerumMillipore-SigmaG9023
IsofluraneCovetrus11695067772Znieczulenie gazowe
Isoflurane vaporizerSOMNI ScientificVS6002Aparat do znieczulenia
MomentumMagnetic Insight IncSkaner obrazowania magnetycznych cząstek przedklinicznych (MPI)
Mouse intubation kitOHANOhan-201Kompletny zestaw do intubacji z wszystkimi niezbędnymi akcesoriami
NOD/SCID MiceJackson LaboratoryRRID:IMSR_JAX:001303Immunosupresowane modelowe myszy
Penicillin/Streptomycin Gibco15140122
PneumaCult-Ex Plus Medium STEMCELL Technologies5040
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI InvitrogenP36962Środek do mocowania preparatów do mikroskopu fluorescencyjnego
Protease from Streptomyces griseus Millipore-SigmaP5147
Surgical kitTępe kleszcze używane do trzymania języka myszy
Tris-Buffered Saline with Tween20 (TBST)ThermoFisher Scientific28360
TrypLE Express Enzyme ThermoFisher Scientific12604021
VivoTrax PlusMagnetic InsightMIVTP01Żelazny tlenek śladu do znakowaniu komórek in vitro i następczych MPI

Bibliografia

  1. Biehl, J. K., Russell, B. Introduction to Stem Cell Therapy. J Cardiovasc Nurs. 24 (2), 98-103 (2009).
  2. Herberts, C. A., Kwa, M. S. G., Hermsen, H. P. H. Risk factors in the development of stem cell therapy. J Transl Med. 9 (1), 29(2011).
  3. Bair, S. M., Brandstadter, J. D., Ayers, E. C., Stadtmauer, E. A. Hematopoietic stem cell transplantation for blood cancers in the era of precision medicine and immunotherapy. Cancer. 126 (9), 1837-1855 (2020).
  4. Xuan, L., Liu, Q. Maintenance therapy in acute myeloid leukemia after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. J Hematol Oncol. 14 (1), 4(2021).
  5. Zhu, C., Wu, W., Qu, X. Mesenchymal stem cells in osteoarthritis therapy: a review. Am J Transl Res. 13 (2), 448-461 (2021).
  6. Giorgino, R., et al. Knee osteoarthritis: Epidemiology, pathogenesis, and mesenchymal stem cells: What else is new? An update. Int J Mol Sci. 24 (7), 6405(2023).
  7. Jeyagaran, A., et al. Type 1 diabetes and engineering enhanced islet transplantation. Adv Drug Deliv Rev. 189, 114481(2022).
  8. Shinozaki, M., Nagoshi, N., Nakamura, M., Okano, H. Mechanisms of stem cell therapy in spinal cord injuries. Cells. 10 (10), 2676(2021).
  9. Zipser, C. M., et al. Cell-based and stem-cell-based treatments for spinal cord injury: evidence from clinical trials. Lancet Neurol. 21 (7), 659-670 (2022).
  10. Kim, S. W., et al. Neural stem cells derived from human midbrain organoids as a stable source for treating Parkinson's disease: Midbrain organoid-NSCs (Og-NSC) as a stable source for PD treatment. Prog Neurobiol. 204, 102086(2021).
  11. Nie, L., et al. Directional induction of neural stem cells, a new therapy for neurodegenerative diseases and ischemic stroke. Cell Death Discov. 9 (1), 215(2023).
  12. Yue, C., Feng, S., Chen, Y., Jing, N. The therapeutic prospects and challenges of human neural stem cells for the treatment of Alzheimer's Disease. Cell Regen. 11 (1), 28(2022).
  13. Kim, J. -H., et al. Human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids for modeling pulmonary fibrosis and drug testing. Cell Death Discov. 7 (1), 48(2021).
  14. Cheng, W., Zeng, Y., Wang, D. Stem cell-based therapy for pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 492(2022).
  15. Milman Krentsis, I., et al. Lung cell transplantation for pulmonary fibrosis. Sci Adv. 10 (34), eadk2524(2024).
  16. Suezawa, T., et al. Disease modeling of pulmonary fibrosis using human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids. Stem Cell Rep. 16 (12), 2973-2987 (2021).
  17. Madrid, M., Sumen, C., Aivio, S., Saklayen, N. Autologous induced pluripotent stem cell-based cell therapies: Promise, progress, and challenges. Curr Protoc. 1 (3), e88(2021).
  18. Balistreri, C. R., et al. Stem cell therapy: old challenges and new solutions. Mol Biol Rep. 47 (4), 3117-3131 (2020).
  19. Richeldi, L., Collard, H. R., Jones, M. G. Idiopathic pulmonary fibrosis. Lancet. 389 (10082), 1941-1952 (2017).
  20. Tzouvelekis, A., Antoniadis, A., Bouros, D. Stem cell therapy in pulmonary fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 17 (5), 368-373 (2011).
  21. Rawlins, E. L. Lung epithelial progenitor cells. Proc Am Thorac Soc. 5 (6), 675-681 (2008).
  22. Han, M. -M., et al. Nanoengineered mesenchymal stem cell therapy for pulmonary fibrosis in young and aged mice. Sci Adv. 9 (29), eadg5358(2023).
  23. Averyanov, A., et al. First-in-human high-cumulative-dose stem cell therapy in idiopathic pulmonary fibrosis with rapid lung function decline. Stem Cells Transl Med. 9 (1), 6-16 (2019).
  24. Glassberg, M. K., et al. Allogeneic human mesenchymal stem cells in patients with idiopathic pulmonary fibrosis via intravenous delivery (AETHER): A phase I safety clinical trial. Chest. 151 (5), 971-981 (2017).
  25. Zhao, X., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell therapy for reverse bleomycin-induced experimental pulmonary fibrosis. Sci Rep. 13 (1), 13183(2023).
  26. Tzouvelekis, A., et al. A prospective, non-randomized, no placebo-controlled, phase Ib clinical trial to study the safety of the adipose derived stromal cells-stromal vascular fraction in idiopathic pulmonary fibrosis. J Transl Med. 11 (1), 171(2013).
  27. Tzouvelekis, A., et al. Stem cell therapy for idiopathic pulmonary fibrosis: a protocol proposal. J Transl Med. 9 (1), 182(2011).
  28. Choi, S. M., et al. Classical monocyte-derived macrophages as therapeutic targets of umbilical cord mesenchymal stem cells: comparison of intratracheal and intravenous administration in a mouse model of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 68(2023).
  29. Llontop, P., et al. Airway transplantation of adipose stem cells protects against bleomycin-induced pulmonary fibrosis. J Investig Med. 66 (4), 739-746 (2018).
  30. Gad, E. S., et al. The anti-fibrotic and anti-inflammatory potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells and nintedanib in bleomycin-induced lung fibrosis in rats. Inflammation. 43 (1), 123-134 (2020).
  31. Aal Porzionato,, et al. Intratracheal administration of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles reduces lung injuries in a chronic rat model of bronchopulmonary dysplasia. Am Jl Physiol Lung Cell Mol Physiol. 320 (5), L688-L704 (2021).
  32. Ortiz-Muñoz, G., Looney, M. R. Non-invasive Intratracheal Instillation in Mice. Bio Protoc. 5 (12), e1504(2015).
  33. Srinivas, M., et al. Imaging of cellular therapies. Adv Drug Deliv Rev. 62 (11), 1080-1093 (2010).
  34. Li, Z., Tong, L., Zhao, H., He, Z. Medical Imaging in Clinical Practice. Erondu, F. O. , IntechOpen. (2013).
  35. Knopp, T., Gdaniec, N., Möddel, M. Magnetic particle imaging: from proof of principle to preclinical applications. Phys Med Biol. 62 (14), R124-R178 (2017).
  36. Borgert, J., et al. Fundamentals and applications of magnetic particle imaging. J Cardiovasc Computed Tomogr. 6 (3), 149-153 (2012).
  37. Mohapatra, J., et al. Principles and applications of magnetic nanomaterials in magnetically guided bioimaging. Mater Today Phys. 32, 101003(2023).
  38. Pablico-Lansigan, M. H., Situ, S. F., Samia, A. C. S. Magnetic particle imaging: advancements and perspectives for real-time in vivo monitoring and image-guided therapy. Nanoscale. 5 (10), 4040-4055 (2013).
  39. Bulte, J. W. M., et al. Quantitative "hot-spot" imaging of transplanted stem cells using superparamagnetic tracers and magnetic particle imaging. Tomography. 1 (2), 91-97 (2015).
  40. Lemaster, J. E., Chen, F., Kim, T., Hariri, A., Jokerst, J. V. Development of a trimodal contrast agent for acoustic and magnetic particle imaging of stem cells. ACS Appl Nano Mater. 1 (3), 1321-1331 (2018).
  41. Shalaby, N., et al. Complementary early-phase magnetic particle imaging and late-phase positron emission tomography reporter imaging of mesenchymal stem cells in vivo. Nanoscale. 15 (7), 3408-3418 (2023).
  42. Wang, Q., et al. Artificially engineered cubic iron oxide nanoparticle as a high-performance magnetic particle imaging tracer for stem cell tracking. ACS Nano. 14 (2), 2053-2062 (2020).
  43. Li, X., et al. Extravascular sources of lung angiotensin peptide synthesis in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (5), L887-L895 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Terapia kom rkowaznakowanie SPIONtransplantacja kom rekobrazowanie pod u neimmunobarwieniewalidacja histologiczna

Powiązane artykuły