Method Article

Mysi model do oceny długoterminowych wyników strukturalnych i funkcjonalnych po odwróceniu przedłużającej się jednostronnej niedrożności moczowodu

DOI:

10.3791/68492

⸱

July 18th, 2025

 , 
1Division of Nephrology, Department of Medicine, Vanderbilt University Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy artykuł zawiera szczegółowe instrukcje, które umożliwią badaczom wykonanie odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu u myszy przy użyciu ustandaryzowanego modelu, który umożliwia analizę długoterminowych wyników strukturalnych i funkcjonalnych po odwróceniu przedłużonej niedrożności moczowodu.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Postępowanie kliniczne u pacjentów z niedrożnością dróg moczowych (UTO) wymaga wczesnej interwencji w celu odwrócenia przyczyny niedrożności, ale mimo to pacjenci z przedłużonym UTO są narażeni na zwiększone ryzyko przewlekłej choroby nerek (PChN) i nawrotu ostrego uszkodzenia nerek (AKI). Jednak poza wczesnym odwróceniem niedrożności i generyczną terapią opóźniającą postęp PChN, żadne terapie nie poprawiły znacząco długoterminowych wyników leczenia nerek po odwróceniu ZUM. Aby rozwiązać ten problem, wiele laboratoriów opracowało modele odwracalnych UUO (R-UUO), ale są one trudne technicznie i nie zostały powszechnie przyjęte. Ponadto, chociaż mysie modele R-UUO są atrakcyjne, ponieważ można je wykorzystać do wykorzystania mocy genetyki myszy do badania patofizjologii choroby, były one szczególnie trudne, ponieważ stosowane metody często prowadzą do nieodwracalnego UUO, jeśli niedrożność trwa >3 dni. Ponadto, ze względu na charakter tych modeli, w niewielu badaniach oceniano długoterminowe wyniki funkcjonalne odwrócenia niedrożności moczowodów. Aby temu zaradzić, niedawno opracowaliśmy mysi model R-UUO z opóźnioną nefrektomią przeciwległą, który pozwala na analizę długoterminowych skutków odwrócenia przedłużonego UTO na długoterminowe wyniki strukturalne i funkcjonalne nerek. Badania te pokazują, że pomimo prawie całkowitej poprawy histologicznej po 3 miesiącach od odwrócenia, nastąpiło trwałe pogorszenie czynności nerek oraz wyraźne i trwałe zaburzenie zdolności zagęszczania moczu, co wskazuje na wadę funkcji rdzenia nerkowego. Model wymaga trzech poważnych operacji mających na celu przeżycie, ale skutkuje solidnym i powtarzalnym długoterminowym obniżeniem funkcji nerek, które można odtworzyć w różnych szczepach myszy poprzez dostosowanie okresu niedrożności. W tym artykule przedstawiamy szczegółowe instrukcje dotyczące wykonywania tych operacji, optymalizacji warunków stosowania w różnych szczepach myszy, oceny wyników funkcjonalnych nerek i pobierania tkanek nerkowych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niedrożność dróg moczowych (ZUM) może być jednostronna, często przebiegać bezobjawowo, objawiać się późno z przewlekłą uropatią obturacyjną1 lub może objawiać się ostro kolką nerkową i/lub krwiomoczem; ostre odmiedniczkowe zapalenie nerek lub ostre uszkodzenie nerek po nerkach (AKI)2. Kluczem do leczenia UTO jest wczesne odwrócenie niedrożności2. Jednak pomimo skutecznego odwrócenia i stosowania terapii generycznych w celu opóźnienia postępu przewlekłej choroby nerek (PChN), pacjenci dotknięci tą chorobą nadal są narażeni na zwiększone ryzyko postępującej PChN i nadciśnienia 3,4. Ponadto długotrwała zdolność zagęszczania moczu (UCC) jest często upośledzona5, co może predysponować podatnych pacjentów do odwodnienia i nawrotów AKI, przyspieszając postępujące pogorszenie czynności nerek po UTO.

Częściowo ten brak możliwości zidentyfikowania podejść terapeutycznych w celu poprawy długoterminowych wyników u pacjentów z UTO wynika z naszego polegania na wykorzystaniu modeli nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) w celu zbadania patobiologii UTO. Modele te nie odtwarzają jednak sytuacji klinicznej, w której u pacjentów dochodzi do odwrócenia wkrótce po diagnozie i nie można ich wykorzystać do zbadania mechanizmów i podejść terapeutycznych, które można wykorzystać do poprawy długoterminowej naprawy po odwróceniu niedrożności. Aby rozwiązać ten problem, opracowano modele odwracalnego UUO (R-UUO), ale są one trudniejsze technicznie niż nieodwracalne modele UUO, trudniejsze do odtworzenia przez różne laboratoria, a w rezultacie nie zostały tak szeroko przyjęte przez społeczność naukową. Modele mysie są atrakcyjne, ponieważ można je wykorzystać do wykorzystania mocy genetyki myszy do badania patofizjologii chorób, ale ich optymalizacja była szczególnie trudna, ponieważ metody te często prowadzą do nieodwracalnego UUO, jeśli niedrożność trwa dłużej niż 3 dni6. Aby rozwiązać ten problem, zastosowano różne podejścia, w tym wielochirurgiczne, sekwencyjne umieszczanie klamer wzdłuż moczowodu co 2 dni 6,7; UUO, a następnie reimplantacja pęcherzamoczowego 8,9,10,11; i użyj nieuszkadzających zacisków i rurek, aby zatkać moczowód 12,13,14. Długoterminowe badania wyników na szczurach i myszach wykazały poprawę czynności nerek, zmniejszenie zwłóknienia i/lub uszkodzenia kłębuszków nerkowych po odwróceniu niedrożności, ale tylko częściową poprawę, jeśli UUO trwa dłużej niż 2 dni 6,7,8,9,12,14,15,16,17,18,19 . Ponadto, podczas gdy rdzeń nerkowy (RM) jest do niedawna szczególnie podatny na uszkodzenia spowodowane przez UTO20,21, nie przeprowadzono długoterminowych badań na gryzoniach, w których badano wpływ przedłużonego R-UUO na strukturę i funkcję RM. Jest to istotne, ponieważ UCC i zdolność do wydalania ładunków soli bez zwiększania ciśnienia krwi (tzw. odpowiedź natriurezy ciśnieniowej) są zależne od utrzymania integralności anatomicznej RM 22,23,24, tak że niepełna naprawa RM po odwróceniu UTO może wyjaśniać, dlaczego pacjenci mają zwiększoną podatność na nawracające AKI i nadciśnienie tętnicze po odwróceniu UTO. Jednak wiele technik wymaganych do oceny tego wymaga wielu rund chirurgicznych (pięć dużych operacji na 6 dni niedrożności 6,7), wymaga specjalistycznej wiedzy chirurgicznej, która jest trudna do nauczenia (np. chirurgiczna reimplantacja moczowodu do pęcherza moczowego 8,9,10,11), a ponieważ niedrożność jest jednostronna, utrudnia badaczom ocenę zmian w funkcji nerek po odwróceniu niedrożności.

Aby rozwiązać ten problem, opracowaliśmy mysi model R-UUO, który jest stosunkowo prosty do wykonania i nauczania, wymaga bardziej ograniczonej liczby operacji niż inne techniki (trzy operacje na 5 do 7 dni niedrożności) i pozwala na analizę powrotu funkcji nerek bez konieczności inwazyjnych i/lub kosztownych badań nad podzieloną funkcją nerek25. W tym celu myszy przechodzą trzy poważne operacje: 1) umieszczenie nieurazowego zacisku naczyniowego na bliższym lewym moczowodzie; 2) usunięcie klamry naczyniowej 5 do 7 dni później, w zależności od szczepu myszy; oraz 3) usunięcie przeciwległej nerki 10 dni później w celu oceny czynności nerek. Około 20 do 40% myszy umiera w ciągu 2-3 dni od nefrektomii, co wskazuje, że UUO nie odwraca się u wszystkich myszy. Długotrwała obserwacja myszy, które przeżyły, pokazuje, że pomimo prawie całkowitego odzyskania histologicznego rdzenia nerki (RM) 3 miesiące po R-UUO. Występuje zmniejszona czynność nerek, mierzona za pomocą przezskórnego współczynnika filtracji kłębuszkowej (tGFR)26. Ponadto występuje wyraźne zmniejszenie UCC, określone przez pomiar osmolalności moczu po ograniczeniu wody, co sugeruje trwałe defekty funkcji RM. Badania przebiegu czasowego pokazują, że chociaż następuje poprawa tGFR między 28 a 56 dniem po RUUO, stabilizuje się między 56 a 84 dniem. Natomiast nie ma poprawy w UCC między 28 a 84 dniem po R-UUO25. Korzystając z scRNA-Seq izolowanych RM, zwalidowanych przez badania linii komórkowych i immunohistochemii, zidentyfikowaliśmy silne reakcje regeneracyjne, które przywróciły wymiary RM po R-UUO, ale wszystkie główne przedziały komórkowe w RM wykazały trwałe zmiany w liczbie komórek i sygnaturach genów, które prawdopodobnie wpłyną na powrót do funkcji po R-UUO. Obejmowało to utrzymujące się reakcje prozapalne w przewodzie i pętli zbiorczej RM populacji komórek Henlego 84 dni po R-UUO, podobne do sygnatur zapalnych i starzeniowych nieudanych nabłonków proksymalnych kanalików nabłonkowych po AKI i UUO 27,28,29,30. Podobne zmiany zaobserwowano również w przewodach pobierających RM od pacjentów z nawracającą kamicą nerkową31, co sugeruje, że istnieje powszechna reakcja na uszkodzenie RM zarówno u ludzi, jak i myszy. W tym artykule przedstawiamy szczegółowe instrukcje dotyczące sposobu wykonywania tych operacji, optymalizacji warunków ich stosowania w różnych szczepach myszy, określania, czy moczowód jest nadal niedrożny po odwróceniu, jak oceniamy kluczowe wyniki funkcjonalne oraz jak pobieramy tkanki nerkowe w celu oceny struktur rdzenia nerkowego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu opisano czteroetapowy protokół stosowany w badaniach długoterminowych (ryc. 1). Jak omówiono na końcu tego manuskryptu, badacze mogą zdecydować się na wykonanie tylko trzech z nich (sekcje 1, 2 i 4) lub wszystkich czterech, jeśli są zainteresowani badaniem długoterminowych wyników. Wszystkie eksperymenty na myszach opisane w tym manuskrypcie zostały zatwierdzone przez Vanderbilt Institutional Animal Care and Use Committee i są zgodne z wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt.

1. Założenie zacisku moczowodu (10 - 15 min/mysz)

UWAGA: Polegaj na wiedzy na temat anatomii nerek myszy, aby zlokalizować moczowód, ponieważ nie można go zobaczyć bezpośrednio bez otaczającej tkanki łącznej. Moczowód biegnie wzdłuż dolnej tylnej części tkanki wnęki, gdy nerka jest odsłonięta (ryc. 2). Wybór klamry naczyniowej jest ważny. Mogą być drogie, ale można je wielokrotnie czyścić, sterylizować w autoklawie i ponownie używać. Zaciski te mogą być bez problemu ponownie użyte co najmniej 100 razy.

  1. Autoklawować wszystkie narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem w temperaturze 121 °C przez 30 min. W przypadku wykonywania operacji na wielu myszach, usuń krew i zanieczyszczenia z narzędzi między użyciem i w zależności od polityki instytucji są one sterylizowane przez 10-15 s za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami lub autoklawowane osobno dla każdej myszy. Poczekaj, aż instrumenty ostygną przed ich ponownym użyciem.
  2. Zważ mysz.
  3. Znieczulić mysz za pomocą 5-10 mg/kg ksylazyny z 90-120 mg/kg ketaminy we wstrzyknięciu dootrzewnowym (patrz tabela materiałów). Zwykle trwa to 3-5 minut, aby zacząć działać.
  4. W zależności od polityki instytucjonalnej, analgezja przedoperacyjna jest podawana wszystkim myszom lub tylko przy użyciu innego środka znieczulającego, takiego jak izofluran, ponieważ w przeciwieństwie do ksylazyny nie ma to działania przeciwbólowego.
  5. Ogolić miejsce operacji od bioder do klatki piersiowej i wokół boku, z wystarczającą obwódką, aby włosy nie zanieczyściły miejsca nacięcia. Wykonuj w obszarze przygotowawczym, a nie w miejscu, w którym wykonywana jest operacja.
  6. Przykryj rozgrzane pole operacyjne sterylnym obłożeniem chirurgicznym. Pomoże to zapobiec przedostawaniu się zabłąkanych włosów do pola operacyjnego i zapewni miejsce do ułożenia sterylnych narzędzi.
  7. Nałóż okulistyczną maść nawilżającą na oczy.
  8. Zastosuj aseptyczne przygotowanie za pomocą gazy nasączonej betadyną: wyszoruj od środka miejsca w kierunku obrzeży 3 do 4 razy, za każdym razem, a następnie przetrzyj raz wacikiem nasączonym alkoholem. Usuń całą betadynę z pola operacyjnego przed nacięciem.
  9. Po potwierdzeniu znieczulenia płaszczyzną chirurgiczną należy wykonać 1,5 cm podłużne nacięcie grzbietowe na linii środkowej przez skórę i warstwy podskórne za pomocą nożyczek i kleszczy.
  10. Wykonaj małe nacięcie przez lewy mięsień boczny i powięź nad nerką i wyegzekwuj lewą nerkę.
  11. Ostrożnie wypreparuj dolny biegun tłuszczu i część tkanki łącznej wokół miejsca, w którym powinien znajdować się moczowód. Nie jest możliwe bezpośrednie zobaczenie moczowodu bez otaczającej go tkanki łącznej. Następnie oddziel moczowód wraz z otaczającą go tkanką łączną od szypułki nerkowej, która zawiera żyłę nerkową i tętnicę, tak aby szypułka nerkowa nie była objęta zaciskiem moczowodu (ryc. 2).
  12. Użyj aplikatorów zaciskowych, aby go otworzyć i umieścić na moczowodzie bezpośrednio pod miednicą. Użyj oznaczeń na zacisku naczyniowym, aby upewnić się, że są one umieszczone z takim samym naciskiem na moczowód dla każdej myszy (ryc. 3). Nie stosować, a następnie zdejmować zacisk w celu zmiany położenia, ponieważ może to spowodować uszkodzenie moczowodu.
  13. Po umieszczeniu zacisku delikatnie wepchnij nerkę z zaciskiem z powrotem do przestrzeni zaotrzewnowej za pomocą sterylnego wacika nasączonego solą fizjologiczną.
  14. Zamknij warstwę mięśniową za pomocą wchłanialnego szwu.
  15. Zamknij warstwę skóry za pomocą klipsów do skóry.
  16. Podawać susaninę o uwalnianiu 3,25 mg/kg analgezji (patrz tabela materiałów) i podawać podskórnie 0,5 ml sterylnej normalnej soli fizjologicznej w celu nawodnienia myszy.
  17. Pozostaw mysz na podgrzewanym polu operacyjnym z twardą podkładką lub przenieś ją do klatki domowej z podgrzewaną podkładką izotermiczną pod połową klatki, aż mysz się obudzi.
  18. Przywróć mysz do pomieszczenia ze zwierzętami.
  19. Uważnie obserwuj mysz i podawaj dodatkowe dawki buprenorfiny w przypadku bólu lub dyskomfortu przez 48 do 72 godzin. Kliniczne objawy bólu i niepokoju, które wskazują, że myszy potrzebują dodatkowej analgezji, obejmują depresję lub inne zmiany behawioralne, nieprawidłowy wygląd lub postawy, takie jak piloerekcja, zgarbiona postawa, brak pielęgnacji i jedzenia lub bezruch.

2. Usunięcie zacisku moczowodu (10 - 15 min/mysz)

  1. Postępuj zgodnie z krokami procedury umieszczania zacisku 1.1-1.10, używając oryginalnych nacięć skóry i mięśni, aby rozpocząć usuwanie zacisku. Usuń klipsy do ran przed oczyszczeniem obszaru operacyjnego. Ponowne golenie zwykle nie jest konieczne, ponieważ włosy nie odrosły.
  2. Ze względu na rozwinięte zrosty tkankowe, użyj kleszczy, aby ostrożnie zlokalizować zacisk w przestrzeni zaotrzewnowej bez uprzedniego zewnętrzizowania nerki. Użyj aplikatorów zaciskowych, aby delikatnie otworzyć zacisk, jednocześnie używając kleszczy, aby pociągnąć tkankę w dół z okolic głowicy zacisku, aby usunąć zacisk.
  3. Teraz zewnętrz nerkę, aby można było uwidocznić miedniczkę nerkową w celu określenia niedrożności. Miedniczka nerkowa powinna być obrzęknięta, co wskazuje na wodonercze.
  4. Po zbadaniu nerki delikatnie wepchnij nerkę z powrotem do przestrzeni zaotrzewnowej za pomocą sterylnego wacika nasączonego solą fizjologiczną.
  5. Wykonaj kroki 1.13-1.18, jak opisano powyżej.

3. Nefrektomia po stronie przeciwnej (10 - 15 min/mysz)

  1. Ogol obszar, jeśli występuje wzrost włosów.
  2. Użyj 1-5% mieszanki izofluranu i powietrza do znieczulenia, aby umożliwić łatwiejszy powrót do zdrowia po wcześniejszych zdarzeniach znieczulających. Usuń klipsy do ran przed oczyszczeniem obszaru operacyjnego.
    UWAGA: Ponieważ operacja ta nie wywołuje uszkodzenia nerek, które można złagodzić za pomocą znieczulenia wziewnego32.
  3. Analgezję buprenorfiny należy podawać przedoperacyjnie (patrz tabela materiałów).
  4. Postępuj zgodnie z krokami procedury 1.1-1.9, używając oryginalnego nacięcia skóry, aby rozpocząć.
  5. Wykonaj małe nacięcie przez prawy mięsień boczny i powięź nad nerką i wyjdź na zewnątrz prawej nerki.
  6. Delikatnie chwyć nerkę gładkimi, zakrzywionymi kleszczami i ostrożnie wypreparuj górny i dolny biegun nerki z otaczającej tkanki.
    UWAGA: Tkanka z okolic górnego bieguna zawiera nadnercza, niosące własny dopływ krwi, który może być pobrany z nerki, ale oczywiście nie powinien być usuwany od myszy (patrz ryc. 2).
  7. Po uwolnieniu nerki z otaczających tkanek należy całkowicie zawiązać jedwabny szew 4-0 wokół naczyń nerkowych i moczowodu za pomocą podwójnego węzła chirurgicznego. Pozostawiona na ~30 s nerka ciemnieje. Przytrzymaj nerkę gładkimi, zakrzywionymi kleszczami i usuń nerkę, przecinając dystalnie do węzła zakrzywionymi nożyczkami.
  8. Delikatnie wepchnij pozostałą szypułkę nerki z powrotem do przestrzeni zaotrzewnowej za pomocą sterylnego wacika nasączonego solą fizjologiczną.
  9. Wykonaj kroki 1.13-1.15, 1.17-18, jak opisano powyżej.

4. Pobieranie tkanek

  1. W zależności od polityki instytucjonalnej, albo znieczulij myszy, używając 5-10 mg/kg ksylazyny z 120 mg/kg ketaminy we wstrzyknięciu dootrzewnowym, albo przedawkowując 5% mieszankę izofluranu / powietrza przed zabiegiem końcowym.
  2. Otwórz jamę brzuszną, aby odsłonić lewą nerkę
  3. Zbadać nerkę, aby zobaczyć obrzęk miedniczki nerkowej (patrz krok 2.3).
  4. Jeśli wygląda na to, że miedniczka nerkowa jest nadal obrzęknięta, należy wprowadzić igłę motylkową o małej wielkości podłączoną do strzykawki zawierającej 0,5 ml błękitu metylenowego o rozcieńczeniu 1 do 5000 w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Jeśli moczowód jest opatentowany, niebieski roztwór będzie widoczny podczas przemieszczania się z miedniczki nerkowej do pęcherza moczowego. Jeśli nie, miedniczka nerkowa puchnie od niebieskiego roztworu i nie pojawi się w pęcherzu.
  5. Aby perfuzja naprawiła nerki, otwórz klatkę piersiową i odsłoń serce.
    1. Gdy serce nadal bije, włóż igłę motylkową o pojemności 23-25 G do lewej komory, rozpocznij infuzję normalnej soli fizjologicznej i przetnij prawy przedsionek lub komorę, aby zastąpić objętość krwi solą fizjologiczną.
    2. Po około minucie upewnij się, że nerki są białe. Kontynuuj napar z soli fizjologicznej przez kolejną minutę lub zamień go na napar z 10% roztworu formaliny na kolejne 1-2 minuty, aby utrwalić tkanki.
    3. W tym momencie mysz będzie martwa; Zbierz tkanki. Jeśli tkanki są pobierane do badań RNA lub białek, nie należy ich utrwalać perfuzją.
  6. Po usunięciu nerek ze zwierzęcia (niezależnie od tego, czy zostały one utrwalone pod kątem perfuzji, czy nie), użyj żyletki, aby przeciąć do trzech plastrów strzałkowych o grubości 2-3 mm przez środek nerki (ryc. 4). Daje to reprezentatywne sekcje, które obejmują rdzeń i korę nerkową oraz zapewniają wystarczającą ilość tkanki do testów histologicznych, białkowych lub RNA.
  7. Przejdź do utrwalania/zamrażania próbek zgodnie z wymaganiami badania.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W przypadku badań długoterminowych na ogół oceniamy czynność nerek, mierząc sekwencyjny azot mocznikowy we krwi (BUN) i przezskórne współczynniki filtracji kłębuszkowej (tGFR) u świadomych myszy (patrz wcześniej opublikowany artykuł opisujący to26), oprócz pomiaru zdolności zagęszczania moczu (UCC) poprzez ocenę osmolarności moczu na podstawie punktowych próbek moczu pobranych po 18 godzinach pozbawienia wody. Chociaż zawsze przeprowadzamy badania BUN, są one najbardziej przydatne do oceny ciężkoś...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W porównaniu z niektórymi podejściami, które zostały wykorzystane do zbadania odwrócenia przedłużonego UUO u myszy 6,7,8,9,10,11,12,13,14, opisany tutaj protokół jest stosunkowo prosty i nie wymaga wysokiego poziomu wcześniejszej wiedzy chirurgicznej.<...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania te były wspierane przez National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK) w ramach numerów nagród RO1DK128823 i UC2DK126122.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,9% chlorek soduApteka VUMCwielokrotny
Szew wchłanialny Vicryl 6-0Med Vet International- ETHICONZobacz materiał J492G
Waciki nasączone alkoholemWaciki z alkoholu izopropylowego marki BDBD 326895
Roztwór betadynyHanna Pharmaceutical Supply Co., Inc67618015017
Kleszczyki zaciskowe: S& T CAF-4Narzędzia naukowe00071-14
Podkładka izotermiczna DeltaphaseNaukowe drzewo mózgówProtokół DPIP
Podkaszarka elektrycznaOsterwielokrotny
ENCORE Lateksowe teksturowane rękawice chirurgiczneAnsell5785003
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VI 1,3 mg/mlWeterynarz Patterson - Ethiqa86084010030
Klips EZ 9 mmNaukowe drzewo mózgówEZC-CSlub 7 mm
Aplikator EZ Clip 9 mm Naukowe drzewo mózgówEZC-APLlub 7 mm
Ściągacz do zacisków EZ 9 mm Naukowe drzewo mózgówEZC-RMVlub 7 mm
Gąbki z gazy 2 i ostre; 2Fisher Naukowy22-362178
Graefe kątowa lub zakrzywiona ząbkowana końcówkaNarzędzia naukowe11049-10
Graefe prosta ząbkowana końcówkaNarzędzia naukowe11050-10
Podgrzewana twarda podkładka 15 i ostra; 24Naukowe drzewo mózgówHHP 2
Złącza pompy z podgrzewanymi twardymi podkładkamiNaukowe drzewo mózgówZłącze HHP Gaymar
Sterylizator gorących kulekNarzędzia naukowe18000-45
Strzykawka insulinowa 0,5 ml 29 gExel Międzynarodowy26028
Izofluran Patterson Weterynarz - Pivetal78949580
Ketamina 100 mg/mlApteka VUMC
Szew niewchłanialny Silk 4-0Med Vet International- ETHICON683G
Uchwyt na igłę Olsen Hegar: z obcinaczem do szwówNarzędzia naukowe12002-12
Optixcare Lubrykant pod oczy 20 gMed Vet InternationalPHOPTIXCARE (Pielęgnacja GÓRSKA)
Nożyczki-Lexer-DzieckoNarzędzia naukowe14078-10
Nożyczki-Ostre zakrzywioneNarzędzia naukowe14005-12
Sterylne aplikatory z bawełnianą końcówkąPuritan25806 2WC
Sterylne gąbki z gazy 4 i ostre; 4Fisher Naukowy22-415-469
Sterylna jednorazowa serweta chirurgiczna 18 i ostra; 26Med Vet International20001
Pokrowiec na instrument do sterylizacji 5 i ostry; 10Fisher Naukowy01-812-54
T / pompa Ogrzewanie Pompa chłodzącaNaukowe drzewo mózgówTP-700 powiedział:
Kleszcze Taylora zakrzywione, gładkieNarzędzia naukowe11017-17
Zacisk naczyniowy: S & T Prasa od 5 do 15 gNarzędzia naukowe00396-01
Ksylazyna 100 mg/mlPatterson Weterynarz - KronosCR04305

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wu, A. K., Tran, T. C., Sorensen, M. D., Durack, J. C., Stoller, M. L. Relative renal function does not improve after relieving chronic renal obstruction. BJU Int. 109 (10), 1540-1544 (2012).
  2. Tseng, T. Y., Stoller, M. L. Obstructive uropathy. Clin Geriatr Med. 25 (3), 437-443 (2009).
  3. Caddeo, G., Williams, S. T., McIntyre, C. W., Selby, N. M. Acute kidney injury in urology patients: incidence, causes and outcomes. Nephrourol Mon. 5 (5), 955-961 (2013).
  4. Sasaki, S., et al. Anemia and long-term renal prognosis in patients with post-renal acute kidney injury of nonmalignant cause. Nephron. 135 (2), 129-136 (2017).
  5. Berlyne, G. M. Distal tubular function in chronic hydronephrosis. Q J Med. 30, 339-355 (1961).
  6. Puri, T. S., et al. Chronic kidney disease induced in mice by reversible unilateral ureteral obstruction is dependent on genetic background. Am J Physiol Renal Physiol. 298 (4), F1024-F1032 (2010).
  7. Buchtler, S., et al. Cellular origin and functional relevance of collagen I production in the kidney. J Am Soc Nephrol. 29 (7), 1859-1873 (2018).
  8. Tapmeier, T. T., et al. Reimplantation of the ureter after unilateral ureteral obstruction provides a model that allows functional evaluation. Kidney Int. 73 (7), 885-889 (2008).
  9. Conway, B. R., et al. Kidney single-cell atlas reveals myeloid heterogeneity in progression and regression of kidney disease. J Am Soc Nephrol. 31 (12), 2833-2854 (2020).
  10. Connor, K. L., et al. Identifying cell-enriched miRNAs in kidney injury and repair. JCI Insight. 5 (24), e140399(2020).
  11. Hesketh, E. E., et al. A murine model of irreversible and reversible unilateral ureteric obstruction. J Vis Exp. (94), e51234(2014).
  12. Yao, Y., et al. Interferon-gamma improves renal interstitial fibrosis and decreases intrarenal vascular resistance of hydronephrosis in an animal model. Urology. 77 (3), 761-768 (2011).
  13. Chaabane, W., et al. Renal functional decline and glomerulotubular injury are arrested but not restored by release of unilateral ureteral obstruction (UUO). Am J Physiol Renal Physiol. 304 (4), F432-F439 (2013).
  14. Cochrane, A. L., et al. Renal structural and functional repair in a mouse model of reversal of ureteral obstruction. J Am Soc Nephrol. 16 (12), 3623-3630 (2005).
  15. Souma, T., et al. Plasticity of renal erythropoietin-producing cells governs fibrosis. J Am Soc Nephrol. 24 (10), 1599-1616 (2013).
  16. Flam, T., Venot, A., Bariety, J. Reversible hydronephrosis in the rat: a new surgical technique assessed by radioisotopic measurements. J Urol. 131 (4), 796-798 (1984).
  17. Hammad, F. T., et al. Despite initial recovery of GFR, long-term renal functions deteriorate following short periods of unilateral ureteral obstruction. Am J Physiol Renal Physiol. 319 (3), F523-F533 (2020).
  18. Hammad, F. T., Lubbad, L. The effect of diclofenac sodium on renal function in reversible unilateral ureteric obstruction. Urol Res. 39 (5), 351-356 (2011).
  19. Ito, K., et al. Renal damage progresses despite improvement of renal function after relief of unilateral ureteral obstruction in adult rats. Am J Physiol Renal Physiol. 287 (6), F1283-F1293 (2004).
  20. Griffin, M. D., Bergstralhn, E. J., Larson, T. S. Renal papillary necrosis-a sixteen-year clinical experience. J Am Soc Nephrol. 6 (2), 248-256 (1995).
  21. Onen, A. Grading of hydronephrosis: an ongoing challenge. Front Pediatr. 8, 458(2020).
  22. Sands, J. M., Layton, H. E. Advances in understanding the urine-concentrating mechanism. Annu Rev Physiol. 76, 387-409 (2014).
  23. Nawata, C. M., Pannabecker, T. L. Mammalian urine concentration: a review of renal medullary architecture and membrane transporters. J Comp Physiol B. 188 (6), 899-918 (2018).
  24. O'Connor, P. M., Cowley, A. W. Jr Modulation of pressure-natriuresis by renal medullary reactive oxygen species and nitric oxide. Curr Hypertens Rep. 12 (2), 86-92 (2010).
  25. Vanichapol, T., et al. Permanent defects in renal medullary structure and function after reversal of urinary obstruction. JCI Insight. 10 (5), e142017(2025).
  26. Scarfe, L., et al. Transdermal measurement of glomerular filtration rate in mice. J Vis Exp. (140), e57921(2018).
  27. Li, H., Dixon, E. E., Wu, H., Humphreys, B. D. Comprehensive single-cell transcriptional profiling defines shared and unique epithelial injury responses during kidney fibrosis. Cell Metab. 34 (12), 1977-1998.e9 (2022).
  28. Gerhardt, L. M. S., Liu, J., Koppitch, K., Cippa, P. E., McMahon, A. P. Single-nuclear transcriptomics reveals diversity of proximal tubule cell states in a dynamic response to acute kidney injury. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (27), e2101234(2021).
  29. Gerhardt, L. M. S., et al. Lineage tracing and single-nucleus multiomics reveal novel features of adaptive and maladaptive repair after acute kidney injury. J Am Soc Nephrol. 34 (4), 554-571 (2023).
  30. Kirita, Y., Wu, H., Uchimura, K., Wilson, P. C., Humphreys, B. D. Cell profiling of mouse acute kidney injury reveals conserved cellular responses to injury. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (27), 15874-15883 (2020).
  31. Canela, V. H., et al. A spatially anchored transcriptomic atlas of the human kidney papilla identifies significant immune injury in patients with stone disease. Nat Commun. 14 (1), 4140(2023).
  32. Lee, H. T., Ota-Setlik, A., Fu, Y., Nasr, S. H., Emala, C. W. Differential protective effects of volatile anesthetics against renal ischemia-reperfusion injury in vivo. Anesthesiology. 101 (6), 1313-1324 (2004).
  33. Mohammadi, A., et al. Effects of the surgical ligation of the ureter in different locations on the kidney over time in the rat model. Adv Urol. 2024, 6611081(2024).
  34. Imig, J. D., et al. Salt-sensitive hypertension after reversal of unilateral ureteral obstruction. Biochem Pharmacol. 210, 115438(2023).
  35. Provoost, A. P., Molenaar, J. C. Changes in the glomerular filtration rate after unilateral nephrectomy in rats. Pflugers Arch. 385 (2), 161-165 (1980).
  36. Young, L. S., et al. Changes in regional renal blood flow after unilateral nephrectomy using the techniques of autoradiography and microautoradiography. J Urol. 160 (3 Pt 1), 926-931 (1998).
  37. Hostetter, T. H. Progression of renal disease and renal hypertrophy. Annu Rev Physiol. 57, 263-278 (1995).
  38. Soranno, D. E., et al. Matching human unilateral AKI, a reverse translational approach to investigate kidney recovery after ischemia. J Am Soc Nephrol. 30 (6), 990-1005 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mouse ModelUreteric ObstructionRenal FunctionReversible UUOContralateral NephrectomyKidney InjuryUrinary Concentrating CapacityHydronephrosisBlood Urea NitrogenGlomerular Filtration Rate

Related Articles