Zapisy fal siatkówkowych z matrycą wieloelektrodową o dużej gęstości przy użyciu platformy elektrofizjologicznej

Summary

Matryce wieloelektrodowe o wysokiej gęstości (HD-MEAs) są używane do badania spontanicznych fal siatkówkowych, które odgrywają kluczową rolę w rozwoju obwodów nerwowych. Protokół ten określa etapy przygotowania tkanki siatkówki myszy i wykonywania zapisów elektrofizjologicznych za pomocą HD-MEA na platformie elektrofizjologicznej.

Abstract

Spontaniczne fale siatkówkowe są cechą charakterystyczną aktywności sieci siatkówkowej podczas rozwoju, odgrywając kluczową rolę w tworzeniu układu wzrokowego, wpływając na wyrafinowanie aksonów, przepuszczalność układu naczyniowego i ogólne dojrzewanie obwodów nerwowych. Fale te są powszechnie badane w preparatach siatkówkowych ex vivo przy użyciu matryc wieloelektrodowych (MEA), które umożliwiają elektrofizjologiczne zapisy aktywności dużych populacji komórek zwojowych siatkówki (RGC). Elektrofizjologia oparta na MEA stała się potężnym narzędziem ze względu na łatwość użycia do szybkiego gromadzenia danych o wysokiej przepustowości, dzięki czemu idealnie nadaje się do badania aktywności siatkówki w różnych warunkach eksperymentalnych.

W tym protokole opisujemy kluczowe kroki przygotowania tkanki siatkówki do pozyskiwania danych elektrofizjologicznych za pomocą MEA o wysokiej gęstości (HD-MEA) na platformie elektrofizjologicznej. Proces rozpoczyna się od starannej izolacji nienaruszonych siatkówek od noworodków w warunkach fizjologicznych. Po przygotowaniu siatkówka jest starannie montowana na chipie HD-MEA, który składa się z siatki 26 400 elektrod zdolnych do jednoczesnego wykonywania nagrań zewnątrzkomórkowych z co najmniej 1000 RGC. Nagrania mogą trwać do kilku godzin. Ostatecznie to podejście metodologiczne oferuje cenne zastosowania w badaniu rozwoju siatkówki, chorób i potencjalnie międzygatunkowych badań porównawczych, przyczyniając się do szerszego postępu w neuronauce i badaniach nad wzrokiem.

Introduction

Spontaniczne fale siatkówkowe to okresowe wybuchy skorelowanej aktywności obserwowane w rozwijającej się siatkówce przed pojawieniem się widzenia. U myszy obwody, które inicjują i propagują fale siatkówkowe, zmieniają się szybko podczas rozwoju, zaczynając się w zarodku i kończąc w momencie otwarcia oczu (14 dzień po urodzeniu)¹. Wraz z rozwojem obwodów siatkówki czasoprzestrzenne właściwości fal siatkówkowych zmieniają się dramatycznie^2,3. Kilka badań potwierdza, że te specyficzne właściwości czasoprzestrzenne instruują rozwój układu wzrokowego: asynchroniczna aktywność między oczami instruuje segregację specyficzną dla oka⁴, rozmiar obszaru fali instruuje udoskonalanie aksonów retinotopowych w obuocznych obszarach mózgu5^,6, a kierunek rozchodzenia się fal został uwikłany w instruowanie obwodów selektywności kierunkowej w górnym wzgórku³. Poza obwodami neuronalnymi, fale siatkówkowe są odpowiedzialne za rozwój przepuszczalności układu krwionośnego⁷. Dodatkowo odkryto, że fale siatkówkowe II stopnia kontrolują rozrost obszarów pola recepcyjnego i stabilizują go w komórkach zwojowych siatkówki (RGC)⁸. Co krytyczne, nieprawidłowe fale siatkówki podczas rozwoju mogą być podstawą różnych zaburzeń neurorozwojowych i rzeczywiście, fale siatkówkowe są nieprawidłowe w mysim modelu wrodzonego oczopląsu³. Biorąc pod uwagę ich kluczową rolę we wczesnym rozwoju układu wzrokowego i implikacje dla choroby, istnieje potrzeba rejestrowania czasoprzestrzennej dynamiki fal siatkówkowych w każdym wieku i w dowolnym modelu zwierzęcym.

Pojawiło się kilka metod badania fal siatkówkowych. Zarówno elektrofizjologia jednokomórkowa^9,10, jak i obrazowanie wapniowe^{11,12,13,14,15} doprowadziły do przełomowych odkryć dotyczących obwodów i funkcji fal siatkówkowych. W tym miejscu skupimy się na nagraniach z matrycą wieloelektrodową (MEA), metodzie, która jest stosowana od wczesnych badań fal siatkówkowych¹⁶ i jest nadal ulepszana jako technika². MEA umożliwiają jednoczesne zewnątrzkomórkowe rejestrowanie potencjałów czynnościowych od setek do tysięcy RGC, umożliwiając naukowcom śledzenie inicjacji, propagacji i zakończenia fal podobnie jak jest to możliwe w przypadku obrazowania wapnia. Ponieważ MEA bezpośrednio rejestrują potencjał czynnościowy z RGC, MEA mogą być wykorzystywane do badania różnych genetycznych modeli myszy lub organizmów niemodelowych bez dodatkowej komplikacji w postaci wprowadzenia wskaźnika wapnia. Tkanka może być również hodowana bezpośrednio w MEA, co umożliwia bardzo długi czas rejestracji. MEA są również wysoce skalowalne, a obecne produkty umożliwiają jednoczesną realizację do sześciu aktywnych MEA, co może umożliwić szybką ocenę siatkówki i katalizować odkrywanie leków. Być może największą zaletą MEA jest ich zdolność do pobierania próbek z wielu komórek z dużą częstotliwością, co umożliwia laboratoriom na całym świecie szybkie uzyskanie bogatych zestawów danych, ale wymaga specjalistycznej wiedzy w zakresie przetwarzania końcowego.

Głównym celem tego protokołu jest dostarczenie szczegółowego i powtarzalnego protokołu do przygotowania tkanki siatkówki i wykonywania zapisów elektrofizjologicznych przy użyciu jednodołkowego systemu MEA O WYSOKIEJ GĘSTOŚCI (HD-MEA) do badania spontanicznych fal siatkówkowych ex vivo. Metoda ta zapewnia wysoką przepustowość i długotrwałe pozyskiwanie danych, dzięki czemu nadaje się do szerokiego zakresu badań rozwojowych i związanych z chorobami. Nowy, zaawansowany system HD-MEA oparty na technologii CMOS, który pozwala na jednoczesne >1000 miejsc na elektrodach, ma kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi metodami elektrofizjologicznymi. Układ elektrod o dużej gęstości (26 400 elektrod) umożliwia precyzyjne, jednoczesne zapisy zewnątrzkomórkowe z maksymalnie 1 012 RGC, rejestrując wzorce aktywności przestrzennej w precyzyjnej skali. Konstrukcja z jednym dołkiem zapewnia jednolite warunki nagrywania¹⁷. Dodatkowo system ten pozwala na długotrwałe zapisy trwające kilka godzin, dzięki czemu możliwe jest badanie dynamiki fal w różnych warunkach fizjologicznych i farmakologicznych bez znaczącej degradacji sygnału¹⁸. Dostarczając protokół, badanie to ma na celu udostępnienie technologii HD-MEA szerszemu gronu badaczy zajmujących się neurobiologią, okulistyką i naukami o wzroku. Metoda ta stanowi znaczący krok naprzód w badaniach fal siatkówkowych, oferując nowe możliwości badania wczesnego rozwoju układu wzrokowego, mechanizmów chorobowych i potencjalnych interwencji terapeutycznych.

Protocol

Ten protokół opisuje etapy izolacji i przygotowania tkanki siatkówki od noworodków myszy do rejestracji fal siatkówkowych MEA za pomocą platformy HD-MEA Maxwell Biosystems. Zabieg ma na celu zachowanie warunków fizjologicznych, zapewniając, że tkanka siatkówki pozostaje strukturalnie nienaruszona, wolna od uszkodzeń i odpowiednio przygotowana do optymalnego kontaktu z elektrodami. Eksperymenty te zostały zatwierdzone przez Vanderbilt Animal Care and Use Program, zgodnie z protokołem numer M2200056-00. Myszy (w wieku 1-2 tygodni, obie płcie) były trzymane w 12-godzinnym wiwarium w cyklu dzień/noc i karmione regularną dietą.

1. Przygotowanie tkanki siatkówki

1. Izolacja siatkówki
   UWAGA: Zobacz Tabelę materiałów, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat materiałów, sprzętu i odczynników używanych w tym protokole (zobacz również Rysunek 1).
   1. Przygotowanie przestrzeni roboczej
      1. Przygotować sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF): 125 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH₂PO₄, 26 mM NaHCO₃, 2 mM CaCl₂, 1 mM MgCl₂, 10 mM glukozy, bąbelkowany karbogenem: 95% O₂/5% CO₂ (pH 7,4, osmolarność 290 ± 10 mOsm) i przechowywać w temperaturze 5 °C. Przechowywać aCSF na lodzie podczas natleniania przez 10 minut przed rozbiorem.
         UWAGA: CaCl₂ należy dodawać na końcu, po bulgotaniu roztworu karbogenem przez 10 minut.
      2. Rozpocznij natlenianie świeżego, lodowatego aCSF (przez co najmniej 10 minut).
      3. Ustaw narzędzia do preparowania i mikroskop.
   2. Poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.
   3. Wyłuszczenie oczu za pomocą zakrzywionych nożyczek sprężynowych-
      1. Ponieważ młode po urodzeniu mają zamknięte oczy do P11-13 (u myszy) i powieki muszą być ostrożnie otwarte, użyj mikrokleszczyków do chwycenia powiek i wiosennych nożyczek, aby je usunąć. Ostrożnie wyjmij oczy za pomocą nożyczek sprężynowych, unikając uszkodzenia oczu.
      2. Przetnij nerw wzrokowy i umieść oczy w natlenionym płynie mózgowo-rdzeniowym. Użyj pipety transferowej, aby delikatnie przesunąć oko między szalkami Petriego.
         UWAGA: W pozostałej części protokołu preparacji należy odświeżać natlenionym aCSF co 10 minut.
   4. Pod mikroskopem preparacyjnym,
      1. Wykonaj małe nacięcie w rogówce za pomocą igły, stabilizując oko za pomocą kleszczy.
      2. Dosadnie wypreparuj rogówkę, delikatnie rozrywając wzdłuż obwodu twardówki.
      3. Usuń tęczówkę i obiektyw. Jeśli siatkówka jest przymocowana do soczewki u młodych zwierząt, delikatnie oddziel ją za pomocą kleszczy.
         UWAGA: U młodych zwierząt siatkówka jest czasami przymocowana do soczewki. Użyj kleszczyków, aby delikatnie wyciągnąć soczewkę z siatkówki, używając jednej pary kleszczyków do pociągnięcia soczewki, a drugiej spoczywającej na zewnętrznych krawędziach siatkówki, aby utrzymać siatkówkę na miejscu podczas wyjmowania soczewki.
   5. Zorientuj siatkówkę.
      1. Zidentyfikuj stronę brzuszną za pomocą tkanki naczyniówki (zobacz Sondereker et al.¹⁹ dla szczegółowego protokołu orientacji) i ustaw ją przodem do badacza z warstwą RGC skierowaną do góry.
      2. Użyj zakrzywionego skalpela, aby wykonać cięcie referencyjne pod kątem 45° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara od osi brzusznej.
      3. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie oddziel siatkówkę od nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) i twardówki.
         UWAGA: U młodszych myszy RPE łatwo złuszcza się od siatkówki. U starszych myszy RPE jest bardziej przyczepiony do siatkówki. Jeśli po usunięciu RPE z większości siatkówki, RPE jest nadal zakotwiczony w siatkówce za pośrednictwem nerwu wzrokowego, użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć to połączenie. Zapobiega to uszkodzeniom tkanki siatkówki w pobliżu nerwu wzrokowego.
   6. Siatkówki noworodków prawie nie mają ciała szklistego, ale starsze siatkówki mają (wygląda jak brązowe włókno wzdłuż krawędzi siatkówki, ale włókna łączą się ze sobą również w ciele szklistym). Za pomocą cienkich kleszczyków usuń tkankę szklistą, która leży nad warstwą RGC.
      UWAGA: Ta włóknista warstwa czasami odpada po zdjęciu soczewki. Jeśli tak się nie stało, ważne jest, aby usunąć go jak najwięcej, w przeciwnym razie uniemożliwi to prawidłowy kontakt RGC z elektrodami.
   7. Za pomocą skalpela wykonaj cztery nacięcia reliefowe, aby siatkówka leżała płasko w naczyniu. Aby później poznać i utrzymać orientację, przytnij dwa rogi brzusznego kwadrantu skalpelem.

2. Montaż siatkówki na chipie MEA

1. Montaż siatkówki
   1. Delikatnie przenieś siatkówkę z szalki Petriego na chip MEA za pomocą pipety transferowej z odciętą końcówką. Upewnij się, że w chipie jest wystarczająca ilość płynu CSF, aby pokryć dno studzienki.
   2. Użyj szczotki z jednym włosiem, aby delikatnie manewrować siatkówką, aby umieścić ją nad elektrodami, warstwą RGC skierowaną w stronę elektrod.
   3. Za pomocą pipety o pojemności 10 μl delikatnie usuń nadmiar płynu CSF wokół tkanki siatkówki. Przechyl chip pod kątem, aby pozbyć się dodatkowego aCSF.
      UWAGA: Nigdy nie dotykaj elektrod ani wzmacniaczy końcówką pipety. W miarę usuwania płynu mózgowo-rdzeniowego siatkówka będzie się bardziej spłaszczać. Jeśli jakakolwiek część siatkówki jest złożona pod sobą, użyj szczotki z jednym włosiem, aby delikatnie zgarnąć pod żądaną ulotkę, aby ją rozłożyć. Aby zapobiec przesuwaniu się siatkówki podczas rozwijania jakiejkolwiek części listków, można użyć drugiej szczotki z pojedynczym włosiem, aby delikatnie wywrzeć nacisk na środek siatkówki, gdzie łączy się nerw wzrokowy.
   4. Wysuszyć studzienkę tak bardzo, jak to możliwe, przechylając wiór pod kątem 45° i usuwając resztki aCSF, które gromadzą się w pochylonej części wióra.
      UWAGA: Zwiększy to połączenie między siatkówką a elektrodami.
   5. Użyj bibuły filtracyjnej, aby delikatnie przetrzeć i osuszyć krawędzie siatkówki. Umieść chip MEA w komorze rejestracyjnej.
2. Poprawa kontaktu z elektrodą
   1. Użyj wymiennej wkładki uchwytu na tkankę, aby delikatnie docisnąć siatkówkę do elektrod, zapewniając optymalny kontakt i poprawiając stosunek sygnału do szumu.
      UWAGA: Wkładka uchwytu na tkankę powinna przestać być opuszczana, gdy tylko zetknie się z siatkówką (w miejscu kontaktu będzie widoczna wyraźna "mokra plama"). Dalsze obniżanie uchwytu elektrody grozi uszkodzeniem tkanki siatkówki. Szybkie przejście z kroku 2.1.4 do 2.2.1, aby zminimalizować czas, w którym siatkówka pozostaje bez natlenionego aCSF; Ten krok ma kluczowe znaczenie i powinien zostać wykonany tak szybko, jak to możliwe. Ważne jest, aby poruszać się szybko podczas spłaszczania siatkówki na chipie, jednak ważne jest również, aby większość aCSF z rozwarstwienia została wysuszona, aby siatkówka miała dobry kontakt z elektrodą. Zbyt szybkie działanie, aby natlenić siatkówkę, grozi brakiem dobrego kontaktu z elektrodami rejestrującymi, a zbyt wolne działanie grozi niedotlenieniem komórek siatkówki i obumarciem. Okazuje się, że 30-60 s prowadzi do dobrego kontaktu i zdrowych siatkówk (tj. obserwujemy typowe fale siatkówki).
   2. Korzystając z referencyjnego systemu perfuzyjnego, rozpocznij napełnianie chipa MEA natlenionym aCSF przy natężeniu przepływu 2 ml/min.
      UWAGA: Zalecany jest otwarty system perfuzyjny, ponieważ szum elektryczny pozostaje niski i dostarcza świeży płyn CSF do siatkówki. Upewnij się, że do zestawu perfuzyjnego podłączony jest wbudowany system grzewczy, aby ogrzać aCSF do warunków fizjologicznych.
   3. Włącz grzałkę liniową systemu perfuzyjnego, aby ogrzać aCSF do 32-34 °C.

3. Zapisy elektrofizjologiczne

1. Nagrania zewnątrzkomórkowe-
   1. Włącz system nagrywania.
   2. Na komputerze pobierania kliknij dwukrotnie najpierw ikonę Serwer, a następnie pozycję Zakres, aby ją otworzyć.
   3. Kliknij ikonę Inicjalizuj w interfejsie Scope i wprowadź identyfikator chipa MEA, aby rozpocząć nagrania zewnątrzkomórkowe przy użyciu systemu MEA.
   4. Kliknij ikonę Offset w interfejsie Scope, aby ustawić offset.
   5. Dostosuj ustawienia wzmocnienia i filtra, aby zoptymalizować wykrywanie sygnału. Użyj domyślnych ustawień wzmocnienia 512 i górnoprzepustowego 300 Hz; ustaw częstotliwość próbkowania na 20 kHz.
   6. Wybierz odpowiednią konfigurację nagrywania. Całkowita powierzchnia aktywna, którą można próbkować, wynosi 3,85 x 2,1 mm². Oprogramowanie pozwala użytkownikom wybrać sposób konfiguracji rozstawu elektrod; Aby postępować zgodnie z tym protokołem, użyj ustawienia domyślnego, które równomiernie rozkłada elektrody rejestrujące na maksymalnym obszarze aktywnym, ponieważ próbkuje to jak największą część siatkówki. Prowadzi to do odstępu 87,5 μm na elektrodę rejestrującą.
   7. Pozwól siatkówce zaaklimatyzować się w komorze nagrywającej przez 60 minut.
   8. Rozpocznij spontaniczne rejestracje aktywności z RGC, przechodząc do zakładki Test i wybierając ikonę Utwórz nowy test. Wybierz typ testu Sieć, przypisz odpowiednią nazwę pliku i kliknij przycisk OK, aby zapisać konfigurację. Ustaw żądany czas trwania nagrania, dostosowując parametr Czas nagrywania (s). Włącz opcję Jedyny skok, aby skupić się na danych o spajkach, a następnie kliknij ikonę Uruchom test, aby rozpocząć sesję nagrywania.
      UWAGA: W przypadku nagrań fal siatkówkowych trwających 10 minut i dłużej zalecamy użycie ustawienia tylko spajków, które zapisuje tylko znaczniki czasu potencjałów czynnościowych za pomocą wbudowanego narzędzia do wykrywania impulsów zamiast pełnego surowego śladu elektrofizjologicznego na kanał. Dzieje się tak, ponieważ długie nagrywanie (>10 minut) na 1024 kanałach może łatwo spowodować pliki danych o rozmiarze TB, które są technicznie trudne do analizy i drastycznie spowolnić postęp badań. Potwierdziliśmy, że surowe dane wykorzystujące czasy skoków tylko odtwarzają znane czasoprzestrzenne właściwości fal siatkówki: dla fal etapu II obserwujemy duże fale, które pokrywają większość siatkówki i występują z częstotliwościami pasującymi do poprzednich raportów (patrz Rysunek 2). Zwracamy uwagę, że jeśli projekt badawczy wymaga bardziej dogłębnej analizy przebiegów skoków, to rejestracja surowego śladu elektrofizjologicznego jest koniecznością.
   9. Okresowo monitoruj trwające nagrywanie, aby upewnić się, że pozyskiwanie danych przebiega zgodnie z oczekiwaniami, a system działa prawidłowo.

4. Procedura oczyszczania

1. Po zakończeniu nagrywania i zapisaniu danych wyłącz grzałkę liniową, a następnie wyłącz system perfuzyjny.
2. Ostrożnie wyjmij wkładkę uchwytu na chusteczki i wyjmij chip MEA. Wyczyść chip, spłukując go najpierw 70% etanolem, a następnie wodą dejonizowaną (DI).
3. Aby zapobiec zatkaniu rurki, należy przepłukać system perfuzyjny wodą DI przez 15 minut.

Results

Wysokoprzepustowe nagrania i analiza fal siatkówkowych za pomocą HD-MEAs
Przeprowadziliśmy godzinny zapis HD-MEA spontanicznych fal siatkówkowych (Ryc. 2). Wykres rastrowy aktywności neuronalnej pokazuje ustrukturyzowany wzór fal siatkówki, gdzie każda kropka reprezentuje wykryty potencjał czynnościowy z pojedynczej elektrody (Rysunek 2A, na dole). Sumowanie aktywności między elektrodami daje pojedynczy ślad, co ułatwia wizualizację czasu fal w...

Discussion

Opisany tutaj protokół zapewnia powtarzalną i wysokoprzepustową metodę przygotowania tkanki siatkówki i wykonywania nagrań HD-MEA, oferując solidną metodę badania aktywności sieci siatkówki. Technologia HD-MEA oferuje znaczące korzyści w porównaniu z tradycyjnymi technikami elektrofizjologicznymi i obrazowania, szczególnie w zakresie pozyskiwania danych o wysokiej przepustowości. HD-MEA zapewnia w czasie rzeczywistym, z dokładnością w skali milisekundowej, zapisy dynamiki spontanicznych fal siatkówkowych, umożliwiając pr...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Jednorazowa pipeta transferowa 3 ml (z odciętym końcem)	Fisherbarnd	13-711-9CM	Pomaga w przesuwaniu siatkówki między szalkami Petriego.
Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF)			Utrzymuje warunki fizjologiczne dla tkanki siatkówki; składa się z NaCl, KCl, NaH2PO4, NaHCO3, CaCl2, MgCl2, glukozy i bąbelkuje karbogenem.
CaCl2	Fisher Chemicals	C79-500	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
Zaopatrzenie w karbok (95% O2, 5% CO2)			Służy do natleniania aCSF i utrzymania żywotności tkanek.
Skalpel z zakrzywionym ostrzem (#10)	Integra	4-110	Służy do precyzyjnego cięcia tkanki.
Mikroskop preparacyjny (stereoskop)	Zeiss	Stemi 508	Niezbędny do wizualizacji i obsługi tkanki siatkówki.
glukoza	Fisher Chemicals	BP350-1	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
Grzałka liniowa	System wielokanałowy	TC02	Podgrzewa aCSF do 32-34° C dla optymalnych warunków.
System perfuzyjny Ismatec	ISM4208		Utrzymuje ciągły przepływ natlenionego aCSF.
KCl	Fisher Chemicals	P271-500	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
KH2PO4	Sigma	Aldrich P5504-100g	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
Jednostka rejestrująca MaxOne Maxwell	Biosystems	MX1-BRD	Interfejs między MaxOne Chip a systemem
MaxOne System	Maxwell Biosystems	MX1-SYS	Podstawowy system do elektrofizjologicznego kodowania w oparciu o MEA.
MaxOne Tissue Holder z 3-osiowym mikromanipulatorem i wymiennymi wkładkami	Maxwell Biosystems	MX1-HLD	Zapewnia precyzyjne umieszczenie siatkówki na chipie MEA.
Układ MEA (MX1-S-CHP, MaxWell Biosystems)	Maxwell Biosystems	MX1-S-CHP	Układ mikroelektrod o dużej gęstości do rejestrowania aktywności neuronalnej.
MgCl2	Fisher Chemicals	M33-500	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
NaCl	Fisher Chemicals	S271-1	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
NaHCO3	Fisher Chemicals	S233-500	Do przygotowania sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF)
Igła (30 G x ½)	BD Biosciences	305106	Pomaga w wykonywaniu nacięć w rogówce.
Zwierzęta noworodkowe (P1-P14; mysz)Organizmy			modelowe, takie jak myszy, szczury lub inne wykorzystywane do badań siatkówki.
Komputer PC z oprogramowaniem MaxLab Live Scope	HP	Z4	Służy do akwizycji danych i analizy nagrań.
Szalka Petriego (35 mm lub 60 mm)	Pyrex	3483E12	Używana jako przestrzeń robocza do sekcji.
Kleszczyki Roboz micro Adson (RS-5232, długość 4,75", 1 x 2 zęby, końcówka 0,5 mm)	Roboz	RS-5232	Specjalistyczne kleszcze do precyzyjnego preparowania.
Nożyczki sprężynowe Roboz (RS-5671, krawędź tnąca 10 mm, szerokość końcówki 0,15 mm, 3¾ " długość całkowita)	Roboz	RS-5671	Precyzyjne nożyczki do cięcia delikatnych tkanek.
Szczotka			Mały pędzel zmodyfikowany do pojedynczego włosia do pracy z delikatnymi tkankami.
Dwa kleszczyki z cienką końcówką	Roboz	RS-5060	Służy do delikatnego obchodzenia się z tkankami.
Bibuły filtracyjne Whatman (#1), pokrojone na małe kawałki	GE Healthcare	1001-042	Służy do przenoszenia i suszenia tkanki siatkówki.