Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Skalowalne podejście krok po kroku do zrównoważonej produkcji bioplastiku z odpadów spożywczych

2.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68499

⸱

18 lipca 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Systems Engineering, Virginia Polytechnic Institute and State University, 2Quasar Energy Group, 3Department of Environmental Science and Technology, University of Maryland

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten przedstawia skalowalną metodę przekształcania odpadów spożywczych w biodegradowalne biotworzywa polihydroksyalkanianowe (PHA). Wykorzystuje zatrzymaną fermentację beztlenową do wstępnej obróbki odpadów spożywczych, halofilową fermentację mikrobiologiczną do biosyntezy PHA oraz wolny od chemikaliów proces dalszy do odzyskiwania PHA.

Streszczenie

Globalny kryzys związany z mikroplastikiem, w połączeniu z rosnącymi wyzwaniami związanymi z utylizacją odpadów spożywczych, wymaga innowacyjnych rozwiązań, aby wspólnie rozwiązać te problemy środowiskowe. Polihydroksyalkaniany (PHA) to unikalne bioplastiki, które są w pełni biodegradowalne we wszystkich środowiskach, w tym w ekosystemach morskich, stanowiąc zrównoważoną alternatywę dla tworzyw sztucznych na bazie ropy naftowej. Jednocześnie wykorzystanie odpadów spożywczych jako surowca do produkcji PHA zapewnia skuteczną strategię łagodzenia wyzwań związanych z utylizacją odpadów spożywczych przy jednoczesnej produkcji wysokiej jakości biodegradowalnych tworzyw sztucznych. Badanie to przedstawia krok po kroku protokół wytwarzania PHA z odpadów spożywczych, kładąc nacisk na krytyczną opiekę wymaganą do zapewnienia wysokiej zawartości i jakości komórkowego PHA. Proces rozpoczyna się od zatrzymanej fermentacji beztlenowej, która przekształca odpady spożywcze w przyswajalne mikrobiologicznie lotne kwasy tłuszczowe (VFA) poprzez utrzymanie środowiska beztlenowego i optymalizację parametrów, takich jak czas retencji ciał stałych, w celu maksymalizacji produkcji LTA, kluczowego prekursora syntezy PHA. Bogaty w LKT poferment jest następnie wykorzystywany do hodowli Haloflex mediterranei, halofilnego mikroorganizmu zdolnego do akumulacji PHA do 66% ± 5% suchej masy komórek. Środowisko uprawy H. mediterranei o wysokim zasoleniu zapobiegało skażeniu kultur, zapewniając optymalną produkcję PHA. Wzrost komórek jest monitorowany poprzez pomiar gęstości optycznej w celu określenia idealnego czasu na zbiór PHA. Komórki są lizowane przy użyciu bezchemicznej metody na bazie wody, wykorzystującej gradient ciśnienia osmotycznego, osiągając 93% ± 3% odzysku PHA, a następnie oczyszczanie PHA na bazie rozpuszczalnika w celu uzyskania czystości PHA na poziomie 96% ± 2%. Każdy krok jest niezbędny, aby zapewnić produkcję wysokiej jakości, biodegradowalnych tworzyw sztucznych. W artykule przedstawiono szczegółowe metody zatrzymanej fermentacji beztlenowej, czystej fermentacji kulturowej, bezchemicznej lizy komórek i oczyszczania PHA na bazie rozpuszczalników, oferując skalowalne i zrównoważone podejście do przekształcania odpadów spożywczych w biodegradowalne biotworzywa odpowiednie do zastosowań pilotażowych i na pełną skalę.

Wprowadzenie

Zanieczyszczenie tworzywami sztucznymi i utylizacja odpadów spożywczych stanowią coraz większe obawy dla środowiska, co podkreśla potrzebę innowacyjnych podejść, które sprostają obu wyzwaniom poprzez zrównoważoną gospodarkę odpadami i rozwój materiałów1. Konwencjonalne tworzywa sztuczne na bazie ropy naftowej są głównymi czynnikami przyczyniającymi się do zanieczyszczenia środowiska i zanieczyszczenia mikroplastikiem, utrzymując się na wysypiskach śmieci i w ekosystemach wodnych przez stulecia2. Polihydroksyalkaniany (PHA), klasa bioplastików mikrobiologicznych, stanowią w pełni biodegradowalną alternatywę o właściwościach mechanicznych porównywalnych z konwencjonalnymi tworzywami sztucznymi, zapewniając jednocześnie całkowitą degradację w środowisku naturalnym3. Wysokie koszty produkcji PHA pozostają jednak istotną przeszkodą dla powszechnego zastosowania komercyjnego4 . Jednym z obiecujących podejść do przezwyciężenia tego ograniczenia jest wykorzystanie odpadów organicznych jako opłacalnego źródła węgla do mikrobiologicznej biosyntezy PHA, ponieważ surowce stanowią około 50% całkowitych wydatków produkcyjnych w obecnych procesach przemysłowych, które opierają się na źródłach czystego węgla, takich jak skrobia kukurydziana lub glukoza5. Poprzez waloryzację odpadów, podejście to nie tylko przekierowuje materiał organiczny z wysypisk, ale także przekształca go w zrównoważoną alternatywę dla tworzyw sztucznych na bazie ropy naftowej, jednocześnie rozwiązując problemy związane z gromadzeniem odpadów i zanieczyszczeniem tworzywami sztucznymi.

H. mediterranei, mikroorganizm halofilny, wykazuje duży potencjał w zakresie wykorzystania surowców pochodzących z odpadów do produkcji PHA ze względu na jego zdolność do rozwoju w warunkach wysokiego zasolenia (2-5 M NaCl), co w naturalny sposób zapobiega zanieczyszczeniu poprzez hamowanie wzrostu drobnoustrojów niehalofilnych6. To środowisko o wysokim zasoleniu eliminuje potrzebę ścisłej sterylizacji w fermentacji przemysłowej, zmniejszając koszty operacyjne. W przeciwieństwie do tradycyjnych bakteryjnych producentów PHA, H. mediterranei efektywnie metabolizuje różnorodne źródła węgla pochodzące z odpadów i doniesiono, że gromadzi PHA do 70% swojej masy suchych komórek (DCW) jako mechanizm odpowiedzi na stres 7,8. Ponadto środowisko o wysokim zasoleniu umożliwia proste dalsze przetwarzanie, ponieważ szok osmotyczny wywołany zanurzeniem w wodzie skutecznie zakłóca pracę komórek, umożliwiając uwalnianie PHA bez konieczności stosowania zabiegów enzymatycznych lub chemicznych9. Te zalety sprawiają, że H. mediterranei jest idealnym kandydatem do skalowalnej produkcji bioplastików na bazie odpadów.

Istniejące badania dotyczyły różnych materiałów odpadowych, w tym serwatki serowej, ścieków z młynów oliwnych i pozostałości rolno-przemysłowych, do fermentacji PHA przez H. mediterranei 6,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . Duża zmienność składu odpadów stanowi poważne wyzwanie, wymagające różnych strategii obróbki wstępnej, takich jak hydroliza enzymatyczna, hydroliza kwasowa lub obróbka termiczna, przed asymilacją mikrobiologiczną 11,17,19,20. W tym przypadku zatrzymana fermentacja beztlenowa (aAD) zapewnia skalowalne rozwiązanie polegające na przekształcaniu różnorodnych odpadów spożywczych w jednorodny poferment bogaty w lotne kwasy tłuszczowe (VFA), służący jako bezpośredni prekursor syntezy PHA przez H. mediterranei21,22. Proces ten zwiększa konsystencję surowca i łagodzi zmienność substratu, jednocześnie poprawiając wydajność fermentacji mikrobiologicznej.

Pomimo swojego potencjału, tylko kilka badań z powodzeniem wykazało ten dwuetapowy proces integrujący aAD i mikrobiologiczną fermentację PHA w celu ogólnej konwersji odpadów spożywczych do bioplastiku przez H. mediterranei 23,24,25. Badanie to zawiera szczegółowy protokół krok po kroku obejmujący wstępną obróbkę odpadów spożywczych, produkcję LKT przez półciągłą aAD oraz fermentację czystej kultury H. mediterranei do produkcji PHA. Ponadto, podczas gdy poprzednie badania potwierdziły ekstrakcję PHA na bazie wody z H. mediterranei, żadne z nich nie określiło ilościowo wydajności i czystości odzyskiwania PHA przy użyciu tej metody11,18. Niniejsze badanie wypełnia tę lukę, demonstrując bezchemiczną metodę odzyskiwania PHA wykorzystującą lizę osmotyczną z wodą i określając ilościowo jej skuteczność odzyskiwania w porównaniu z tradycyjnymi metodami odzyskiwania PHA opartymi na podchlorynie sodu (NaClO)26. Ponadto badanie to ocenia czystość PHA odzyskanego z wody, zapewniając kompleksową ocenę jego skuteczności w skalowalnej produkcji bioplastików.

Aby wypełnić lukę między wykonalnością na skalę laboratoryjną a wdrożeniem przemysłowym, protokół ten został zaprojektowany z myślą o skalowalności w zastosowaniach przemysłowych, obejmując fermentację aAD i PHA na skalę pilotażową, wraz z wirowaniem dyskowym w celu separacji komórek, szeroko stosowaną techniką w bioprzetwarzaniu i fermentacji mikrobiologicznej na dużą skalę27. Optymalizując konwersję odpadów spożywczych na bioplastik, metoda ta wspiera uprzemysłowienie waloryzacji odpadów na dużą skalę, rozwijając inicjatywy w zakresie biogospodarki o obiegu zamkniętym. Integracja surowców pochodzących z odpadów, fermentacja halofilowa i przyjazna dla środowiska strategia odzyskiwania PHA umożliwia wydajną konwersję odpadów na biopolimery, zmniejszając zależność od tworzyw sztucznych opartych na paliwach kopalnych, jednocześnie promując zrównoważoną produkcję bioplastików.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Zbiórka i przygotowanie odpadów spożywczych

  1. Zbieraj odpady żywnościowe z lokalnych restauracji, jak pokazano na rysunku 1A. Oceń uzyskane odpady wizualnie. Obserwacje wykazały, że odpady składały się głównie ze skórek warzyw, wyrzuconego surowego mięsa i składników bogatych w węglowodany, takich jak ryż i makaron. Może być konieczne zmierzenie stosunku węgla do azotu (C:N) zgodnie z opisem w krokach 5.1 i 5.2 i skorygowanie, jeśli odpady żywnościowe są w przeważającej mierze bogate w węgiel, z optymalnym stosunkiem C:N w pobliżu 20:128.
  2. Wrzuć 10 kg odpadów spożywczych do wiadra o pojemności 5 galonów i dodaj 2,5 l wody. Podłącz blender do źródła zasilania. Zanurz ostrze w mieszaninie odpadów spożywczych i wody, a następnie naciśnij przycisk Start , aby rozpocząć miksowanie. Miksuj przez co najmniej 30 minut, aż do całkowitej homogenizacji (ryc. 1B). Poruszaj ostrzem w górę iw dół, aby zapewnić dokładne wymieszanie resztek jedzenia.
    UWAGA: Aby zapobiec przegrzaniu, może być konieczne zwolnienie przycisku start blendera na 1 minutę po każdych 2 minutach pracy.
  3. Po zmiksowaniu wyjmij blender i umyj go gorącą wodą z płynem do naczyń. Przykryć wiadro pokrywką, oznaczyć wiadro nazwą próbki i datą przygotowania, a następnie przechowywać w temperaturze 4 °C, jeśli nie zostanie natychmiast użyte.
    UWAGA: Ze względu na różnice we właściwościach odpadów spożywczych zbieranych z różnych źródeł i w różnym czasie, podstawowe parametry przygotowanej gnojowicy, takie jak całkowita zawartość substancji stałych (TS) i lotnych ciał stałych (VS), powinny być mierzone w oparciu o krok 5.1 po każdym przygotowaniu, aby zapewnić dokładne dane wejściowe TS i VS do późniejszego wykorzystania. W tym protokole 4 °C służy do przechowywania krótkotrwałego (mniej niż 7 dni), a -20 °C do przechowywania długoterminowego.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Wizualne porównanie odpadów spożywczych w restauracjach przed i po homogenizacji. Fotografie pokazują (A) surowe odpady spożywcze i (B) homogenizowaną gnojowicę z odpadów spożywczych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Produkcja VFA za pośrednictwem aAD

  1. Działanie komory fermentacyjnej AD w skali pilotażowej (100 l) (rysunek 2A) do konwersji odpadów spożywczych na VFA.
    1. Sprawdź podłączenie zasilania i szczelność pilotowej komory fermentacyjnej aAD. Ustawić temperaturę komory fermentacyjnej na 35 °C, a prędkość mieszania na 150 obr./min.
    2. Naciśnij przycisk Podnieś , aby podnieść pokrywę komory fermentacyjnej. Zatrzymaj się, gdy pokrywa podniesie się o około 40 cm, naciskając przycisk Stop .
    3. Dodać kulturę zebraną z komory fermentacyjnej nasion aAD do pilotażowej komory fermentacyjnej aAD, aż osiągnie objętość roboczą 80 l. Szczegółowe informacje na temat komory fermentacyjnej nasion można znaleźć w poprzednim badaniu25.
    4. Naciśnij dolny przycisk, aż pokrywa zostanie całkowicie zamknięta, a następnie zabezpiecz ją za pomocą clamps. Dzięki temu komora fermentacyjna utrzymuje warunki beztlenowe.
    5. W tym badaniu czas retencji ciała stałego (SRT) został utrzymany w komorze fermentacyjnej aAD wynoszący 9 dni. Podawać i odprowadzać 1/3 objętościroboczej komory fermentacyjnej (około 26,7 l) co 3 dni, jak opisano poniżej.
      UWAGA: Tradycyjna fermentacja beztlenowa jest prowadzona przy SRT wynoszącym 14-30 dni dla produkcji metanu29,30. Krótki 9-dniowy SRT jest tutaj stosowany w celu zahamowania metanogenezy, promując akumulację VFA dla udanego aAD.
    6. Wydzielanie części zawartości aAD przed karmieniem. Aby ułatwić rozładunek i zapobiec zatkaniu, tymczasowo zwiększ prędkość mieszania komory fermentacyjnej ze 150 obr./min do 200 obr./min i utrzymuj tę prędkość przez 20 minut przed rozładowaniem.
      UWAGA: Zwiększenie prędkości mieszania zapewnia równomierne rozprowadzenie cząstek stałych w pofermentacji, ułatwiając odprowadzanie i jednorodne pobieranie próbek.
    7. Otworzyć zawór spustowy na dnie pilotażowej komory fermentacyjnej aAD i spuścić 1/3 objętościroboczej pofermentu. Zebrać zrzucony produkt pofermentacyjny do wiader i przechowywać go w temperaturze 4 °C do analizy LKT, a następnie oddzielenia ciała stałego od cieczy w kroku 2.2.
    8. Użyj wskaźnika obciążenia organicznego (OLR) 2,5 g VS / L-dzień, a VS gnojowicy odpadów spożywczych wynosi średnio ~ 14,5% (tabela 1). W tym celu wymagane jest 4,1 kg mokrej masy gnojowicy z odpadów spożywczych w oparciu o równanie 1, aby uzyskać projektowany OLR. Pobrać próbkę gnojowicy o wadze 4,1 kg i umieścić ją w osobnym wiadrze do późniejszego karmienia.
      Mokra masa gnojowicy z odpadów spożywczych do karmienia = figure-protocol-2 (1)
      w którym OLR wynosi 2,5 g VS/L-dzień, odstęp między karmieniami wynosi 3 dni, objętość robocza 80 L, a VS wynosi 14,5%.
    9. Wlej wodę do osobnego wiadra zawierającego wyżej wymienione 4,1 kg mokrej gnojowicy z odpadów spożywczych, aż osiągnie objętość obliczoną z równania 2, która w tym przykładzie wynosi 26,7 l.
      figure-protocol-3 (2)
      Tam, gdzie odstęp między karmieniem wynosi 3 dni, objętość robocza wynosi 80 l, a SRT wynosi 9 dni.
    10. Użyj pompy perystaltycznej, aby wprowadzić tę 26,7 l zawiesinę odpadów spożywczych do komory fermentacyjnej aAD na rysunku 2A. Upewnij się, że rurka wlotowa pompy perystaltycznej pozostaje zanurzona w cieczy w wiadrze do karmienia, dopóki cała ciecz nie zostanie przeniesiona.
      UWAGA: Podczas procesu pobierania rurka może lekko wibrować, co jest normalne.
    11. Wyłącz pompę i odłącz zasilanie. Zresetuj prędkość mieszania w komorze fermentacyjnej pilotowej do 150 obr./min na 30 minut, aby homogenizować nową paszę z istniejącym produktem pofermentacyjnym.
    12. Wylać 3 l homogenizowanego produktu pofermentacyjnego do wiadra w celu dostosowania pH. Z 3 l homogenizowanego produktu pofermentacyjnego rozlać 100 ml produktu pofermentacyjnego do zlewki i zmierzyć pH.
    13. Stopniowo dodawaj granulki NaOH do 100 ml roztworu pofermentacyjnego, aż jego pH osiągnie 5,5. Aby obliczyć masę dodanych granulek NaOH, należy obliczyć ubytek masy pojemnika na granulki NaOH przed i po dostosowaniu pH.
    14. Dodać granulki NaOH proporcjonalnie do objętości pofermentu do komory fermentacyjnej pilotowej na rysunku 2A , aby dostosować pH do 5,5. Na przykład, jeśli potrzeba 0,09 g granulek NaOH, aby dostosować 100 ml homogenizowanego pofermentu do pH 5,5, 72 g granulek NaOH należy załadować do pilotażowej komory fermentacyjnej aAD, ponieważ jego objętość robocza wynosi 80 l, tj. 80 l / 0,1 l × 0,09 g = 72 g.
      UWAGA: Ponieważ idealny zakres pH dla aAD wynosi 5-5,531, po każdym karmieniu pH należy dostosować do 5,5. W okresie aAD pH zawsze spada z powodu reakcji zakwaszenia. Dlatego zdecydowanie zaleca się wykonywanie kroków od 2.1.13 do 2.1.16, aby w razie potrzeby codziennie sprawdzać i dostosowywać pH.
    15. Sprawdź komorę fermentacyjną pilotową, aby upewnić się, że wszystkie zawory są zamknięte i wyreguluj prędkość mieszania na 150 obr./min, aby zapewnić przerywane mieszanie do następnego cyklu pracy aAD.
      UWAGA: Pilotażowa komora fermentacyjna aAD w tym badaniu pracuje w trybie półciągłym, aby naśladować procesy przemysłowe32.
  2. Separacja szelków nad osadem do odzysku LKT do fermentacji PHA
    1. Włącz główny wyłącznik zasilania wirówki dyskowej.
    2. Poczekaj, aż tekst STANDSTILL pojawi się na ekranie systemu interfejsu człowiek-maszyna (HMI). Sprawdź, czy poziom oleju smarowego przekracza minimalny próg.
    3. Otwórz zawór przewodu wodociągowego i wyreguluj ciśnienie na 45 psi. Otwórz zawór przewodu pneumatycznego i wyreguluj ciśnienie na 90 psi.
    4. Naciśnij zielony przycisk na ekranie systemu HMI, aby rozpocząć proces produkcji wirówki dyskowej. Poczekaj, aż system zakończy sprawdzanie.
    5. Monitoruj, aż system osiągnie pełną ustawioną prędkość, która jest sygnalizowana przez STANDBY na ekranie systemu HMI.
      UWAGA: Prędkość wirówki dyskowej jest ustawiona na maksymalną wydajność w celu uzyskania wysoce wydajnej separacji.
    6. Upewnij się, że wąż dopływowy jest zanurzony w opróżnionym pojemniku na poferment. Podłącz rurę wylotową supernatantu wirówki dyskowej do pustego wiadra o pojemności 5 galonów w celu zebrania supernatantu, który zostanie wykorzystany do późniejszej fermentacji PHA. Podłącz wylot ciał stałych do oddzielnego pustego wiadra w celu zebrania resztek ciał stałych z pofermentu (Rysunek 2B).
    7. Za pomocą pompy perystaltycznej należy podać poferment do wlotu wirówki dyskowej. W międzyczasie kliknij przycisk PROD na ekranie systemu HMI. PROD to skrót od Production, czyli produkcja.
    8. Wyreguluj zawór wlotowy, aby utrzymać natężenie przepływu w zakresie 0,2-0,5 m3/h i ciśnienie zwrotne w zakresie 0,5-1 bara.
      UWAGA: Supernatant jest cyrkulowany w celu uzyskania wyższego współczynnika separacji podczas procesu produkcyjnego, co odnosi się do etapu separacji ciał stałych i cieczy wirówki dyskowej, podczas gdy ciała stałe są gromadzone w wirówce dyskowej.
    9. Po 30 minutach procesu produkcyjnego naciśnij przycisk Rozładowywanie na ekranie systemu HMI, aby odprowadzić cząstki stałe i supernatant do odpowiedniego wiadra (Rysunek 2B).
      UWAGA: Ten etap opiera się na kontroli wizualnej, ponieważ nie można od razu zmierzyć skuteczności separacji pod względem TS. Zazwyczaj 30 minut pracy wystarcza do osiągnięcia pożądanego oddzielenia supernatantu od pozostałości stałej.
    10. Zebrany sklarowany supernatant należy przechowywać w temperaturze 4 °C w celu późniejszej fermentacji PHA. Pozostałości ciał stałych należy usunąć zgodnie z przepisami dotyczącymi utylizacji bioodpadów lub ponownie wprowadzić do komory fermentacyjnej aAD w celu dalszej fermentacji.
    11. Rozpocznij cykl czyszczenia w obiegu zamkniętym (), wybierając przycisk na ekranie HMI. Umyć wirówkę dyskową zgodnie z krokami określonymi w tabeli 2.
      UWAGA: Pompa perystaltyczna służy do podawania i odprowadzania mediów myjących. Ten etap mycia jest ważny dla konserwacji sprzętu.
    12. Po zakończeniu mycia wyłącz i odłącz pompę perystaltyczną, a następnie naciśnij przycisk PROD , aby upewnić się, że wirówka dyskowa wypuściła wszystko ze zbiornika separacyjnego. Stopniowo zmniejszaj prędkość obrotową.
    13. Naciśnij czerwony przycisk na ekranie systemu HMI, aby zatrzymać operacje. Przekręć zawory przewodu wodnego i powietrznego do pozycji OFF . Wyłącz główne zasilanie.

figure-protocol-4
Rysunek 2: Urządzenia używane do produkcji LKT i separacji ciał stałych od cieczy. (A) 100-litrowa komora fermentacyjna aAD na skalę pilotażową. (B) odprowadzanie supernatantu i ciał stałych do odpowiednich kubełków ze zbiornika rozdzielającego wirówki dyskowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

ParametryMarnowanie żywności
TS (%)~16,5
VS (%)~14,5
C:N~17:1

Tabela 1: Charakterystyka przykładowych odpadów spożywczych.

KrokMediaTemperaturaCelOkres czasu (min)Objętość rozładowania (L)Notatki
1WodaZimnyDo płukania pierwotnego51Zużyta woda zwykle przechodzi do odpływu.
2WodaGorący (70 °C)Do termolizy drożdży, w stosownych przypadkach51Zużyta woda zwykle albo przechodzi do odpływu, albo jest w cyrkulacji.
32% roztwór NaOHGorący (70 °C)Do rozpuszczania osadów białkowych, w stosownych przypadkach201Roztwór jest zwykle w obiegu.
4WodaGorący (70 °C)Do spłukiwania51Zużyta woda zwykle albo przechodzi do odpływu, albo jest w cyrkulacji.
51% roztwór kwasu azotowegoGorący (70 °C)Do rozpuszczania osadów nieorganicznych101Jeśli używana jest miękka woda, mycie kwasem jest wymagane tylko kilka razy w roku. W takim przypadku powrót może przejść do odpływu. Jeśli używana jest twarda woda, przy każdym może być wymagane mycie kwasem. W takim przypadku należy zastosować system cyrkulacyjny.
6WodaGorący (80–95 °C)Do spłukiwania i sterylizacji51Jeśli zmętnienie wydzieliny z tego etapu jest wysokie, powtórz od kroku 2.

Tabela 2: Instrukcja mycia wirówki dyskowej.

3. Fermentacja PHA przy użyciu supernatantu pofermentacyjnego bogatego w LKW

  1. Fermentacja PHA na skali laboratoryjnej w celu określenia optymalnych warunków do zwiększenia skali.
    1. Dodać wodę w celu rozcieńczenia supernatantu pofermentacyjnego zebranego w kroku 2.2.9 do gradientu stężeń w celu określenia optymalnego czasu rozcieńczania, który minimalizuje hamujące działanie potencjalnych związków toksycznych obecnych w supernatantze pofermentacyjnym z odpadów spożywczych, zapewniając jednocześnie minimalne naruszenie wzrostu komórek23.
      UWAGA: Zazwyczaj wymagane jest co najmniej 2-krotne rozcieńczenie w celu złagodzenia tych efektów hamujących25.
    2. Uzupełnić rozcieńczony sklarant pofermentacyjny solą i składnikami odżywczymi, w szczególności 156 g/l NaCl, 5 g/l ekstraktu drożdżowego, 13 g/l MgCl26H2O, 20 g/L MgSO47H2O, 1 g/L CaCl22H2O, 4 g/L KCl, 0,2 g/LNaHCO3 i 0,5 g/L NaBr, i NH4Cl w razie potrzeby33.
    3. Zmierzyć zasolenie supernatantu pofermentacyjnego za pomocą sondy przewodności przed dodaniem NaCl. Poferment z odpadów spożywczych ma zazwyczaj znikome zasolenie; jednakże, jeśli występuje wysokie zasolenie, dostosuj dozowanie NaCl w oparciu o równanie 3.
      Dodatek NaCl (g) = 156 g/L NaCl × całkowita objętość przygotowanego podłoża - figure-protocol-5 objętość × dodanego supernatantu pofermentacyjnego (3)
    4. Utrzymać stosunek C:N w pożywce wykonanej z supernatantu pofermentacyjnego na poziomie 15. Oznaczyć dodatek NH4Cl w oparciu o rodzimy stosunek C:N supernatantu pofermentacyjnego mierzony w kategoriach całkowitego węgla organicznego (TOC) i całkowitego azotu (TN), jak określono w krokach 5.2 i 5.3.
    5. Mieszać pożywkę za pomocą magnetycznej płytki mieszającej z prędkością 200 obr./min, aż wszystkie suplementy całkowicie się rozpuszczą. Dostosować pH pożywki do 7,0 ± 0,05 za pomocą 1 N NaOH lub 1 N H2SO4.
    6. Przygotowane podłoże należy umieścić w sterylnych kolbach Erlenmeyera, wypełniając tylko 1/5 objętości, aby utrzymać dużą przestrzeń nad roztworem dla odpowiedniego przepływu powietrza podczas uprawy (rysunek 3A). Przykryj kolbę bawełną lub innym rodzajem oddychającego materiału o wystarczającej porowatości, aby umożliwić wymianę gazową podczas uprawy.
    7. Rozmrozić kulturę nasion H. mediterranei (aktywowaną z komercyjnej kolekcji American Type Culture Collection (ATCC) 33500, która jest przechowywana w temperaturze -80 °C) poprzez delikatne mieszanie w łaźni wodnej ustawionej na normalną temperaturę wzrostu szczepu H. mediterranei (np. 37 °C). Rozmrażanie powinno być szybkie, tj. około 2 minuty lub do momentu, gdy wszystkie kryształki lodu się stopią.
    8. Zaszczepić 0,2% (v/v) kulturę nasion H. mediterranei OD600nm ~0,5 do przygotowanej pożywki. Przygotować kolbę kontroli dodatniej z inokulacją i kolbę kontroli ujemnej bez inokulacji pożywką ATCC 117633.
      UWAGA: Pożywka ATCC ma taki sam skład składników odżywczych, jak opisano w kroku 3.1.2, z wyjątkiem tego, że supernatant pofermentacyjny zastępuje się glukozą o stężeniu 1 g/l i nie dodaje się żadnego dodatkowego źródła azotu.
    9. Inkubować wszystkie kolby w temperaturze 37 °C, wytrząsając z prędkością 150 obr./min w wytrząsarce orbitalnej. Mierz gęstość optyczną (OD600 nm) codziennie, aż ustabilizuje się w fazie stacjonarnej, a następnie przerwij uprawę. Zbierz różowawy bulion (Rysunek 3B) w celu odzyskania PHA.
  2. Fermentacja PHA na skalę pilotażową w szklanym fermentorze o pojemności 50 litrów.
    1. Podłącz pilotażowy fermentor PHA (rysunek 4) i grzałkę cyrkulacyjną wody do zasilania.
    2. Włącz przełącznik ogrzewania łaźni wodnej. Ustaw temperaturę na 37 °C. Włącz mieszadło i ustaw je na 150 obr./min.
    3. Dodać supernatant pofermentacyjny z odpadów spożywczych, przygotowany przy użyciu optymalnego współczynnika rozcieńczenia, wraz z solą i suplementami składników odżywczych określonymi w kroku 3.1.2, aby uzyskać objętość roboczą 40 l.
    4. Dostosuj wartość pH do 7. Zaszczepić 10% (v/v) kulturę nasion H. mediterranei OD600nm ~0,5 do przygotowanej pożywki.
    5. Włącz pompę powietrza fermentora pilotowego i ustaw szybkość napowietrzania na 110 m3/h. Zbierz próbkę i codziennie mierz OD600nm . Gdy OD600nm osiągnie fazę stacjonarną, zatrzymaj fermentację i przechowuj bulion fermentacyjny w temperaturze 4 °C w celu odzyskania PHA.
    6. Umyj fermentor wodą z kranu i 70% etanolem.

figure-protocol-6
Rysunek 3: Kolby przed i po fermentacji wytwarzane przez H. mediterranei. (A) Pożywka w kolbach wykonanych z supernatantu pofermentacyjnego z odpadów spożywczych przed inkubacją/fermentacją. (B) Różowawa kultura H. mediterranei bogata w PHA po fermentacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-7
Rysunek 4: 50-litrowy fermentor PHA na skalę pilotażową. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

4. Odzyskiwanie PHA w dół łańcucha dostaw

  1. Napełnij bulion fermentacyjny H. mediterranei do wirówki dyskowej w celu oddzielenia słonego supernatantu i komórek H. mediterranei . Zebrać zebraną komórkę (część Solid Out na rysunku 5) w celu późniejszej lizy komórek. Frakcję Liquid Out należy utylizować zgodnie z przepisami dotyczącymi utylizacji bioodpadów.
    UWAGA: Działanie wirówki dyskowej jest tutaj takie samo, jak w krokach opisanych w 2.2.
  2. Ponownie zawiesić zebrane komórki zebrane w wodzie o stężeniu 100 ml/g mokrych komórek i mieszać z prędkością 150 obr./min przez 2 godziny w temperaturze pokojowej, aby umożliwić lizę komórek przez szok ciśnienia osmotycznego.
  3. Zawiesić niewielką porcję (50 ml) pobranych komórek zebranych w kroku 4.1 w 4% roztworze NaClO (2 ml 4% roztworu NaClO na g mokrych komórek) i mieszać przez 5 minut.
    UWAGA: Leczenie NaClO stosuje się w celu zapewnienia punktu odniesienia, który prawdopodobnie może odzyskać 100% PHA z komórek H. mediterranei . Założenie to opiera się na fakcie, że to leczenie NaClO jest najszerzej przystosowaną metodą odzyskiwania PHA34. Ta obróbka NaClO jest zwykle uważana za wystarczająco agresywną, aby zapewnić całkowitą lizę komórek i odzyskanie PHA, niezależnie od gatunku komórek.
    UWAGA: NaClO jest silnym utleniaczem. Może powodować poważne oparzenia skóry, uszkodzenie oczu i podrażnienie dróg oddechowych. Zawsze należy obchodzić się z NaClO w dobrze wentylowanym miejscu lub pod wyciągiem, nosząc odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE), w tym rękawice, okulary ochronne i fartuch laboratoryjny. W przypadku kontaktu ze skórą należy natychmiast spłukać dotknięty obszar dużą ilością wody i zasięgnąć porady lekarza, jeśli podrażnienie utrzymuje się. Odpady zawierające NaClO należy utylizować zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi odpadów niebezpiecznych, aby zapobiec skażeniu środowiska.
  4. Odwirować zlizowaną zawiesinę o stężeniu 10 000 x g przez 30 minut w celu zebrania granulek PHA. Supernatant należy utylizować w laboratorium zgodnie z przepisami dotyczącymi utylizacji bioodpadów.
  5. Liofilizować granulki PHA w temperaturze -50 °C przez ~48 godzin, aż do osiągnięcia stałej masy w celu uzyskania surowego proszku PHA (rysunek 6A).
  6. Dodaj etanol do surowego proszku PHA w stężeniu 10 ml/g, aby usunąć resztki zanieczyszczeń. Wirować przy 10 000 x g przez 30 minut, aby zebrać oczyszczone granulki PHA. Supernatant należy utylizować zgodnie z przepisami dotyczącymi utylizacji odpadów chemicznych.
  7. Liofilizować granulki PHA w temperaturze -50 °C przez ~48 godzin, aż do osiągnięcia stałej masy w celu uzyskania oczyszczonego proszku PHA (rysunek 6B).

figure-protocol-8
Rysunek 5: Oddzielony solny supernatant (po lewej) i komórki (po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-9
Rysunek 6: Proszek PHA. (A) Surowy proszek PHA i (B) oczyszczony proszek PHA. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Metody analityczne

  1. Zmierzyć TS i VS zgodnie ze standardowymi metodami35. Oznaczyć TN za pomocą zestawów testowych firmy Hach zgodnie ze standardową metodą przy użyciu spektrofotometru35.
  2. Zmierz TOC za pomocą analizatora TOC zgodnie z metodami opisanymi w poprzednim badaniu25. Zmierz pH za pomocą pH-metru stacjonarnego.
  3. Określ ilościowo LKT za pomocą zestawu36. Monitoruj OD600nm za pomocą czytnika mikropłytek.
  4. Oszacować DCW na podstawie lotnych zawiesin (VSS) w bulionie komórkowym, mierzonych zgodnie ze standardową metodą pomiaru VSS25,35. Krótko odwirować 50 ml bulionu komórkowego o sile 8 000 x g przez 15 minut i przenieść osad do tygla w celu analizy VSS.
    UWAGA: Użyj VSS do oszacowania DCW, ponieważ odzwierciedla on biomasę organiczną i pozwala uniknąć przeszacowania ze względu na zawartość soli w H. mediterranei23.
  5. Przeprowadzić oznaczanie ilościowe PHA metodą chromatografii gazowej (GC) zgodnie z metodami opisanymi w poprzednim badaniu25, w którym liofilizowaną biomasę poddaje się metanolizie w postaci chloroformu i zakwaszania metanolem w temperaturze 105 °C przez 2 godziny, a otrzymane monomery określa się ilościowo przy użyciu GC z benzoesanem metylu jako wzorcem wewnętrznym. Oblicz odzysk PHA za pomocą równania 4, a czystość PHA za pomocą równania 5. Określ całą masę PHA z GC.
    Odzysk PHA (%) = figure-protocol-10 (4)
    Czystość PHA (%) = figure-protocol-11 (5)
    UWAGA: Chloroform i kwas siarkowy stosowane do oznaczania ilościowego PHA są niebezpieczne i należy obchodzić się z nimi z najwyższą ostrożnością. Chloroform jest lotnym rozpuszczalnikiem organicznym, który stwarza ryzyko toksyczności inhalacyjnej i może powodować uszkodzenie wątroby i nerek przy długotrwałym narażeniu. Kwas siarkowy jest silnie substancją chemiczną, która może powodować poważne oparzenia skóry lub kontaktu z oczami. Zawsze należy obchodzić się z tymi chemikaliami wewnątrz dygestorium, aby zapobiec narażeniu na wdychanie. Upewnij się, że używasz odpowiednich środków ochrony osobistej, w tym rękawic odpornych na chemikalia, okularów ochronnych i fartucha laboratoryjnego. Wszystkie odpady chloroformu i kwasu siarkowego należy prawidłowo utylizować zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi odpadów niebezpiecznych, aby zachować bezpieczne praktyki laboratoryjne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyka odpadów spożywczych i produkcja LKT od aAD
Przykład stosunku TS, VS i C:N w przygotowanej gnojowicy z odpadów spożywczych przedstawiono w tabeli 1. Ze względu na nieodłączną zmienność składu odpadów spożywczych w różnych źródłach pobierania próbek i czasie, spodziewane są wahania wartości stosunku TS, VS i C:N. Chociaż zmienność jest akceptowalna, regularne pomiary stosunku TS, VS i C:N są niezbędne do monitorowania procesu, równowagi mikrobiologicznej i ogólnej optyma...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Produkcja VFA od aAD
LKT odgrywa kluczową rolę jako kluczowy prekursor H. mediterranei w przekształcaniu odpadów spożywczych w PHA. Dlatego niezbędne jest utrzymanie wysokiego stężenia LKT podczas aAD. W celu zwiększenia produkcji LKT wAD 25 można zastosować kilka strategii. Jednym ze skutecznych podejść jest optymalizacja SRT, z idealnym czasem trwania 8 dni lub krótszym, która sprzyja wypłukiwaniu metanogenów, jednocześnie maksymalizując hydrolizę i kwasogenezę, za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badanie to było wspierane przez Departament Energii – Biuro Efektywności Energetycznej i Energii Odnawialnej (Nagroda Prime Award No. DEEE0009268) oraz Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Narodowy Instytut Żywności i Rolnictwa (nagroda nr 2023-79000-38973).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PowietrzeGaz powietrznyAI UZ300Używany do operacji GC
PompaChmuraHailea ACO-009D
Chlorek amonuAcros OrganicsA0396560
AutoklawSTERISLaboratorium AMSCO 250Stosowany do przygotowania pożywki ATCC
SaldoMETTLER TOLEDOME204TE/00
BlenderVEVORIB750LV+BLD300+WB-1
WiadroLowe'anr wzoru 50640Plastikowe wiadro ogólne o pojemności 5 galonów wolne od BPA
Chlorek wapnia dwuwodnyAcros OrganicsA0362932
ChloroformMillipore SigmaZobacz materiał C2432
EksykatorzeDowolny typ, który może być używany w pomiarach TS, VS, VSS
Rurki do wytrawiania, nakrętka z wkładką PTFEMillipore SigmaCLS982613
Cyfrowy blok reaktoraFirma HachPrzekaźnik DRB200Stosowany w metodach oznaczania ilościowego VFA firmy Hach
Mieszadło cyfroweSCILOGEX (Biblioteka SCILOGEX)SCI550-Pro
Wirówka dyskowaAlfa Laval Inc.Klara 20
Kolby ErlenmeyeraAmazonkaB07V3JPQMM
EtanolAmazonkaB09DGVL4ML
LiofilizatorLabconco10030133, 1027319 i 0109621FreeZone 2,5-litrowe systemy liofilizacji
Wyciąg wyciągowyKorporacja Naukowa KewauneePowietrze Supreme LV
PiecThermo ScientificWzór F30428C
Chromatografia gazowa (GC)Agilentnr wzoru 8890 
Haloferax mediterranei (Haloferax mediterranei)Kontroler ATCC (Kontroler T33500
WodórGaz powietrznyHY UHP300Używany do operacji GC
NóżKażdy rodzaj używany do cięcia odpadów spożywczych
Olej smarowyFirma Naukowa FisherNC9844626
Chlorek magnezu sześciowodnyFirma Naukowa FisherZobacz materiał BP214-500
Siarczan magnezu siedmiowodnyMillipore SigmaZobacz materiał M1880
Methonal (Metalowy)Millipore Sigma34860
Benzoesan metyluMillipore Sigma93583Stosowany jako wzorzec wewnętrzny w oznaczaniu ilościowym PHA
Czytnik mikropłytek Synergia BioTekSynergia H1
AzotGaz powietrznyNI UHP300Używany do operacji GC
PiekarnikThermo ScientificOMH750 powiedział:
Pompa perystaltycznaPo prostu pompy Inc.Prąd przemienny PM6000Pompa samozasysająca o wysokim przepływie z doskonałą zdolnością do pracy na sucho, zdolna do obsługi zawiesin o wysokiej zawartości cząstek stałych i przeznaczona do rur o ściankach 1/8 cala.
pH-metrFirma Naukowa FisherZobacz materiał AE150
Norma PHAMillipore Sigma403105
Pilotażowa komora fermentacyjna aADQuasar energy group, Independence, Ohio, Stany ZjednoczoneFermentor ze stali nierdzewnej o całkowitej pojemności 100 L i pojemności roboczej 80 L 
Pilotażowy fermentor PHADrzewo manukatreeSF-50l ISO 9001 CEDwuwarstwowy szklany reaktor z płaszczem
Chlorek potasuG-BIOSCIENCES (Nauki biologiczne)162006
Przewody pompyDowolna marka węży silikonowych o średnicy wewnętrznej 1/8 cala i średnicy zewnętrznej 3/8 cala
Wodorowęglan soduFisher Chemiczny241787
Bromek soduCarolina21139-45
Chlorek soduAmazonka B0787CFHF3
Wodorotlenek sodu, GranulkiOdczynniki Fisher236088
Podchloryn soduMillipore Sigma425044
Wirówka Sorvall LYNX 4000 SuperspeedThermo Scientific75006580Służy do zbierania granulek PHA w dalszym odzyskiwaniu PHA 
Spektrofotometr Firma HachZobacz materiał DR3900Stosowany w metodach oznaczania ilościowego VFA firmy Hach
Kwas siarkowyMillipore Sigma258105
Filtr strzykawkowyAmazonkaB06X6GTKVY
Analizator TOCShimadzu powiedział:Wzór TOC-LCSN
Test fiolkowy z kwasami lotnymi TNTplusFirma HachTNT 872Możliwość pomiaru LKT w zakresie 50 - 2 500 mg/L kwasu octowego.
Podgrzewacz wodyBosch Inc.Tronic 3000 T o pojemności 7 galonów (ES8)
Ekstrakt drożdżowyFirma Naukowa FisherAAJ6028736

Bibliografia

  1. Sabapathy, P. C. Recent developments in polyhydroxyalkanoates (phas) production-a review. Biores Tech. 306, 123132(2020).
  2. Koller, M., Simon, K. M. R. Haloarchaea as emerging big players in future polyhydroxyalkanoate bioproduction: Review of trends and perspectives. Curr Res Biotechnol. 4, 377-391 (2022).
  3. Atarés, L., Chiralt, A., González-Martínez, C., Vargas, M. Production of polyhydroxyalkanoates for biodegradable food packaging applications using haloferax mediterranei and agrifood wastes. Foods. 13 (6), 950(2024).
  4. Kusuma, H. S., et al. Waste to wealth: Polyhydroxyalkanoates (pha) production from food waste for a sustainable packaging paradigm. Food Chem Mol Sci. 9, 100225(2024).
  5. Li, M., Wilkins, M. R. Recent advances in polyhydroxyalkanoate production: Feedstocks, strains and process developments. Int J Biol Macromol. 156, 691-703 (2020).
  6. Alsafadi, D., Al-Mashaqbeh, O. A one-stage cultivation process for the production of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) from olive mill wastewater by haloferax mediterranei. New Biotechnol. 34, 47-53 (2017).
  7. Amaro, T. M., Rosa, D., Comi, G., Iacumin, L. Prospects for the use of whey for polyhydroxyalkanoate (pha) production. Front Microbio. 10, 992(2019).
  8. Sharma, K., Gillum, N., Boyd, J. L., Schmid, A. The rosr transcription factor is required for gene expression dynamics in response to extreme oxidative stress in a hypersaline-adapted archaeon. BMC Genomics. 13, 1-18 (2012).
  9. Mitra, R., Xu, T., Xiang, H., Han, J. Current developments on polyhydroxyalkanoates synthesis by using halophiles as a promising cell factory. Micro Cell Factories. 19, 1-30 (2020).
  10. Alsafadi, D., Alhesan, J. S. A., Mansoura, A., Oqdeha, S. Production of polyhydroxyalkanoate from sesame seed wastewater by sequencing batch reactor cultivation process of haloferax mediterranei. Arabian J Chem. 16 (4), 104584(2023).
  11. Pais, J., Serafim, L. S., Freitas, F., Reis, M. A. Conversion of cheese whey into poly (3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) by haloferax mediterranei. New Biotechnol. 33 (1), 224-230 (2016).
  12. Koller, M., et al. Potential of various archae-and eubacterial strains as industrial polyhydroxyalkanoate producers from whey. Macromol Biosci. 7, 218-226 (2007).
  13. Bhattacharyya, A. Integration of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) production by haloferax mediterranei through utilization of stillage from rice-based ethanol manufacture in india and its techno-economic analysis. World J Microbiol Biotechnol. 31, 717-727 (2015).
  14. Bhattacharyya, A., et al. Utilization of vinasse for production of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) by haloferax mediterranei. AMB express. 2, 1-10 (2012).
  15. Khamplod, T., Wongsirichot, P., Winterburn, J. Production of polyhydroxyalkanoates from hydrolysed rapeseed meal by haloferax mediterranei. Biores Tech. 386, 129541(2023).
  16. Montemurro, M., et al. Exploitation of wasted bread as substrate for polyhydroxyalkanoates production through the use of haloferax mediterranei and seawater. Front Microbio. 13, 1000962(2022).
  17. Alsafadi, D., Ibrahim, M. I., Alamry, K. A., Hussein, M. A., Mansour, A. Utilizing the crop waste of date palm fruit to biosynthesize polyhydroxyalkanoate bioplastics with favorable properties. Sci Total Environ. 737, 139716(2020).
  18. Raho, S. Production of the polyhydroxyalkanoate phbv from ricotta cheese exhausted whey by haloferax mediterranei fermentation. Foods. 9 (10), 1459(2020).
  19. Aliyu Salihu, M. Z. A. Pretreatment methods of organic wastes for biogas production. J Appl Sci. 16 (3), 124-137 (2016).
  20. Khomlaem, C., et al. Defatted chlorella biomass as a renewable carbon source for polyhydroxyalkanoates and carotenoids co-production. Algal Res. 51, 102068(2020).
  21. Li, Y., Jin, Y., Borrion, A., Li, H., Li, J. Effects of organic composition on mesophilic anaerobic digestion of food waste. Biores Tech. 244, 213-224 (2017).
  22. Giduthuri, A. T., Ahring, B. K. Current status and prospects of valorizing organic waste via arrested anaerobic digestion: Production and separation of volatile fatty acids. Fermentation. 9 (1), 13(2022).
  23. Wang, K., Zhang, R. Production of polyhydroxyalkanoates (pha) by haloferax mediterranei from food waste derived nutrients for biodegradable plastic applications. Journal of Microbio Biotech. 31 (2), 338-347 (2021).
  24. Wang, K., Chen, C., Zhang, R. Process development of polyhydroxyalkanoates production by halophiles valorising food waste. Bioengineering. 9 (11), 630(2022).
  25. Zhang, X. Long-term effects of cycle time and volume exchange ratio on poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) production from food waste digestate by haloferax mediterranei cultivated in sequencing batch reactors for 450 days. Biores Tech. 416, 131771(2024).
  26. Getino, L., Martín, J. L., Chamizo-Ampudia, A. A review of polyhydroxyalkanoates: Characterization, production, and application from waste. Microorganisms. 12 (10), 2028(2024).
  27. Esmaeilnejad-Ahranjani, P., Hajimoradi, M. Optimization of industrial-scale centrifugal separation of biological products: Comparing the performance of tubular and disc stack centrifuges. Biochem Engineering J. 178, 108281(2022).
  28. Tennison-Omovoh, C. A., Fagbohungbe, M. O., Bankole, P. O., Semple, K. T. The effect of different cn ratios on volatile fatty acid (vfas) production from acidogenic fermentation of sucrose in continuous-stirred tank reactors. Biomass Convers Biorefinery. 13, 9339-9351 (2023).
  29. Epa, U. Biosolids technology fact sheet, multi-stage anaerobic digestion. Natl Serv Center Environ Publi. , 1-13 (2006).
  30. Schnaars, K. What every operator should know about anaerobic digestion. Water Environ Tech. 24, 82-83 (2012).
  31. Sun, J., Zhang, X., Guan, J., He, Z. Volatile fatty acid production through arresting methanogenesis by electro-synthesized hydrogen peroxide in anaerobic digestion and subsequent recovery by electrodialysis. ACS ES&T Eng. 4 (12), 2964-2973 (2024).
  32. Bhatia, P., et al. Effect of semi-continuous anaerobic digestion on the substrate solubilisation of lignin-rich steam-exploded ludwigia grandiflora. Appl Sci. 11 (10), 4452(2021).
  33. Product sheet of haloferax mediterranei (rodriguez-valera et al.) torreblanca et al. , American type culture collection (atcc). https://www.atcc.org/products/33500 (2025).
  34. Pagliano, G., Galletti, P., Samorì, C., Zaghini, A., Torri, C. Recovery of polyhydroxyalkanoates from single and mixed microbial cultures: A review. Front Bioeng Biotechnol. 9, 624021(2021).
  35. Rice, E. W., Bridgewater, L. Standard methods for the examination of water and waste water. 10, American Public Health Association. Washington, DC. (2012).
  36. Kaur, H., Kommalapati, R. R. Optimizing anaerobic co-digestion of goat manure and cotton gin trash using biochemical methane potential (bmp) test and mathematical modeling. SN Appl Sci. 3, 1-14 (2021).
  37. Yi, J., Dong, B., Jin, J., Dai, X. Effect of increasing total solids contents on anaerobic digestion of food waste under mesophilic conditions: Performance and microbial characteristics analysis. PloS One. 9 (7), e102548(2014).
  38. Velivela, A., et al. Biogas: Converting waste to energy. Innovation Mang Intelligent World Cases Tools. , 285-298 (2020).
  39. Cui, Y. W., Shi, Y. P., Gong, X. Y. Effects of c/n in the substrate on the simultaneous production of polyhydroxyalkanoates and extracellular polymeric substances by haloferax mediterranei via kinetic model analysis. RSC Adv. 7 (31), 18953-18961 (2017).
  40. Ghosh, S., et al. Macroalgal biomass subcritical hydrolysates for the production of polyhydroxyalkanoate (pha) by haloferax mediterranei. Biores Tech. 271, 166-173 (2019).
  41. Bold goals for us biotechnology and biomanufacturing: Harnessing research and development to further societal goals. , The White House Office of Science and Technology Policy. (2023).
  42. Nienow, A. W. Reactor engineering in large scale animal cell culture. Cytotechnology. 50 (1), 9-33 (2006).
  43. Goodhead, L. K., Macmillan, F. M. Measuring osmosis and hemolysis of red blood cells. Adv Physiol Educ. 41 (2), 298-305 (2017).
  44. Cai, S., et al. Identification of the haloarchaeal phasin (phap) that functions in polyhydroxyalkanoate accumulation and granule formation in haloferax mediterranei. Appl Environ Microbio. 78 (6), 1946-1952 (2012).
  45. Giani, M. Haloferax mediterranei cells as c50 carotenoid factories. Marine Drugs. 19 (2), 100(2021).
  46. Tanvir, R. U., Ahmed, M., Lim, T. T., Li, Y., Hu, Z. Arrested methanogenesis: Principles, practices, and perspectives. Adv Bioener. 7, 1-66 (2022).
  47. Lukitawesa,, Patinvoh, R. J., Millati, R., Sarvari-Horvath, I., Taherzadeh, M. J. Factors influencing volatile fatty acids production from food wastes via anaerobic digestion. Bioengineered. 11 (1), 39-52 (2020).
  48. Cabrera, F., et al. The accumulation of volatile fatty acids and phenols through a ph-controlled fermentation of olive mill solid waste. Sci Total Environ. 657, 1501-1507 (2019).
  49. Koller, M., Obruca, S., Pernicova, I., Braunegg, G. Physiological, kinetic, and process engineering aspects of polyhydroxyalkanoate biosynthesis by extremophiles. Polyhydroxyalkanoates Biosynth Chem Struct Appl. 2013, 1-70 (2018).
  50. Schiraldi, C., De Rosa, M. The production of biocatalysts and biomolecules from extremophiles. Trends Biotech. 20 (12), 515-521 (2002).
  51. Lorantfy, B., Seyer, B., Herwig, C. Stoichiometric and kinetic analysis of extreme halophilic archaea on various substrates in a corrosion resistant bioreactor. New Biotech. 31 (1), 80-89 (2014).
  52. Hezayen, F., Rehm, B., Eberhardt, R., Steinbüchel, A. Polymer production by two newly isolated extremely halophilic archaea: Application of a novel corrosion-resistant bioreactor. Appl Microbio Biotechnol. 54, 319-325 (2000).
  53. Mahler, N., Tschirren, S., Pflügl, S., Herwig, C. Optimized bioreactor setup for scale-up studies of extreme halophilic cultures. Biochem Eng J. 130, 39-46 (2018).
  54. Bondi, C. A., et al. Human and environmental toxicity of sodium lauryl sulfate (sls): Evidence for safe use in household cleaning products. Environ Health Insights. 9, S31765(2015).
  55. Najim, A. A., Ismail, Z. Z., Hummadi, K. K. Biodegradation potential of sodium dodecyl sulphate (sds) by mixed cells in domestic and non-domestic actual wastewaters: Experimental and kinetic studies. Biochem Eng J. 180, 108374(2022).
  56. Zhao, F., Wang, Z., Huang, H. Physical cell disruption technologies for intracellular compound extraction from microorganisms. Processes. 12 (10), 2059(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Waloryzacja odpad w spo ywczychsynteza polihydroksyalkanian wfermentacja anaerobowalotne kwasy t uszczowemikroorganizmy halofilnebezchemiczna liza kom rekoczyszczanie metod rozpuszczalnikowbiodegradowalne tworzywa sztucznegospodarka o obiegu zamkni tym
Skalowalne podejście krok po kroku do zrównoważonej produkcji bioplastiku z odpadów spożywczych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.