Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja violaceiny w Chromobacterium violaceum i jej hamowanie przez związki bioaktywne

DOI:

10.3791/68507

⸱

8 sierpnia 2025

 ,  ,  , 
1Food Research Center, Department of Food and Experimental Nutrition, Faculty of Pharmaceutical Sciences, University of São Paulo (USP)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem niniejszego protokołu jest ilościowe określenie produkcji violaceiny przez Chromobacterium violaceum ATCC 12472 jako wskaźnika zastępczego do oceny hamowania przez quorum sensing przez związki bioaktywne.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bakterie komunikują się za pośrednictwem systemu znanego jako quorum sensing (QS), który pozwala im koordynować swoje zachowanie w odpowiedzi na zmiany gęstości komórek. Proces ten obejmuje produkcję, wydzielanie i wykrywanie małych zewnątrzkomórkowych cząsteczek sygnałowych, zwykle nazywanych autoinduktorami (AI). QS reguluje szeroki zakres genów i funkcji, w tym między innymi tworzenie i rozpraszanie biofilmu, ruchliwość roju, produkcję czynników wirulencji, oporność na antybiotyki i bioluminescencję. Hamowanie QS stało się obiecującą strategią przeciwwirusową przeciwko bakteriom opornym na antybiotyki, ponieważ wywiera niższe ciśnienie selekcyjne w porównaniu z tradycyjnymi antybiotykami. W bakterii Chromobacterium violaceum ATCC 12472 białka QS CviI/CviR, które są homologiczne do białek QS typu LuxI/LuxR Aliivibrio fisheri, kontrolują wiele genów, w tym te odpowiedzialne za produkcję fioletowego barwnika violaceiny. C. violaceum jest szeroko stosowany jako szczep biosensoryczny w badaniach nad hamowaniem QS, w szczególności w hamowaniu produkcji violaceiny. Wiele związków ma potencjał do hamowania QS poprzez wiązanie się z białkami QS, homologami LuxI lub LuxR, zakłócając obwody QS. Protokół ten opisuje metodę ilościowego oznaczania violaceiny wytwarzanej przez C. violaceum ATCC 12472 i jej hamowania przez związki bioaktywne w stężeniach, które nie wpływają na wzrost bakterii. Opisany tutaj test wykazuje znaczne zmniejszenie produkcji violaceiny przez badane związki. Badanie to podkreśla potencjał wykorzystania tego protokołu do badań przesiewowych obiecujących kandydatów w badaniach nad hamowaniem QS.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bakterie mogą komunikować się za pośrednictwem systemu znanego jako QS, który umożliwia skoordynowaną modulację ich zachowania w odpowiedzi na zmiany gęstości komórek. Proces ten obejmuje produkcję, wydzielanie i wykrywanie małych zewnątrzkomórkowych cząsteczek sygnałowych, zwanych również autoinduktorami, które umożliwiają komunikację zarówno między różnymi gatunkami, jak i w obrębie tego samego gatunku 1,2.

Komunikacja ta jest zdolna do regulowania genów i funkcji, takich jak między innymi tworzenie i dyspersja biofilmu, ruchliwość i adhezja, proliferacja komórek, synteza egzoenzymów i sideroforów, zarodnikowanie, odporność na kwasy, horyzontalny transfer genów, oporność na antybiotyki, bioluminescencja, produkcja egzopolisacharydówmiędzy innymi 3,4,5. Biorąc pod uwagę znaczenie fenotypów regulowanych przez QS, istnieje duże zainteresowanie opracowaniem systemów zdolnych do zakłócania tej komunikacji komórkowej. Hamowanie sygnalizacji QS jest również nazywane wygaszaniem kworum (QQ)6. QQ może występować na kilka sposobów, w tym jako inhibitory syntezy autoinduktorów, enzymatyczna inaktywacja tych sygnałów oraz cząsteczki o antagonistycznym wpływie na te cząsteczki 4,7.

Rosnące zagrożenie opornością na antybiotyki skłoniło do badań nad alternatywnymi terapiami, w tym inhibitorami quorum sensing (QSI), które zakłócają komunikację bakterii bez bezpośredniego zabijania patogenów. Związki te mogą wykazywać działanie synergistyczne w połączeniu z antybiotykami, zwiększając podatność bakterii i umożliwiając zmniejszenie dawek antybiotyków, co jest kluczową strategią spowolnienia rozwoju oporności. Na przykład resweratrol i kanamycyna razem opóźniają wzrost Aeromonas hydrophila 8, podczas gdy N-acetylocysteina synergizuje z tobramycyną, zakłócając biofilmy Pseudomonas aeruginosa 5.

Przy nadużywaniu antybiotyków i stagnacji w opracowywaniu leków, podejścia przeciwwirusowe, takie jak hamowanie QS, oferują zmianę paradygmatu9. Zamiast skupiać się na żywotności, skupiają się na czynnikach wirulencji, dzięki czemu bakterie stają się mniej szkodliwe i bardziej podatne na odporność gospodarza lub antybiotyki5. Strategia ta narzuca słabszą presję selekcyjną w porównaniu z tradycyjnymi antybiotykami, minimalizując oporność i zachowując korzystną mikrobiotę10,11. Pomimo obiecujących wyników laboratoryjnych, walidacja w warunkach rzeczywistych w ramach badań klinicznych pozostaje niedostatecznie zbadana12. Hamowanie QS stanowi obiecujące uzupełnienie antybiotyków, ale jego zastosowanie w praktyce wymaga dalszych dowodów na skuteczność i bezpieczeństwo w złożonych środowiskach biologicznych.

C. violaceum to beta proteobacterium, które tworzy fioletowe kolonie o gładkiej i błyszczącej powierzchni. Są fakultatywnymi pałeczkami beztlenowymi i nie tworzą zarodników13. Mechanizm QS u C. violaceum obejmuje pętlę dodatniego sprzężenia zwrotnego opartą na układzie genów analogicznym do modelu luksów Aliivibrio fisheri, który zawiera białka CviI (homologiczne do LuxI) i CviR (homologiczne do LuxR; Rysunek 1). Violaceina wykazuje działanie biobójcze przeciwko różnym organizmom, w tym grzybom, bakteriom, nicieniom i wirusom, szczególnie w fazie stacjonarnego wzrostu drobnoustrojów, kiedy gęstość zaludnienia jest bardzo wysoka, a składniki odżywcze są prawie wyczerpane. W związku z tym produkcję violaceiny można uznać za konkurencyjną strategię mającą na celu przedłużenie przetrwania kolonii drobnoustrojów14.

Rośliny wytwarzają związki pochodzące z metabolizmu wtórnego, które odgrywają kluczową rolę w zwiększaniu ich zdolności do adaptacji do niekorzystnego środowiska. Te metabolity, takie jak alkaloidy, fenole, flawonoidy, chinony, garbniki, terpeny i lektyny, są powszechnie uznawane za mechanizmy obronne przeciwko roślinożercom imikroorganizmom. Potencjał związków pochodzenia roślinnego jako QSI przyciągnął szczególną uwagę ze względu na dynamiczne interakcje między roślinami a mikroorganizmami. Badania nad interakcjami roślina-patogen w ryzosferze wykazały, że rośliny mogą reagować na autoinduktory bakteryjne poprzez wydzielanie związków bioaktywnych zdolnych do działania jako inhibitory patogenów16.

W niniejszej pracy opisano praktyczną metodę mającą na celu ilościowe określenie produkcji violaceiny przez C. violaceum, koncentrując się na jej hamowaniu przez związki bioaktywne. Metoda ta służy jako wstępne narzędzie przesiewowe do wyboru związków o potencjalnej aktywności QSI. Zapewnia szybkie i praktyczne podejście do przyszłego rozwoju terapeutycznego przeciwko bakteriom chorobotwórczym Gram-ujemnym. Ten ustandaryzowany protokół będzie przydatny, ponieważ zawiera szczegółowy opis, który nie został przeprowadzony w poprzednich badaniach i ułatwi porównanie między różnymi badaniami w przyszłości 17,18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie kultury (rysunek 2)

  1. Hodować w probówce 5 ml kultury C. violaceum ATCC 12472 w bulionie Luria Bertani (LB: trypton 10 g/L, ekstrakt drożdżowy 5 g/L, 5 g/L NaCl) w temperaturze 30 °C w inkubatorze wytrząsającym (220 obr./min) przez 24 godziny.
  2. Dostosuj kulturę do OD595 wynoszącego 0,1 cala bulionu LB, co odpowiada w przybliżeniu 1 x 108 CFU/ml.

2. Przygotowanie związku

  1. Na płaskiej 96-dołkowej płytce dodać bulion LB i związek bioaktywny zgodnie z obliczeniami rozcieńczenia szeregowego, postępując zgodnie z poniższym opisem. W zależności od ich rozpuszczalności, związki bioaktywne są zwykle rozcieńczane w czystym roztworze DMSO lub DMSO: woda (1:1).
    UWAGA: W metodologiach oceniających QSI kluczowe znaczenie ma zapewnienie, że stosowane stężenia są poniżej minimalnego stężenia hamującego (sub-MIC), co oznacza, że nie wpływają one na wzrost bakterii. Dlatego zaleca się wykonanie testów krzywej wzrostu w różnych stężeniach w celu potwierdzenia, że związek specyficznie hamuje komunikację między komórkami, a nie żywotność drobnoustrojów. Na rysunku uzupełniającym 1 przedstawiono testy krzywej wzrostu badanych związków bioaktywnych stosowanych w tym protokole.
  2. Aby obliczyć stężenie związku bioaktywnego w studzience, biorąc pod uwagę roztwór podstawowy farnezolu i linalolu o stężeniu 20 mg/ml i stężeniu docelowym 200 μg/ml w studzience, a także resweratrol o stężeniu 2,5 mg/ml w roztworze podstawowym i 25 μg/ml w studzience, należy wykonać obliczenia w następujący sposób:
    C1V1 = C2V2
    20 000 μg/ml x V1 = 200 μg/ml x 200 μl
    V1 = 40 000/20 000 μL
    V1 = 2 μL
    gdzie C1 = stężenie roztworu podstawowego (20 mg/ml, co odpowiada 20 000 μg/ml); V1 = objętość roztworu podstawowego, który ma zostać dodany; C2 = pożądane stężenie końcowe (200 μg/ml); V2 = końcowa objętość w studzience (200 μl).

3. Rozcieńczanie seryjne20 i przygotowanie płytki (rysunek 3)

UWAGA: Rozcieńczanie seryjne służy do szybkiej oceny zakresu stężeń badanego związku. W tym procesie związek jest sukcesywnie rozcieńczany w stałym stosunku, w tym przypadku 1:2. Każde rozcieńczenie zmniejsza stężenie związku o połowę w porównaniu z poprzednim stężeniem, co skutkuje zakresem stężeń malejących20.

  1. W pierwszej kolumnie seryjnego rozcieńczania dodać 196 μl bulionu LB (w naszym przykładzie kolumny 3, 5 i 7). Do kolejnych studzienek seryjnego rozcieńczania dodać 100 μl bulionu LB (w naszym przypadku kolumny 4, 6 i 8).
  2. Następnie dodać 2x ilość związku bioaktywnego obliczoną w poprzednim kroku (2.2), aby przeprowadzić seryjne rozcieńczanie. W wyniku obliczeń uzyskano 2 μl każdego badanego związku, aby osiągnąć końcowe stężenie w pierwszym dołku, a więc dodać 4 μl związku (kolumny 3, 5 i 7).
  3. Przenieś połowę całkowitej objętości studzienki (100 μl) do następnej kolumny (w naszym przypadku kolumn 4, 6 i 8) i tak dalej, aż do ostatniego pożądanego stężenia, jeśli wykonujesz rozcieńczanie szeregowe. Pamiętaj, aby przed przeniesieniem dokładnie wymieszać zawartość.
    UWAGA: W tym eksperymentalnym zestawie użyliśmy tylko dwóch stężeń dla uproszczenia, a wszystkie związki mieszczą się tylko na jednej płytce.
  4. Przeprowadzić doświadczenie w co najmniej trzech porcjach na stężenie każdego związku. Zalecane są również trzy kontrpróby biologiczne. Zmień końcówkę i powtarzaj procedurę aż do ostatniego pożądanego stężenia. W ostatniej kolumnie (w naszym przypadku 4, 6 i 8) weź z niej 100 μl i wyrzuć.
  5. Dodaj 80 μl bulionu LB do wszystkich studzienek, w sumie 180 μl (rzędy od B do D). Następnie dodać 20 μl kultury C. violaceum standaryzowanej w kroku 1.2, zapewniając końcową objętość 200 μl na studzienkę (rzędy B do D). Pamiętaj, aby wymieniać końcówki pipet za każdym razem podczas wymiany studzienek, aby uniknąć przenoszenia wyższych stężeń między studzienkami lub zanieczyszczenia.
  6. Jeśli związek jest rozpuszczony w jakimkolwiek rozpuszczalniku, należy przygotować kontrolę z tym rozpuszczalnikiem. Użyliśmy DMSO. W takim przypadku należy przygotować próbę rozpuszczalnikową, która będzie kontrolą niepoddawaną działaniu substancji - UC (bez związku bioaktywnego; kolumna 9). Dodać 2 μl DMSO na studzienkę kontrolną. Daje to maksymalne stężenie 1% DMSO w teście.
    UWAGA: DMSO w stężeniu 1% nie wpływa na wzrost bakterii21,22.
  7. Przygotuj półfabrykat lub kontrolę koloru, jeśli używasz związków pigmentowanych, bez bakterii. Po dodaniu 80 μl bulionu LB do wszystkich studzienek, co daje w sumie 180 μl (rzędy od B do D, jak opisano poprzednio), dodaj 20 μl bulionu LB do odpowiednich studzienek ślepych, w sumie 200 μl (rzędy E do G). Dzieje się tak, ponieważ istnieje pewne zabarwienie tła od fioletu krystalicznego, które należy odjąć od odczytów OD, jak zostanie opisane w kroku 5 tego protokołu.
  8. Jeśli którakolwiek kolumna pozostaje pusta, napełnij ją 200 μl bulionu LB lub sterylnej wody destylowanej (kolumny 1, 2, 10, 11 i 12). Ten krok jest ważny, aby zapobiec nadmiernemu wysuszeniu podłoża w inkubatorze.

4. Inkubacja i ekstrakcja violaceiny

  1. Przykryj płytkę pokrywką lub folią uszczelniającą (zgodnie z tabelą materiałów), aby zapobiec parowaniu, w zależności od zastosowanego spektrofotometru.
  2. Inkubować płytkę w temperaturze 30 °C z mieszaniem przy 130 obr./min przez 24 godziny. Następnie wyjąć płytkę z inkubatora, umieścić ją w inkubatorze suszącym w temperaturze 60 °C, zdjąć pokrywkę i pozostawić płytkę do całkowitego wyschnięcia (około 8 godzin).
  3. Po wyschnięciu płytki wyjmij ją z inkubatora i dodaj 200 μl czystego DMSO do każdej studzienki, a następnie przykryj. Umieścić płytkę w inkubatorze w temperaturze 25°C, wytrząsając z prędkością 130 obr./min przez 30 minut, aby rozpuścić pigment violaceiny.
  4. Po tym czasie wyjąć płytkę z inkubatora i przenieść 100 μl na inną mikropłytkę, unikając kontaktu między końcówką a ściankami studzienki.

5. Kwantyfikacja produkcji violaceiny

  1. Określić ilościowo wielkość produkcji violaceiny, mierząc absorbancję przy długości fali 595 nm za pomocą odpowiedniego spektrofotometru płytkowego (tabela materiałów). Hamowanie pigmentu violaceiny jest proporcjonalne do niższych odczytów absorbancji.
  2. Określić ilościowo produkcję violaceiny, stosując kontrolę ujemną (kontrola niepoddana działaniu substancji) jako odniesienie dla 100% produkcji violaceiny (Tabela 1). Po pierwsze, należy odjąć wartość absorbancji ślepej próby od każdej powtórzonej próby, aby uzyskać absorbancję odpowiadającą wyłącznie pigmentowi violaceiny (z wyłączeniem interferencji spowodowanej bulionem lub barwnikiem złożonym). Następnie oblicz procentową produkcję violaceiny dla każdego zabiegu, korzystając z następującego równania.
    % produkcja violaceiny = (OD związku bioaktywnego / OD kontroli niepoddanej działaniu środka) x 100
  3. Obliczyć analizy statystyczne w trzech powtórzeniach. Wyniki można przesłać do ANOVA, a następnie wykonać test Tukeya za pomocą oprogramowania GraphPad Prism 8.0. Wartość p <0,05 uznano za istotną statystycznie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do przedstawionych tutaj wyników wykorzystano trzy związki bioaktywne badane wcześniej przez naszą grupę badawczą8: resweratrol, farnezol i linalol. Każdy związek został przetestowany pod kątem jego zdolności do hamowania produkcji violaceiny w C. violaceum ATCC 12472, fenotypie regulowanym przez system QS nad operonem vioABCDE 23.

Wyniki potwierdzają skuteczność naszego protokołu w ilościowym określaniu produkcji violaceiny i j...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwsza metoda ekstrakcji i charakterystyki violaceiny z C. violaceum pojawiła się w latach 90. XX wieku, koncentrując się na identyfikacji odpowiednich źródeł węgla do syntezy pigmentu. W tym procesie violaceina - wraz z komórkami i pożywką hodowlaną - została wysuszona, ponownie zawieszona w etanolu, a następnie oddzielona przez ekstrakcję supernatantem. Wiolaceina, teraz rozpuszczona w etanolu, została następnie ponownie wysuszona, dając czystą, suchą formę pigmentu27. W 1998 r. proto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Krajowej Radzie ds. Rozwoju Naukowego (CNPQ) poprzez granty #403661/2023-4 i #444794/2024-7 oraz stypendium #306685/2022-1, a także Fundacji Badawczej Sao Paulo (FAPESP) za granty #2024/05158-6 i 2023/17090-4 oraz wsparcie finansowe dla Centrum Badań nad Żywnością (FoRC) #2013/07914-8.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
DMSO Synth
FarnezolSigma-AldrichZobacz materiał F20395%
LinaloolSigma-AldrichZobacz materiał L260297%
Luria-Bertani MediumFirma Difco244620
Optyczna folia samoprzylepnaRybak termiczny4311971Wzmacniacz MicroAmp
ResweratrolSigma-AldrichCzynnik R5010≥ 99% (HPLC)
Czytnik wielomodowy Synergy HTXBiotek
Płytki do hodowli tkankowych 96 dołkówKasvi powiedział:Zobacz materiał K12-096

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mukherjee, S., Bassler, B. L. Bacterial quorum sensing in complex and dynamically changing environments. Nat Rev Microbiol. 17 (6), 371(2019).
  2. Lima, E. M. F., Winans, S. C., Pinto, U. M. Quorum sensing interference by phenolic compounds - A matter of bacterial misunderstanding. Heliyon. 9 (7), (2023).
  3. Papenfort, K., Bassler, B. L. Quorum sensing signal-response systems in Gram-negative bacteria. Nat Rev Microbiol. 14 (9), 576-588 (2016).
  4. Grandclément, C., Tannières, M., Moréra, S., Dessaux, Y., Faure, D. Quorum quenching: role in nature and applied developments. FEMS Microbiol Rev. 40 (1), 86-116 (2016).
  5. Lima, E. M. F., de Almeida, F. A., Sircili, M. P., Bueris, V., Pinto, U. M. N-acetylcysteine (NAC) attenuates quorum sensing regulated phenotypes in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Heliyon. 9 (3), (2023).
  6. Allen, R. C., Popat, R., Diggle, S. P., Brown, S. P. Targeting virulence: can we make evolution-proof drugs. Nat Rev Microbiol. 12 (4), 300-308 (2014).
  7. Kalia, V. C., Patel, S. K. S., Kang, Y. C., Lee, J. K. Quorum sensing inhibitors as antipathogens: biotechnological applications. Biotechnol Adv. 37 (1), 68-90 (2019).
  8. Santos, C. A., Lima, E. M. F., Franco, B. D. G. deM., Pinto, U. M. Exploring phenolic compounds as quorum sensing inhibitors in foodborne bacteria. Front Microbiol. 12, 735931(2021).
  9. Ahmed, S. A. K. S., et al. Natural quorum sensing inhibitors effectively downregulate gene expression of Pseudomonas aeruginosa virulence factors. Appl Microbiol Biotechnol. 103 (8), 3521-3535 (2019).
  10. Yang, Q., Defoirdt, T. Weak selection for resistance to quorum sensing inhibition during multiple host infection cycles. ISME J. 18 (1), 251(2024).
  11. Defoirdt, T. Specific antivirulence activity, A new concept for reliable screening of virulence inhibitors. Trends Biotechnol. 34 (7), (2016).
  12. Defoirdt, T. Quorum-sensing systems as targets for antivirulence therapy. Trends Microbiol. 26 (4), 313-328 (2018).
  13. Mahendrarajan, V., Easwaran, N. Quorum quenching effects of linoleic and stearic acids on outer membrane vesicle-mediated virulence in Chromobacterium violaceum. Biofouling. , 1-11 (2024).
  14. Durán, N., et al. Advances in Chromobacterium violaceum and properties of violacein-Its main secondary metabolite: A review. Biotechnol Adv. 34 (5), 1030-1045 (2016).
  15. Nazir, N., et al. Characterization of phenolic compounds in two novel lines of Pisum sativum L. along with their in vitro antioxidant potential. Env Sci Pollut Res Int. 27 (7), 7639(2020).
  16. Majdura, J., Jankiewicz, U., Gałązka, A., Orzechowski, S. The role of quorum sensing molecules in bacterial-plant interactions. Metabolites. 13 (1), (2023).
  17. Çevikbaş, H., Ulusoy, S., Kaya Kinaytürk,, N, Exploring rose absolute and phenylethyl alcohol as novel quorum sensing inhibitors in Pseudomonas aeruginosa and Chromobacterium violaceum. Sci Rep. 14 (1), 15666(2024).
  18. Choi, S. Y., Lim, S., Yoon, K. H., Lee, J. I., Mitchell, R. J. Biotechnological activities and applications of bacterial pigments violacein and prodigiosin. J Biol Eng. 15 (1), (2021).
  19. Moradi, F., Hadi, N., Bazargani, A. Evaluation of quorum-sensing inhibitory effects of extracts of three traditional medicine plants with known antibacterial properties. New Microb New Infect. 38 (100769), 100769(2020).
  20. Wiegand, I., Hilpert, K., Hancock, R. E. Agar and broth dilution methods to determine the minimal inhibitory concentration (MIC) of antimicrobial substances. Nat Protoc. 3 (2), 163-175 (2008).
  21. Scardino, A., et al. Cinnamaldehyde effectively disrupts Desulfovibrio vulgaris biofilms: potential implication to mitigate microbiologically influenced corrosion. Appl Env Microbiol. 91 (5), (2025).
  22. Summer, K., Browne, J., Hollanders, M., Benkendorff, K. Out of control: The need for standardised solvent approaches and data reporting in antibiofilm assays incorporating dimethyl-sulfoxide (DMSO). Biofilm. 4, 100081(2022).
  23. Ravichandran, V., et al. Virtual screening and biomolecular interactions of CviR-based quorum sensing inhibitors against Chromobacterium violaceum. Front Cell Infect Microbiol. 8, (2018).
  24. Lima, E. M. F., de Almeida, F. A., Pinto, U. M. Exploring the antivirulence potential of phenolic compounds to inhibit quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa. World J Microbiol Biotechnol. 41 (2), (2025).
  25. Blosser, R. S., Gray, K. M. Extraction of violacein from Chromobacterium violaceum provides a new quantitative bioassay for N-acyl homoserine lactone autoinducers. J Microbiol Methods. 40 (1), 47-55 (2000).
  26. Zhu, H., He, C. C., Chu, Q. H. Inhibition of quorum sensing in Chromobacterium violaceum by pigments extracted from Auricularia auricular. Lett Appl Microbiol. 52 (3), 269-274 (2011).
  27. Durán, N., Antonio, R. V., Haun, M., Pilli, R. A. Biosynthesis of a trypanocide by Chromobacterium violaceum. World J Microbiol Biotechnol. 10 (6), 686(1994).
  28. Rettori, D., Production Durán, N. extraction and purification of violacein: an antibiotic pigment produced by Chromobacterium violaceum. World J Microbiol Biotechnol. 14 (5), 685(1998).
  29. Cheng, K. -C., Hsiao, H. -C., Hou, Y. -C., Hsieh, C. -W., Hsu, H. -Y., Chen, H. -Y., Lin, S. -P. Improvement in violacein production by utilizing formic acid to induce quorum sensing in Chromobacterium violaceum. Antiox. 11 (5), 849(2022).
  30. Defoirdt, T., Brackman, G., Coenye, T. Quorum sensing inhibitors: how strong is the evidence. Trends Microbiol. 21 (12), 619-624 (2013).
  31. Alyousef, A. A., et al. Myrtus communis and its bioactive phytoconstituent, linalool, interferes with Quorum sensing regulated virulence functions and biofilm of uropathogenic bacteria: In vitro and in silico insights. J King Saud Univ Sci. 33 (7), 101588(2021).
  32. Kanekar, S., Devasya, R. P. Growth-phase specific regulation of cviI/R based quorum sensing associated virulence factors in Chromobacterium violaceum by linalool, a monoterpenoid. World J Microbiol Biotechnol. 38 (2), (2022).
  33. Dias, J. P., Domingues, F. C., Ferreira, S. Linalool reduces virulence and tolerance to adverse conditions of listeria monocytogenes. Antibiotics. 13 (6), 474(2024).
  34. Rodrigues, C. F., Černáková, L. Farnesol and tyrosol: Secondary metabolites with a crucial quorum-sensing role in Candida biofilm development. Genes. 11 (4), (2020).
  35. Hacioglu, M., Yilmaz, F. N., Yetke, H. I., Haciosmanoglu-Aldogan, E. Synergistic effects of quorum-sensing molecules and antimicrobials against Candida albicans and Pseudomonas aeruginosa biofilms: in vitro and in vivo studies. J Antimicrob Chemother. 79 (11), 2828(2024).
  36. Bhattacharyya, S., Agrawal, A., Knabe, C. Sol-gel silica controlled release thin films for the inhibition of methicillin resistant Staphylococcus aureus. Biomater. 35, 509-517 (2014).
  37. Qu, Y., Zou, Y., Wang, G., Zhang, Y., Yu, Q. Disruption of communication: Recent advances in antibiofilm materials with anti-quorum sensing properties. ACS Appl Mater Interfaces. 16 (11), 13353-13383 (2024).
  38. Li, B., et al. Effects of Rhapontigenin as a Novel Quorum-Sensing Inhibitor on Exoenzymes and Biofilm Formation of Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum and Its Application in Vegetables. Molecules. 27 (24), (2022).
  39. Mattio, L. M., Catinella, G., Pinto, A., Dallavalle, S. Natural and nature-inspired stilbenoids as antiviral agents. Eur J Med Chem. 202 (112541), 112541(2020).
  40. Duarte, A., Alves, A. C., Ferreira, S., Silva, F., Domingues, F. C. Resveratrol inclusion complexes: Antibacterial and anti-biofilm activity against Campylobacter spp. and Arcobacter butzleri. Food Res Int. 77, 244-250 (2015).
  41. Martinelli, D., Grossmann, G., Séquin, U., Brandl, H., Bachofen, R. Effects of natural and chemically synthesized furanones on quorum sensing in Chromobacterium violaceum. BMC Microbiol. 4 (1), (2004).
  42. Tan, L. Y., Yin, W. F., Piper Chan, K. G. nigrum, Piper betle and Gnetum gnemon-natural food sources with anti-quorum sensing properties. Sensors. 13 (3), 3975-3985 (2013).
  43. Tan, L. Y., Yin, W. F., Chan, K. G. Silencing quorum sensing through extracts of Melicope lunu-ankenda. Sensors. 12 (4), 4339-4351 (2012).
  44. Oliveira, B. D., et al. Antioxidant, antimicrobial and anti-quorum sensing activities of Rubus rosaefolius phenolic extract. Ind Crops Prod. 84, 59-66 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Quorum sensingilo ciowe oznaczenie wiolaceinyhamowanie quorum sensingrozcie czenia seryjnetest w mikrop ytceg sto optycznaoporno na antybiotykiczynniki wirulencji

Powiązane artykuły