Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo ) Mikroskopia konfokalna: standardowa procedura operacyjna do wykrywania roztoczy nużeńca na brzegu powieki

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68534

⸱

3 lipca 2025

 ,  , 
1National Clinical Research Center for Ocular Diseases, Eye Hospital, Wenzhou Medical University, 2Eye Hospital of Wenzhou Medical University at Hangzhou

W tym artykule

Podsumowanie

Mikroskopia konfokalna in vivo jest obiecującą techniką obrazowania o wysokiej rozdzielczości. Przedstawiamy następującą procedurę dla klinicystów w celu wykrycia nużeńca na brzegu powieki in vivo.

Streszczenie

Inwazja roztoczy Demodex może powodować zapalenie brzegu powieki, a zapalenie powiek Demodex może w przypadkach klinicznych powodować szereg chorób oczu. Wielu lekarzy diagnozuje porażenie oczu roztoczami nużeńca poprzez depilację rzęs i obserwację rzęs pod mikroskopem świetlnym in vitro. Jednak obecność resztek roztoczy po usunięciu rzęs i ból związany z zabiegiem są ograniczeniami standardowej opieki klinicznej.

Mikroskopia konfokalna in vivo (IVCM) to nieinwazyjna technika obrazowania, która pozwala klinicystom na szczegółową obserwację roztoczy Demodex na brzegu powieki bez depilacji. Technika ta umożliwia bezbolesną analizę, którą można wykonać w <30 min. Pomimo coraz większej uwagi poświęcanej temu badaniu, może być ono niedostępne dla wielu okulistów bez dużego doświadczenia. W artykule przedstawiono standardową procedurę operacyjną wizualizacji roztoczy Demodex na brzegu powieki za pomocą IVCM w celu promowania szerszego zastosowania tej metody w pracy klinicznej.

Wprowadzenie

Zapalenie powiek jest jedną z najczęściej spotykanych diagnoz okulistycznych w praktyce klinicznej. Dowody sugerują istotny związek między obecnością roztoczy Demodex a zapaleniem powiek1. Zarażenie roztoczy wiąże się zarówno z bezpośrednimi uszkodzeniami spowodowanymi przez Demodex2, jak i z reakcjami immunologicznymi wywołanymi przez jego wydzieliny, które mogą działać jako wektor dla bakterii i potencjalnie przyczyniać się do rozwoju zapalenia powiek3. Demodex blepharitis(DB) powoduje szereg niezadowalających zdarzeń, w tym uszkodzenie rogówki i powierzchni oka1, które negatywnie wpływają na jakość życia pacjenta 4,5.

Demodex to pasożytniczy roztocz, który zamieszkuje mieszki włosowe i gruczoły łojowe, a także obszary w ich pobliżu6. Wykrycie nużeńca w mieszkach rzęs lub wokół nich może pomóc w diagnozie DB7. Rozpoznanie kliniczne DB obejmuje depilację rzęs i obserwację Demodex pod mikroskopem świetlnym. Uznaje się jednak, że wiele roztoczy znajdujących się głęboko w mieszku włosowym może pozostać w otworze po usunięciu rzęs 8,9,10, co może prowadzić do niedoszacowania liczby roztoczy. Mikroskopia konfokalna in vivo (IVCM), nieinwazyjne narzędzie do obrazowania w okulistyce, oferuje alternatywne podejście do wizualizacji nużeńca w mieszkach rzęs lub wokół mieszków rzęs in vivo11. Technika ta zapewnia wgląd w mikrostruktury powierzchni oka i powiek z rozdzielczością podobną do histologicznej11. Roztocza można zidentyfikować wizualnie na podstawie ich charakterystycznej morfologii i ruchliwości. Jednak IVCM może stanowić wyzwanie techniczne dla okulistów, którzy nie mają dużego doświadczenia z tą metodą obrazowania12.

Aby ułatwić zastosowanie IVCM w rutynowych zastosowaniach klinicznych, w tym w diagnostyce różnicowej i obserwacji zdrowych powiek, a także DB, proponujemy standardową procedurę operacyjną (SOP) do obserwacji roztoczy Demodex na brzegu powieki. Protokół ten zapewnia klinicystom systematyczne podejście do wykrywania roztoczy in vivo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół koncentruje się na standardowej procedurze operacyjnej (SOP) stosowanej do obserwacji Demodex na brzegu powieki przy użyciu IVCM (Rycina 1). Badanie to zostało zatwierdzone przez Komisję Bioetyczną (IRB) Szpitala Okulistycznego Uniwersytetu Medycznego w Wenzhou (zatwierdzenie IRB nr H2023-022-K-20), a wymóg uzyskania indywidualnej zgody na tę analizę retrospektywną został zniesiony ze względu na retrospektywny charakter badania. Procedury opisane w niniejszym dokumencie odnoszą się do opisów zgłoszonych wcześniej11,13,14,15,16.

Układ do skanowania siatkówki, Heidelberg HRT3; urządzenie obrazujące do analizy i diagnostyki oka.
Rysunek 1: Urządzenie do tomografii. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

1. Przygotowanie urządzenia i programu

  1. Włącz komputer.
    1. Po pojawieniu się pulpitu przełącz przełącznik sieciowy z tyłu urządzenia z pozycji O na I. Przed rozpoczęciem jakichkolwiek badań upewnij się, że zielone podświetlenie przełącznika sygnalizuje zasilanie urządzenia.
      UWAGA: Włączenie urządzenia przed uruchomieniem komputera może spowodować błąd łączności.
    2. Uruchom oprogramowanie i skonfiguruj ustawienia programu przed badaniem. W menu Setup wybierz Options (Supplemental File 1: Supplemental Figure S1); następnie zaznacz pole Show image numbers, aby wyświetlać numer każdego obrazu. Dodatkowo zaznacz pole Show information on exit, aby zapobiec niezamierzonemu zamknięciu oprogramowania.
      UWAGA: Wyświetlanie miniatur obrazów jako dużych ikon ułatwia bezpośrednią obserwację wyników. Nie zmieniaj ustawień zbyt często.
  2. Przygotowania przed badaniem
    1. Wyczyść soczewkę za pomocą chusteczek do czyszczenia optyki. Zdezynfekuj zagłówek i podbrodek za pomocą nasączonych alkoholem wacików bawełnianych, aby zapobiec infekcjom wywołanym przez patogeny przenoszone przez zabrudzone części urządzenia.
    2. Wyreguluj podbrodek. Upewnij się, że pozioma pozycja podbrodka jest prawidłowa: naciśnij jednocześnie dwie czarne dźwignie i wysuń podbrodek do przodu, aż zostanie zablokowany.
    3. Przesuń kamerę do tyłu. Obróć śrubę regulacyjną, aby upewnić się, że kamera jest oddalona od pacjenta przed rozpoczęciem badania.
    4. Na przednią powierzchnię soczewki mikroskopu urządzenia nanieś kroplę (około 0,02 mL) żelu okulistycznego na bazie karbomeru jako żel kontaktowy.
      UWAGA: Upewnij się, że żel kontaktowy nie zawiera pęcherzyków powietrza i że użyto go w niewielkiej ilości. Zbyt duża ilość żelu kontaktowego naniesiona na przednią powierzchnię soczewki mikroskopu może wpłynąć do obiektywu i przykleić się do komponentów mechanicznych, co może doprowadzić do uszkodzenia urządzenia.
    5. Wyjmij sterylną, jednorazową nakładkę z polimetakrylanu metylu (PMMA) z opakowania ochronnego i mocno dociśnij boki nakładki do soczewki mikroskopu urządzenia, nie dotykając przedniej powierzchni nakładki (Figure 2).
      UWAGA: Aby prawidłowo dopasować nakładkę PMMA, upewnij się, że żel kontaktowy styka się z tylną powierzchnią nakładki bez pęcherzyków powietrza. Nakładki przechowuje się w dedykowanym pojemniku, aby zapobiec uszkodzeniu sterylnego opakowania. Nie używaj nakładek z uszkodzonym opakowaniem, ponieważ mogą one nieść ryzyko infekcji podczas badania.
    6. Na przednią powierzchnię nakładki nanieś jedną kroplę żelu zastępczego łez, aby stworzyć mostek żelowy między nakładką a powieką (Figure 2).
      UWAGA: Aby uniknąć pomyłki między żelami, w obu przypadkach stosujemy ten sam żel okulistyczny na bazie karbomeru: jako substytut łez oraz jako środek między soczewką mikroskopu a nakładką.
    7. Utwórz nowy plik pacjenta lub wybierz istniejący plik pacjenta.

Układ spektroskopowy, zbliżenie elementu optycznego do analizy wzbudzenia i emisji w laboratorium eksperymentalnym.
Rysunek 2: Prawidłowe dopasowanie nakrętki z PMMA i aplikacja żelu. Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

2. Przygotowanie pacjenta

UWAGA: Nie należy przeprowadzać tego badania, jeśli integralność rogówki budzi wątpliwości.

  1. Aby uzyskać współpracę pacjenta i zminimalizować potencjalne ryzyko, wyjaśnij pacjentowi następujące kwestie:
    1. Zapewnij pacjenta, że badanie z użyciem urządzenia jest bezpieczne, mimo że dotyka ono powieki. Poinformuj pacjenta, że oko zostanie znieczulone kroplą miejscowego środka znieczulającego podanego na brzegu powieki.
    2. Przed rozpoczęciem badania poproś pacjenta, aby oparł podbródek o podpierkę oraz czoło o ogranicznik czołowy i utrzymywał taką pozycję przez cały czas trwania procedury w celu uzyskania najwyższej jakości obrazu.
    3. Poinformuj pacjenta, że urządzenie zostanie przesunięte blisko powieki, aż nakładka z PMMA dotknie jej powierzchni. Zapewnij go, że podczas kontaktu urządzenia z powieką nie odczuje żadnego bólu, choć będzie wyczuwalny dotyk nakładki z PMMA. Poproś, aby niezwłocznie powiadomił klinicystę, jeśli poczuje jakikolwiek ból podczas badania.
    4. Poinformuj pacjenta, że musi utrzymać wzrok w jednej pozycji podczas wykonywania przez klinicystę obrazów brzegu powieki w celu obserwacji Demodex. Poproś pacjenta o zgłoszenie ewentualnego zmęczenia; w takim przypadku będzie mógł odchylić się i odpocząć przez chwilę przed kontynuacją badania. Pacjent zostanie poinformowany o zakończeniu badania.
  2. Postępuj zgodnie z instrukcjami na opakowaniu miejscowego środka znieczulającego i/lub żelu do oczu, aby uniknąć przeciwwskazań do stosowania leku. Zapytaj pacjenta o ewentualne alergie, aby potwierdzić, że nie stanowią one przeciwwskazań do zastosowania miejscowego środka znieczulającego i/lub żelu do oczu.
    UWAGA: Reakcje alergiczne na miejscowy środek znieczulający i/lub żel do oczu mogą wystąpić w wyniku niezidentyfikowanych wcześniej alergii.
  3. Nanieś kroplę hydrochloroidu proparakainy, miejscowego środka znieczulającego, na brzeg badanej powieki.
    UWAGA: W przypadku wystąpienia reakcji alergicznej natychmiast przepłucz oko solą fizjologiczną.

3. Przeprowadzenie badania

  1. Najpierw należy zbadać prawe oko. Przesuń kamerę skanującą w lewo z perspektywy operatora. OD (gęstość optyczna) zostaną wybrane automatycznie w Ustawienia przekrój wykonany zgodnie z rozpoznawaniem strony prawej i lewej przez kamerę.
  2. Przesuń kamerę CCD w lewo. Obróć obiektyw kamery CCD, aby ustawić obraz z kamery CCD (obraz kontrolny) prostopadle do osi optycznej kamery lasera skanującego.
  3. Rozpocznij nowe badanie.
    1. Obserwuj Dane z badania okno dialogowe a w Dane badawcze zakładka, wybierz Heidelberg Retina Tomograph-Cornea z Urządzenie lista rozwijana (Plik uzupełniający 1: Rycina uzupełniająca S2), a następnie obserwować Ustawienia modułu rogówki pojawiające się okno dialogowe.
    2. Wybierz Pole widzenia 400 z Soczewka polowa lista rozwijana i kliknięcie Proszę dostarczyć tekst źródłowy do tłumaczenia. aby potwierdzić (Plik uzupełniający 1: Rycina uzupełniająca S3).
    3. Odczekać do momentu, gdy okno akwizycji otwiera się; wyświetlany jest obraz na żywo z kamery skaningowej z laserem oraz obraz kontrolny. Jeśli obraz kontrolny nie jest wyświetlany, należy upewnić się, że kabel kamery CCD jest prawidłowo podłączony do kamery CCD, a następnie ponownie uruchomić okno akwizycji.
  4. Ustaw czynniki w okno akwizycji (Plik uzupełniający 1: Rycina uzupełniająca S4): wybierz 1x z Współczynnik powiększenia CCD lista rozwijana do ustawienia rozmiaru obrazu kontrolnego. Sprawdź Automatyczna jasność pudełko i Auto pole wyboru służące do automatycznej kontroli jasności obrazów na żywo i kontrolnych. Jeśli jednak automatyczna kontrola jasności jest dezaktywowana, należy użyć suwaka do regulacji jasności obrazów kontrolnych i na żywo. Należy sprawdzić, czy typ skanowania Sekcja zostało tak skonfigurowane, aby przy każdym naciśnięciu przełącznika nożnego rejestrowany i zapisywany był pojedynczy obraz.
  5. Należy pozyskać obraz referencyjny.
    1. Przed rozpoczęciem akwizycji należy wyłączyć automatyczną kontrolę jasności i przesunąć suwak w lewo, aby dostosować jasność obrazu. Za pomocą pinu regulacyjnego należy ustawić płaszczyznę ogniskowania tak, aby w obrazie na żywo z kamery lasera skanującego, po początkowym ściemnieniu, pojawiło się jasne odbicie, co wskazuje na powierzchnię przednią nakładki z PMMA.
      UWAGA: Mikroskop umożliwia 10 µm regulacje ogniskowe.
    2. Kliknij Resetuj w Położenie ostrości [µm] przekrój i odczekaj do Pozycja ostrości [µm] wartość docelowa 0; bieżący obraz uznaje się za obraz referencyjny. Wyłączyć Automatyczny reset, a następnie sprawdzić Automatyczna jasność pudełko; jasność obrazu na żywo będzie regulowana automatycznie.
    3. Jeśli zamiast wartości wyświetlane są linie przerywane w Położenie ogniskowe [µm] sekcji, a jeśli wyświetlane wartości nie zmieniają się mimo regulacji płaszczyzny ogniskowania, należy upewnić się, że kabel obiektywu mikroskopu jest prawidłowo podłączony.
      UWAGA: Pozycja ostrzenia [µm] dla pachymetrii wyświetla pozycję płaszczyzny ogniskowej aktualnie prezentowanego obrazu w mikrometrach. W przypadku późniejszego przesunięcia płaszczyzny ogniskowej, rzeczywiste położenie płaszczyzny ogniskowej jest obliczane względem pozycji obrazu referencyjnego.
  6. Podnieś lub obniż wysokość stołu badawczego, aby dostosować go do pacjenta. Poproś pacjenta o oparcie podbródka na podściągu dla podbródka oraz czoła o podparcie dla czoła (Rycina 3A,B). Dostosuj wysokość podparcia brody za pomocą odpowiedniej czarnej śruby regulacyjnej urządzenia, tak aby górne powieki pacjenta znajdowały się na wysokości czerwonych oznaczeń na kolumnie wspornika głowy.
  7. Poproś pacjenta, aby spojrzał w dół, przed stałym źródłem światła wskaźnika, i utrzymał wzrok w jednej pozycji (Rycina 3A,B).
    UWAGA: Ruchy gałki ocznej podczas pozyskiwania obrazu mogą skutkować niską jakością obrazu oraz uszkodzeniem powierzchni oka.
  8. Za pomocą patyczka higienicznego odchyl górną powiekę, w pełni odsłaniając nasadę rzęs i brzeg powiekowy. Ustaw odbicie wiązki lasera na poziomie górnej powieki pacjenta, obracając śrubę regulacyjną urządzenia. Powoli przemieszczaj kamerę skanującego lasera w kierunku brzegu górnej powieki pacjenta, aż delikatnie dotknie ona pionowo środka nakładki z PMMA (Rycina 3C). Jeśli pacjent zgłosi dyskomfort, należy przerwać procedurę i sprawdzić ustawienie nasadki z PMMA.
    UWAGA: Nie należy wywierać zbyt dużego nacisku na powiekę pacjenta. Kontakt nakładki PMMA z powieką pacjenta w wyniku niewystarczającej warstwy żelu, ruchów oka i głowy pacjenta a także/lub zbyt gwałtownego ruchu kamery przez operatora może doprowadzić do uszkodzenia powierzchni oka i powieki.
  9. Przeskanuj uważnie nasadę rzęs od strony skroniowej w kierunku strony nosowej brzegu powieki, wykonując minimalne poziome ruchy brzegu powiekowego, co pozwoli na ocenę rzęs i ich mieszków. Skanuj i przejmuj obrazy, obracając obiektyw mikroskopu urządzenia zgodnie lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara; stopniowo modyfikuj płaszczyznę ogniskowania, aby zaobserwować cały mieszek i nasadę rzęsy, a następnie zanotuj różne głębokości widoczne w obrazie na żywo z kamery laserowego skanera. Przejmij obrazy, skanując od sześciu do dziesięciu mieszków rzęs w każdym oku, tak aby próbkowanie obejmowało obszary skroniowy, środkowy i nosowy brzegu powieki.
    UWAGA: Jeśli w obrazie na żywo z kamery skaningowego laseru widoczny jest niewielki odblask, który nie znika przy zmianie pozycji płaszczyzny ogniskowania, może to wskazywać na obecność pęcherzyków powietrza w żelu kontaktowym. Aby rozwiązać ten problem, należy nałożyć nową warstwę żelu kontaktowego.
  10. Zapisz obrazy ręcznie i zarejestruj wszystkie obrazy z podejrzeniem występowania Demodex roztocza, naciskając pedał nożny. Włącz dźwiękową informację zwrotną pedału, aby zweryfikować prawidłowe pozyskanie obrazu. Jeśli w obrazie na żywo z kamery skaningowego lasera nie wyświetlają się struktury powieki, a widoczne są jedynie silnie odblaskowe warstwy brzeżne, może to oznaczać przerwanie kontaktu między nakładką z PMMA a brzegiem powieki pacjenta. Aby rozwiązać ten problem, ponownie ustaw kamerę, aż nakładka z PMMA prawidłowo dotknie brzegu powieki pacjenta.
  11. Jeśli obraz na żywo jest rozmyty, zniekształcony lub nie wyświetla struktury mieszka włosowego, problemy te mogą wskazywać na to, że pacjent porusza głową lub mruga. Przypomnij pacjentowi, aby skupił wzrok na świetle fiksacyjnym w celu zminimalizowania ruchów. Jeśli to możliwe, dostosuj jasność, płaszczyznę ogniskowania i pozycję skanowania, aby poprawić jakość obrazu.
  12. Jeśli kamera skanującego lasera wymaga regulacji lub pacjent odczuwa zmęczenie bądź jakikolwiek ból, należy poprosić pacjenta o odchylenie się do tyłu, przesunąć kamerę skanującego lasera do tyłu i ponownie ją wyregulować. Jeżeli podczas badania pacjent nadal odczuwa dyskomfort i nie wykazuje oznak ustąpienia objawów po odpoczynku, należy przerwać i przełożyć procedurę, aby zapewnić bezpieczeństwo pacjenta.
  13. Jeśli pacjent jest badany kilka razy w ciągu dnia, należy przechowywać wszystkie obrazy w tej samej karcie badania w oknie przeglądania obrazów.
  14. Zbadaj lewe oko, przesuń kamerę w prawo z punktu widzenia operatora i poczekaj na UKŁAD OPERACYJNY do automatycznego wyboru. Zdejmij pokrywkę z PMMA z urządzenia, nałóż nową pokrywkę z PMMA na soczewkę mikroskopu urządzenia i powtórz poprzednie kroki.

Badanie okulistyczne z użyciem lampy szczelinowej; inspekcja oka, ocena soczewki, test stanu zdrowia oka.
Rysunek 3: Pozycjonowanie pacjenta. (A,B) Pacjent zostaje ustawiony w odpowiedniej pozycji. (C) Kaptur jest regulowany tak, aby dotykał powieki. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Po badaniu

  1. Zakończ badanie; upewnij się, że obrazy mieszków rzęs zostały zapisane i że nabyte obrazy są wyświetlane w oknie przeglądania obrazów. W przeciwnym razie możliwe, że akwizycja obrazów nie powiodła się lub dane nie zostały zapisane. W pierwszej kolejności wyklucz potencjalne usterki sprzętu, takie jak problemy z połączeniem oprogramowania lub awaria pedału. Po usunięciu problemów wyjaśnij sytuację pacjentowi i powtórz badanie.
  2. Poproś pacjenta, aby po badaniu nie pocierał oczu, dopóki nie ustąpi działanie znieczulenia miejscowego.
  3. Zdejmij nasadkę PMMA z urządzenia.
  4. Oczyść obiektyw mikroskopu za pomocą ściereczek do czyszczenia soczewek.
  5. W dialogu Options wybierz opcję Sort by acquisition time (fast) i przejrzyj nabyte obrazy mieszków rzęs wyświetlane kolejno od strony skroniowej do nosowej (Supplemental File 1: Supplemental Figure S5) – jest to kolejność skanowania korzeni rzęs wzdłuż brzegu powieki. Przejrzyj wszystkie obrazy, wybierz obrazy wysokiej jakości do analizy (Figure 4) i usuń obrazy niskiej jakości. Poproś obserwatora o ocenę obecności roztoczy na obrazach i zapisz całkowitą liczbę mieszków rzęs z roztoczami Demodex dla każdego oka.
    UWAGA: Obrazy wysokiej jakości wykazują wyraźną morfologię roztocza, a zobrazowana część roztocza powinna być jak największa, idealnie powyżej 100 µm. Jeśli obrazy wysokiej jakości nie są dostępne, wymagana jest niezależna ocena drugiego obserwatora. Jeśli wyniki dwóch obserwatorów są niespójne, trzeci obserwator musi rozstrzygnąć rozbieżność i ustalić ostateczny wynik do zamieszczenia w raporcie.
  6. Utwórz raporty, umieszczając obrazy wysokiej jakości od strony skroniowej do nosowej w podświetlaczu do raportu. Z szablonów raportów i formatów liczenia roztoczy (patrz Supplemental File 2) wybierz odpowiedni szablon raportu do opisu wyników na podstawie ustaleń z badania.

Struktura mieszka włosowego pod mikroskopem; analiza szczegółowa wzorca wzrostu, badania biologiczne.
Rysunek 4: Demodex wewnątrz mieszka rzęsy. (Obrazy: 400 µm x 400 µm). (A) Wewnątrz mieszka zaobserwowano trzy roztocza Demodex (żółta strzałka), a pojedyncza rzęsa została zaznaczona (biała strzałka). (B) Wewnątrz mieszka zaobserwowano pięć roztoczy Demodex (żółta strzałka), a pojedyncza rzęsa została zaznaczona (biała strzałka). Ponieważ roztocza mogą migrować na różne głębokości, obrazowanie w jednej płaszczyźnie ogniskowania może uchwycić fragmentaryczne części poszczególnych roztoczy, co prowadzi do niepełnej reprezentacji morfologicznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

5. Wyłączaj urządzenie każdego dnia po zakończeniu pracy

  1. Po zamknięciu wszystkich okien i dialogów należy zamknąć oprogramowanie.
  2. Wyłączyć komputer.
  3. Wyłączyć urządzenie, przełączając włącznik dwustabilny z tyłu urządzenia z pozycji I na O. Aby zapewnić optymalną wydajność systemu i bezpieczeństwo danych, należy najpierw zamknąć oprogramowanie, a dopiero potem wyłączyć urządzenie.
    UWAGA: Urządzenia nie powinno się pozostawiać włączonego przez zbyt długi czas, zwłaszcza dłużej niż przez pełną dobę.
  4. Regularnie konserwować zasilacz z podtrzymaniem napięcia (UPS) podłączony do sprzętu i upewnić się, że działa on prawidłowo, aby zapobiec utracie danych lub awarii urządzenia spowodowanej nagłymi przerwami w dostawie prądu.
  5. Regularnie wykonywać kopie zapasowe, na przykład korzystając z pamięci masowej NAS (Network-Attached Storage).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z opisaną powyżej standardową procedurą operacyjną (SOP), w 2024 roku zbadano pacjentów z podejrzeniem infestacji Demodex. Dodatkowo porównano dane z 2023 roku, kiedy SOP ta nie była jeszcze stosowana. Jak pokazano na Rysunku 5, liczba pacjentów, u których w 2024 roku przeprowadzono badanie IVCM w celu wykrycia Demodex, jest znacznie wyższa niż w roku poprzednim. Niniejsza SOP umożliwia badanie pacjentów w różnym wieku, od 4 do 92 lat.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ektopasożyt Demodex jest jednym z najczęstszych pasożytów u ludzi. Roztocza te żyją w mieszkach włosowych, gruczołach Meiboma (MG) i gruczołach łojowych i są przezroczyste, wydłużone i mierzą 0,15-0,4 mm długości17. IVCM wykonywany za pomocą urządzenia zapewnia obrazy w czasie rzeczywistym o wymiarach 400 μm x 400 μm z rozdzielczością poprzeczną 1 μm/piksel i powiększeniem 800x. Dzięki IVCM można uzyskać szczegółowe obrazy nużeńca w mieszkach rzęsowych; Można również monitorować ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Badania te były wspierane przez grant z Krajowego Administracyjnego Departamentu Nauki i Technologii Tradycyjnej Medycyny Chińskiej - Zhejiang Prowincjonalna Administracja Tradycyjnej Medycyny Chińskiej Współtworzenie Planu Nauki i Technologii (GZY-ZJ-KJ-23086). Mikroskopię konfokalną in vivo wykonano przy użyciu tomografu siatkówki Heidelberg Retina Tomograph III z dodatkiem modułu rogówki Rostock. Autorzy pragną wyrazić wdzięczność firmie Heidelberg Engineering GmbH, wszystkim uczestnikom i osobom pracującym nad tą standardową procedurą operacyjną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Żel okulistyczny na bazie karbomeru, Vidisic  Bausch and Lomb, Berlin, Niemcy8187195
Oprogramowanie Heidelberg Eye Explorer  Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, NiemcyWersja 1.3.3.0
Tomograf siatkówki III w Heidelbergu  Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, NiemcyPrzekaźnik HRT3-08398
Chlorowodorek proparakainyAlcon Laboratories, Fort Worth, Teksas, Stany Zjednoczone8387271
Czapka TomoCap  Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Niemcy18829Nasadka z PMMA

Bibliografia

  1. Cheng, A. M., Sheha, H., Tseng, S. C. Recent advances on ocular Demodex infestation. Curr Opin Ophthalmol. 26 (4), 295-300 (2015).
  2. Czepita, D., Kuźna-Grygiel, W., Czepita, M., Grobelny, A. Demodex folliculorum and Demodex brevis as a cause of chronic marginal blepharitis. Ann Acad Med Stetin. 53 (1), discussion 67 63-67 (2007).
  3. Clifford, C. W., Fulk, G. W. Association of diabetes, lash loss, and Staphylococcus aureus with infestation of eyelids by Demodex folliculorum (acari: Demodicidae). J Med Entomol. 27 (4), 467-470 (1990).
  4. O'Dell, L., et al. Psychosocial impact of Demodex blepharitis. Clin Ophthalmol. 16, 2979-2987 (2022).
  5. Yeu, E., Holdbrook, M. J., Baba, S. N., Gomes, P. J. Psychosocial impact of Demodex blepharitis. Invest Ophthalmol Vis Sci. 62 (8), 1261-1261 (2021).
  6. Wu, M., Wang, X., Han, J., Shao, T., Wang, Y. Evaluation of the ocular surface characteristics and Demodex infestation in paediatric and adult blepharokeratoconjunctivitis. BMC Ophthalmol. 19 (1), 67(2019).
  7. Zou, D., et al. Characteristics of bacterial community in eyelashes of patients with Demodex blepharitis. Parasit Vectors. 17 (1), 64(2024).
  8. Coston, T. O. Demodex folliculorum blepharitis. Trans Am Ophthalmol Soc. 65, 361-392 (1967).
  9. Mastrota, K. M. Method to identify Demodex in the eyelash follicle without epilation. Optom Vis Sci. 90 (6), e172-e174 (2013).
  10. Gao, Y. Y., et al. High prevalence of demodex in eyelashes with cylindrical dandruff. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (9), 3089-3094 (2005).
  11. Randon, M., et al. In vivo confocal microscopy as a novel and reliable tool for the diagnosis of Demodex eyelid infestation. Br J Ophthalmol. 99 (3), 336-341 (2015).
  12. Muntz, A., Purslow, C., Wolffsohn, J. S., Craig, J. P. Improved Demodex diagnosis in the clinical setting using a novel in situ technique. Cont Lens Anterior Eye. 43 (4), 345-349 (2020).
  13. Kojima, T., et al. In vivo evaluation of ocular demodicosis using laser scanning confocal microscopy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (1), 565-569 (2011).
  14. Tas, A. Y. Interobserver and intraobserver agreements of the detection of Demodex infestation by in vivo confocal microscopy. Beyoglu Eye J. 7 (3), 173-180 (2022).
  15. Wang, Y. -J., Ke, M., Chen, X. -M. Prospective study of the diagnostic accuracy of the in vivo laser scanning confocal microscopy for ocular demodicosis. Am J Ophthalmol. 203, 46-52 (2019).
  16. hrt3 rostock cornea module user manual v. 1.5 english. , Heidelberg Engineering GmbH. http://www.HeidelbergEngineering.com (2025).
  17. Lee, S. H., Chun, Y. S., Kim, J. H., Kim, E. S., Kim, J. C. The relationship between Demodex and ocular discomfort. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (6), 2906-2911 (2010).
  18. Sattler, E. C., et al. Noninvasive in vivo detection and quantification of Demodex mites by confocal laser scanning microscopy. Br J Dermatol. 167 (5), 1042-1047 (2012).
  19. Duncan, N., Sood, P., Khandelwal, S. Demodex blepharitis: Its role and treatment in ocular surface disease. Curr Ophthalmol Rep. 10 (4), 107-113 (2022).
  20. Luo, X., Li, J., Chen, C., Tseng, S., Liang, L. Ocular demodicosis as a potential cause of ocular surface inflammation. Cornea. 36 Suppl 1 (Suppl 1), S9-S14 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wykrywanie Demodexobrazowanie nieinwazyjnepierścień włosa rzęsyżel oftalmicznybrzeg powieki
In vivo (in vivo ) Mikroskopia konfokalna: standardowa procedura operacyjna do wykrywania roztoczy nużeńca na brzegu powieki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.