Method Article

Metodologia badania uczenia się i pamięci u młodych szczurów przy użyciu znieczulenia sewofluranem do oceny ekspresji p-CREB i c-fos w hipokampie

DOI:

10.3791/68591

⸱

September 19th, 2025

 ,  , 
1Department of Anesthesiology and SICU, Xinhua Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu zbadano, w jaki sposób sewofluran upośledza zachowanie pamięci i zmniejsza ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa poprzez szlak NMDAR / p-CREB / c-fos u młodych szczurów. Wyniki pokazują, że sewofluran powoduje deficyty pamięci krótkotrwałej i obniża markery plastyczności synaptycznej, a efekty są odwracalne po 3 dniach, niezależnie od częstotliwości dawkowania.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie zaburzeń poznawczych podczas rozwoju mózgu napotyka wyzwania związane z dynamiczną naturą rozwoju neurologicznego, ograniczeniami metodologicznymi i barierami kontekstowymi. W badaniu tym zbadano zintegrowane podejście metodologiczne do badania zaburzeń poznawczych w rozwijającym się mózgu spowodowanych przez sewofluran w oparciu o pamięć i ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa poprzez szlak sygnałowy NMDAR / p-CREB / c-fos u młodych szczurów. Sześćdziesiąt cztery 21-dniowe samce szczurów z SD (masa ciała <80 g) podzielono na pięć grup: normalne (n = 8), 60% O2 (n = 16), pozorowany trening (n = 8), sewofluran w pojedynczej dawce (n = 16) i sewofluran w wielokrotnej dawce (n = 16). Dwie grupy sewofluranu podzielono na ofiarowanie 1 dnia (grupy sev1a i sev1b) i 30 dni (grupy sev30a i sev30b) po treningu (n=8/podgrupa); Wszystkie inne szczury zostały uśmiercone 1 godzinę po treningu. Test labiryntu Y został wykorzystany do oceny uczenia się i zapamiętywania. Immunohistochemię wykorzystano do określenia liczby neuronów p-CREB- i c-fos-dodatnich w próbkach hipokampa. W porównaniu z grupą 60%O2 (zachowanie pamięci 86,33% ± 17,52%), pamięć szczurów w grupach sev1a i sev1b wykazała znaczny spadek (sev1a: 44,29% ± 11,26%; sev1b: 62,42% ± 7,27%; wszystkie P<0,05), podczas gdy grupy sev1b i sev30b nie wykazały istotnych różnic (sev30a: 84,41% ± 14,15%; sev30b: 85,21% ± 11,61%; wszystkie P>0,05). W porównaniu z grupą 60%O2 (c-fos: 92,83 ± 7,88; p-CREB: 72,22 ± 8,89), ekspresja p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa zmniejszyła się w grupie sev1a (c-fos: 23,13 ± 3,28; p-CREB: 22,88 ± 5,18) i grupie sev30 (c-fos: 23,22 ± 3,13; p-CREB: 25,58 ± 2,26) (wszystkie grupy P<0,05), podczas gdy grupy sev30a i sev30b nie wykazały istotnych różnic (wszystkie P>0,05). Sewofluran ma krótkotrwały negatywny wpływ stymulujący na zdolność do utrzymania pamięci u młodych szczurów, bez wpływu na częstotliwość dawkowania. Sewofluran zmniejsza ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa młodych szczurów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie zaburzeń poznawczych podczas rozwoju mózgu stoi przed poważnymi wyzwaniami ze względu na dynamiczną naturę rozwoju neurologicznego, ograniczenia metodologiczne i bariery kontekstowe. Rozwój mózgu obejmuje szybkie, nieliniowe zmiany, co komplikuje identyfikację zaburzeń w krytycznych oknach 1,2. W środowiskach o niskich zasobach bariery, takie jak umiejętność czytania i pisania opiekunów, różnorodność językowa i ograniczony dostęp do specjalistycznych narzędzi (np. rezonansu magnetycznego), utrudniają wczesne badania przesiewowe1. Indywidualna zmienność w dojrzewaniu mózgu utrudnia odróżnienie patologicznych odchyleń od typowego rozwoju 2,3. Stany takie jak zespół Downa wykazują zmieniony rozwój kory mózgowej, ale małe rozmiary próbek i skąpe dane histologiczne ograniczają wgląd mechanistyczny4. Zaburzenia neurorozwojowe (np. ASD, ADHD) często współwystępują z lękiem lub depresją, zakłócając oceny poznawcze5. Poważne deficyty komunikacyjne w niektórych populacjach ograniczają stosowanie standaryzowanych testów6. Cechy te prowadzą do kilku problemów związanych z projektowaniem badań. Rzeczywiście, większość badań wykorzystuje projekty przekrojowe, nie modelując indywidualnych zmian w czasie. Mamy do czynienia z nadmiernym poleganiem na zachodnich, wykształconych populacjach (próbki "DZIWNE")7. Badania nad zespołem Downa cierpią z powodu małych pośmiertnych próbek mózgu i nieodpowiedniej grupy kontrolnej dopasowanej do wieku4. Ekologiczne narzędzia oceny chwilowej mają trudności z uwzględnieniem zmiennych kontekstowych wpływających na codzienną wydajność poznawczą5.

Do najważniejszych funkcji mózgu zwierzęcego i ludzkiego należy uczenie się i pamięć, które mają kluczowe znaczenie dla rozwoju człowieka i życiaw ogóle. Mózg niemowląt znajduje się w fazie rozwoju i jest podatny na czynniki zewnętrzne, takie jak leki i znieczulenie 9,10. Uszkodzenia funkcji pamięci niemowląt spowodowane przez środki znieczulające są kluczowym tematem badań klinicznych i mogą nawet opóźnić optymalne leczenie pacjentów pediatrycznych z powodu niemożności wykonania znieczulenia. Dysfunkcje poznawcze związane ze znieczuleniem (lub pooperacyjne dysfunkcje poznawcze, POCD) mogą mieć długoterminowe konsekwencje dla niemowląt12. Wdychanie sewofluranu może wpływać na funkcje pamięci u niemowląt13,14, ale tradycyjna anestezjologia uważa, że uszkodzenie mózgu u niemowląt jest spowodowane głównie niedotlenieniem mózgu podczas znieczulenia, zwłaszcza w znieczuleniu ogólnym10. Dlatego, dopóki nie występuje krótkotrwałe lub długotrwałe niedotlenienie mózgu, ryzyko uszkodzenia ośrodkowego układu nerwowego u niemowląt powinno być zmniejszone11. Mimo to zrozumienie POCD pozostaje nieoptymalne. Niemowlęta wymagające operacji będą wymagały znieczulenia, a lepsza wiedza na temat zaangażowanych ścieżek może pomóc w projektowaniu strategii znieczulenia, które zminimalizują ryzyko POCD.

Badanie z udziałem starszych dorosłych, którzy przeszli operacje inne niż kardiochirurgiczne, wykazało, że prawie 25% pacjentów doświadczyło POCD w ciągu 1 tygodnia po operacji, a odsetek ten zmniejszył się poniżej 10% po 3 miesiącach, podczas gdy w grupie kontrolnej wskaźniki POCD wynosiły 3,4% i 2,8%15. Badanie wykazało również, że większość przypadków POCD była odwracalna, a tylko niewielka liczba pacjentów doświadczyła przedłużonej lub trwałej POCD15. W ośrodkowym układzie nerwowym glutaminian jest najczęstszym aminokwasem pobudzającym16. Receptor N-metylo-D-asparaginianu (NMDAR) ma kluczowe znaczenie dla indukcji i utrzymania długotrwałego wzmocnienia (LTP) i długotrwałej depresji (LTD)17. Badania na myszach wykazały, że pobudzająca plastyczność synaptyczna bezpośrednio wpływa na rozwój funkcji mózgu18, przy czym aktywacja NMDAR i napływ wapnia są szczególnie ważne19,20. Zwiększona aktywność NMDAR ma znaczące implikacje dla indukowania wzrostu i plastyczności synaps19,20. W związku z tym wyższy stopień blokady NMDAR przez antagonistów NMDAR (np. sewofluran) powinien skutkować niższymi zdolnościami uczenia się ipamięci21. Chociaż wpływ sewofluranu na uczenie się i pamięć w mózgach dorosłych nie osiągnął jednoznacznych wniosków22,23, sewofluran jest powszechnie stosowany do znieczulenia w operacjach pediatrycznych14. Jako niekonkurencyjny antagonista NMDAR, sewofluran może znacząco wpływać na funkcje uczenia się i pamięci mózgu 11,13,14,23,24. Niemniej jednak, oprócz NMDAR, inne szlaki i białka są zaangażowane w uczenie się i pamięć, a mechanizmy regulacji pamięci obejmujące białko wiążące element odpowiedzi fosforylowanej cAMP (p-CREB) i natychmiastowy wczesny gen c-fos stają się coraz jaśniejsze 25,26,27, ale nadal wymagają lepszego zrozumienia dla optymalnego dostarczania znieczulenia u niemowląt i dzieci.

Opierając się na tych ramach teoretycznych, w niniejszym badaniu zbadano zintegrowane podejście metodologiczne, które można wykorzystać do badania zaburzeń poznawczych w rozwijającym się mózgu spowodowanych przez sewofluran w oparciu o pamięć i ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa poprzez szlak sygnałowy NMDAR / p-CREB / c-fos u młodych szczurów. Wyniki mogą pomóc w lepszym zrozumieniu POCD i zaburzeń pamięci po znieczuleniu ogólnym. W badaniu wykorzystano 21-dniowe szczury, ponieważ właśnie zostały odstawione od piersi i miały bardzo jednolitą masę ciała i stan fizjologiczny, odpowiadający wczesnemu dojrzewaniu u ludzi. Ze względu na ich zwiększoną neuroplastyczność i podatność w tym krytycznym okresie rozwojowym, mogą skutecznie modelować upośledzenie funkcji poznawczych spowodowane operacją lub znieczuleniem na niedojrzałym mózgu28,29. To sprawia, że są one szczególnie przydatne do badania zagrożeń neurokognitywnych związanych z chirurgią dziecięcą i badania potencjalnych strategii interwencji. Labirynt Y jest powszechnie stosowaną metodą oceny uczenia się i pamięci30. Immunohistochemia jest powszechnie stosowana do badania neuronów i różnych białek neuronalnych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie protokoły w tym badaniu zostały przejrzane i zatwierdzone przez Komitet Etyki Szpitala Xinhua, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (nr zatwierdzenia. XHEC-C-2016-023-2).

1. Przegląd doświadczalny zwierząt i grupowanie

  1. Pozyskać 64, 21-dniowe samce szczurów SD (masa ciała poniżej 80 g).
  2. Podziel szczury na pięć grup: grupa normalna (n = 8), grupa 60%O2 (n = 16), grupa treningowa pozorowana (n = 8), grupa sewofluranu w pojedynczej dawce (n = 16) i grupa sewofluranu w pojedynczej dawce (n = 16) (patrz Tabela 1).
  3. Zwierzęta należy trzymać w pomieszczeniu dla zwierząt w temperaturze 20-24 °C, wilgotności 50%-60% i naturalnym świetle.
  4. Zapewnij odpowiednią ilość jedzenia i wody.
  5. Upewnij się, że wszystkie protokoły zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komisję ds. Etyki.
  6. Przygotować komorę inhalacyjną (patrz rysunek uzupełniający S1, szczegółowo opisany w sekcji 2.1).
  7. Grupa normalna
    1. Wystawić szczury na działanie 60% powietrza przez 2 godziny (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 1 dzień po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  8. 60% grupa O2
    1. Wystawić szczury na działanie 60% powietrza przez 2 godziny (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 30 dni po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  9. Fikcyjna grupa treningowa
    1. Wystawić szczury na działanie 60% powietrza przez 2 godziny (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 1 dzień po ekspozycji bez ustrukturyzowanego treningu (lokalizacje świateł i stref szoku różniły się losowo), używany do kontrolowania wpływu światła i bodźców elektrycznych na uczenie się i pamięć (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  10. Grupa sewofluranu w pojedynczej dawce (grupa sev1a)
    1. Wystawić szczury na działanie 60% powietrza + 3% sewofluranu przez 2 godziny (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 1 dzień po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  11. Grupa sewofluranu w pojedynczej dawce (grupa sev30a)
    1. Wystawić szczury na działanie 60% powietrza + 3% sewofluranu przez 2 godziny (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 30 dni po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  12. Grupa sewofluranu otrzymująca dawkę powtarzaną (grupa sev1b)
    1. Wystawiaj szczury na działanie 60% powietrza + 3% sewofluranu przez 2 godziny dziennie, przez 7 kolejnych dni (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 1 dzień po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).
  13. Grupa sewofluranu otrzymująca dawkę powtarzaną (grupa sev30b)
    1. Wystawiaj szczury na działanie 60% powietrza + 3% sewofluranu przez 2 godziny dziennie, przez 7 kolejnych dni (szczegółowo w sekcji 2.2).
    2. Wykonaj test labiryntu Y 30 dni po ekspozycji (szczegółowo w sekcji 4).
    3. Pobrać tkankę po testach behawioralnych (szczegółowo opisanych w sekcji 5).

2. Sewofluran inhalacja

  1. Przygotowanie komory (patrz rysunek uzupełniający S1)
    1. Podłącz otwór po lewej stronie pudełka do 60% O2/40% N2.
    2. Podłącz dopływ tlenu do parownika sewofluranu.
    3. Podłącz otwór po prawej stronie pudełka do analizatora gazów w aparacie anestezjologicznym.
    4. Podłącz otwór w górnej części komory do odpływu gazu.
    5. Umieść wapno pod siatką na dnie komory i dodaj watę.
    6. Umieść zestaw w dygestorium.
    7. Umieść poduszkę grzewczą pod komorą.
  2. Inhalacja
    1. Włącz dopływ tlenu i parownik sewofluranu.
    2. Dostosuj przepływ tlenu do 2 l/min.
    3. Gdy stężenie sewofluranu osiągnie 3,0%, należy utrzymać przepływ przez 30 minut, aby ustabilizować atmosferę w komorze.
    4. Umieść szczura po bawełnianej stronie komory.
    5. Trzymaj szczura tam zgodnie z grupowaniem (patrz krok 1.2).
    6. Monitoruj kolor skóry, częstość oddechów, tętno i pulsoksymetrię.
    7. Usuń szczura.
    8. Niech szczur obudzi się naturalnie.
    9. Wróć szczura do klatki.

3. Odczynniki i przyrządy doświadczalne

  1. Przygotowanie odczynnika
    1. Przygotuj 250 ml dostępnego w handlu sewofluranu do podania w znieczuleniu.
    2. Przygotować roztwór roboczy przeciwciała p-CREB, rozcieńczając przeciwciało podstawowe w stosunku 1:350.
    3. Przygotować roztwór roboczy przeciwciała c-fos, rozcieńczając przeciwciało podstawowe w stosunku 1:200.
    4. Zmontuj zestaw do barwienia immunohistochemicznego.
    5. Przygotować 4% paraformaldehydu.
      1. Rozpuścić 40 g rozpuszczalnego paraformaldehydu (PFA) w szklanym pojemniku z 500 ml wody o wysokiej czystości, ciągle podgrzewać i mieszać magnetycznie do temperatury 60-65 °C, aż utworzy mleczną zawiesinę.
      2. Dodawać krople 1,0 mol/l NaOH, aż roztwór stanie się klarowny (pH = 7,0).
      3. Dodaj około 500 ml PBS i dokładnie wymieszaj w łaźni lodowej lub zimnej kąpieli wodnej.
      4. Ponownie sprawdź pH, przefiltruj i uzupełnij do 1000 ml objętości.
      5. Przechowywać w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości.
  2. Konfiguracja sprzętu
    1. Umieść labirynt Y w obszarze testów behawioralnych (patrz rysunek uzupełniający S2).
    2. Kalibracja mikroskopu ze zintegrowanym systemem obrazowania do analizy histologicznej.
  3. Zainstaluj mikrotom ze świeżymi ostrzami do cięcia tkanek.
  4. Zaprogramuj maszynę do odwadniania za pomocą standardowego protokołu przetwarzania tkanek.
  5. Przygotować maszynę do barwienia z sekwencyjnymi kąpielami barwiącymi zgodnie z instrukcjami producenta maszyny.
  6. Ustaw aparat perfuzyjny.
    1. Użyj dwóch plastikowych butelek z solą fizjologiczną, spuść sól fizjologiczną z dolnego otworu i napełnij je PBS i 4% utrwalaczem paraformaldehydu.
    2. Zawiesić butelki, połączyć je z zestawami infuzyjnymi i przymocować trójdrożny kran do grubej końcówki igły zestawu infuzyjnego.

4. Labirynt Y i testowanie uczenia się/pamięci

  1. Złóż labirynt Y
    1. Ustaw labirynt Y z trzema prostokątnymi ramionami oznaczonymi I, II i III, połączonymi trójkątnym skrzyżowaniem (patrz rysunek uzupełniający S2).
    2. Umieść siatkę elektryczną w odstępach 1 cm na dnie labiryntu.
    3. Przymocuj cienkie 2 cm miedziane paski do ścian labiryntu, aby symulować niebezpieczne obszary i zainstalować lampki sygnalizacyjne bodźców.
  2. Definiowanie obszarów niebezpiecznych i bezpiecznych
    1. Zelektryfikuj obszary I, II i III pod napięciem 16 000 V/m, aby wskazać obszary niebezpieczne (lampka sygnalizacyjna włącza się po naelektryzowaniu).
    2. Oznacz obszary niezelektryfikowane czerwonym światłem, aby wskazać obszary bezpieczne.
    3. Zdefiniuj skrzyżowanie między ramionami jako obszar niebezpieczny, w którym szczur może zostać porażeni prądem.
  3. Procedura szkolenia
    1. Na początku eksperymentu rozważ obszar, w którym znajduje się szczur, jako obszar bezpieczny.
    2. Po 2-4 minutach przyłóż prąd do bezpiecznego obszaru, zachęcając szczura do poruszania się w kierunku bezpiecznej strefy.
    3. Jeśli szczur przemieści się z bezpiecznego obszaru do obszaru niebezpiecznego, powróci do bezpiecznej strefy pod wpływem porażenia prądem, wykazując pasywną reakcję unikania.
  4. Rozwijanie aktywnej reakcji unikania
    1. Po wielu sesjach treningowych włącz światło w bezpiecznym obszarze bez porażenia prądem.
    2. Obserwuj ruch szczura w kierunku oświetlonego bezpiecznego obszaru, tworząc odruch uwarunkowany rozróżnianiem światła i ciemności (aktywna reakcja unikania).
  5. Umieść labirynt Y w słabo oświetlonym i cichym miejscu, aby zminimalizować zewnętrzne zakłócenia.
  6. Prowadź szkolenia codziennie w godzinach 9:00-11:00 i 14:00-16:00.
  7. Pozwól szczurom swobodnie poruszać się w labiryncie przez 5 minut przed eksperymentem, aby pomóc im przystosować się do środowiska labiryntu.
  8. Dostosuj parametry bodźca
    1. Dostosuj napięcie bodźca (16 000 V/m) podczas testowania, aby upewnić się, że szczury uciekną w ciągu 10 sekund po porażeniu prądem.
    2. Pozostaw lampkę sygnalizacyjną obszaru bezpiecznego włączoną przez 15 sekund, a następnie wyłącz ją.
    3. Rozpocznij kolejną rundę eksperymentów szokowych po 45 sekundach przerwy.
  9. Sekwencja lampek sygnalizacyjnych i prawidłowa reakcja
    1. Ustaw sekwencję włączania się lampki sygnalizacyjnej, gdy I → II → III → I w cyklu.
    2. Zdefiniuj poprawną reakcję jako ucieczkę szczura z obszaru startowego bezpośrednio do oświetlonej bezpiecznej strefy w ciągu 10 sekund po porażeniu prądem.
  10. Załóżmy, że szczur osiągnął standard uczenia się, jeśli w 8 z 10 kolejnych prób wykona prawidłową reakcję ucieczki.
  11. Każdą ucieczkę do ramienia bez światła należy rejestrować jako nieprawidłową odpowiedź.
  12. Wiele sesji szkoleniowych i testowych
    1. Przeprowadź wiele sesji treningowych i testowych, aby ocenić uczenie się i pamięć.
    2. Rejestruj liczbę prawidłowych i nieprawidłowych odpowiedzi podczas określonej liczby prób.
    3. Zmień obszar początkowy, aby zwiększyć złożoność zadania.
  13. Oceniaj zachowanie pamięci w odstępach czasu (np. 24 lub 48 godzin po treningu), aby ocenić zdolność szczurów do zatrzymywania pamięci.

5. Immunohistochemia

  1. Znieczulić szczury
    1. Podać dootrzewnowe wstrzyknięcie 10% wodzianu chloralu (0,4 ml/100 g) 1 godzinę po treningu w celu znieczulenia szczurów. Roztwór hydratu chloralu należy utylizować zgodnie z lokalnymi przepisami.
    2. Wykonaj torakotomię, aby w pełni odsłonić serce31.
  2. Perfuzja znieczulonych szczurów roztworem fizjologicznym
    1. Włóż igłę zawierającą PBS do lewej komory w kierunku aorty, zabezpiecz igłę kleszczami hemostatycznymi i natychmiast rozetnij prawą małżowinę uszną myszy, aby uwolnić krew żylną.
    2. Szybko wstrzyknąć PBS, aż ścieki będą czyste, a wątroba i płuca staną się białe.
    3. Następnie należy przeprowadzić szybki, a następnie powolny wlew 500 ml 10% roztworu formaliny, aż ciało zwierzęcia zesztywnieje, osiągając utrwalenie formaliny.
    4. Roztwór formaliny należy usunąć zgodnie z lokalnymi przepisami.
  3. Usuń mózg
    1. Szybko otwórz czaszkę32.
    2. Usuń cały mózg, delikatnie podnosząc go z czaszki i przecinając naczynia krwionośne i rdzeń kręgowy u podstawy, nie uszkadzając półkul (jak pokazano na rysunku uzupełniającym S3).
  4. Rozkrój hipokampa
    1. Rozwiń obustronne hipokampy.
      1. W otworze potylicznym myszy odetnij cały mózg nożyczkami.
      2. Ostrożnie włóż nożyczki po przekątnej do otworu wielkiego, aby przeciąć kość ciemieniową.
      3. Podważ obie strony kości ciemieniowej za pomocą kleszczy hemostatycznych.
      4. Użyj nożyczek, aby przeciąć nerw wzrokowy z jednej strony i sondować w dół do podstawy czaszki.
    2. Umieść hipokampy w 10% roztworze formaliny na 12 godzin.
    3. Zanurz próbkę w formalinie zawierającej gradient sacharozy (10%, 20%, 30%).
    4. Przechowywać przez noc w temperaturze 4°C, aż tkanka próbki opadnie na dno.
  5. Osadź i podziel próbkę na sekcje
    1. Zanurzyć próbkę w parafinie. Roztwór formaliny należy usunąć zgodnie z lokalnymi przepisami.
    2. Przeciąć osadzoną próbkę na 4 μm.
  6. Odparafinować i ponownie uwodnić sekcje
    1. Namocz skrawki w 50 ml ksylenu trzykrotnie w celu odparafinowania, za każdym razem przez 15 minut.
    2. Zanurz kolejno w 50 ml 100%, 90%, 70% i 50% etanolu na 10 minut każdy.
    3. Płukać trzykrotnie 50 ml 0,01 mM PBS przez 3 minuty każdy.
  7. Pobieranie antygenu
    1. Umieścić skrawki w 50 ml buforu cytrynianowego (PBS, pH 6,0).
    2. Podgrzej sekcje w szybkowarze ze stali nierdzewnej do 120 °C. Umieść sekcje na ruszcie, całkowicie zanurzone w buforze. Zamknij szybkowar, podgrzej i utrzymuj pod wysokim ciśnieniem przez 3 minuty.
    3. Zdejmij szybkowar z ognia i pozostaw do naturalnego ostygnięcia w temperaturze pokojowej przed otwarciem pokrywy.
    4. Płukać skrawki w PBS (pH 7,2) przez 2 minuty, powtarzając 3 razy.
    5. Zastosować około 100-200 μL 3% H2O2 , aby przykryć sekcję na szkiełku i inkubować w temperaturze pokojowej przez 5-10 minut w celu wyeliminowania endogennej aktywności peroksydazy.
    6. Płukać PBS przez 2 minuty, 3 razy.
  8. Inkubacja przeciwciał pierwotnych
    1. Dodać 200 μl przeciwciał pierwszorzędowych (rozcieńczonych w stosunku 1:150 w 0,01 mol/l PBS) do skrawków.
    2. Inkubować przez noc w temperaturze 4°C.
  9. Inkubacja przeciwciał wtórnych
    1. Płukać skrawki w PBS przez 3 minuty, 3 razy.
    2. Inkubować skrawki z około 100-200 μl polimeru pomocniczego w celu pokrycia sekcji na szkiełku i inkubować w temperaturze 37 °C przez 20 minut.
    3. Przepłukać skrawki w 0,1 mol/l PBS przez 2 minuty, 3 razy.
    4. Dodać około 100-200 μl poliperoksydazy-anty-myszy/króliczej IgG i inkubować w temperaturze 37°C przez 20 minut.
    5. Płukać skrawki w PBS przez 3 minuty, 3 razy.
  10. Wywoływanie kolorów
    1. Dodaj około 100-200 μl roztworu diaminobenzydyny (DAB) (wystarczająco dużo, aby pokryć część na szkiełku) w celu opracowania koloru.
    2. Pozwól mu reagować przez około 3 minuty.
  11. Przeciwbarwienie i montaż
    1. Wykonaj barwienie przeciwstawne, dodając kroplami około 100-200 μl hematoksyliny, aby całkowicie pokryć sekcję na każdym szkiełku.
  12. Odwodnić i zamontować sekcje
    1. Odwodnić skrawki w 50 ml 50%, 70%, 90% i 100% etanolu przez 10 minut każda, a następnie 50 ml ksylenu przez 10 minut.
    2. Oczyść i zamontuj sekcje zgodnie ze standardowymi procedurami.
  13. Badanie mikroskopowe
    1. Policz liczbę neuronów p-CREB- i c-fos-dodatnich w hipokampie każdej grupy33,34.
    2. Zbadaj skrawki pod mikroskopem w powiększeniu 400x.
    3. Zapisz średnią liczbę dodatnich neuronów w każdym wycinku, na podstawie liczby z trzech sekcji na zwierzę bez nakładania się.
      UWAGA: Wszystkie dane zostały zebrane w komputerowym arkuszu kalkulacyjnym. Wszystkie analizy zostały wykonane przy użyciu programu statystycznego. Wyniki przedstawiono jako średnią ± błędu standardowego średniej (SEM) i przeanalizowano przy użyciu jednoczynnikowej ANOVA z testami post hoc SNK-q i Dunnett T335. Test SNK-q jest powszechnie stosowany w badaniach eksploracyjnych i nadaje się do porównań parami między średnimi z wielu prób. Nie opiera się na predefiniowanych hipotezach, dzięki czemu idealnie nadaje się do porównywania wszystkich średnich grup36. Test Dunnetta T3 jest zwykle stosowany w badaniach potwierdzających z predefiniowanymi hipotezami. Nadaje się do porównywania wielu grup badanych z grupą kontrolną lub do porównywania środków o szczególnym znaczeniu zawodowym35,37. Gdy wartość P testu ANOVA wynosiła ≤ 0,05, przeprowadzono testy post hoc parami w celu określenia, które grupy znacząco różniły się od pozostałych. Obustronne wartości P < 0,05 uznano za statystycznie istotne.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykorzystując dane z tego badania jako przykłady ilustracyjne, przedstawiliśmy rodzaje wyników, które można wygenerować za pomocą tych ram metodologicznych, w tym reprezentatywne obrazy barwienia immunologicznego, a także dane behawioralne i molekularne z różnych grup. Nacisk kładziony jest na przedstawienie typowych lub oczekiwanych wyników uzyskanych przez to podejście, a nie na interpretację ich znaczenia biologicznego.

Wyniki testów uczenia się i pamięci każdej grupy szczurów

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W badaniu tym zbadano, w jaki sposób sewofluran wpływa na pamięć i moduluje ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa poprzez szlak sygnałowy NMDAR / p-CREB / c-fos u młodych szczurów. Wyniki sugerują, że sewofluran miał krótkotrwały (1 godzinę po treningu, a nie po 3 dniach) negatywny wpływ stymulujący na zdolność utrzymania pamięci u młodych szczurów, bez wpływu na częstość dawkowania (pojedyncza dawka lub siedem dawek przez 7 dni). Sewofluran istotnie zmniejszał ekspresję p-CREB i c-fos w neuronach hipokampa młod...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy podają, że nie ma sprzecznych interesów, które można by zadeklarować.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ye Jiang i Guohui Li zaprojektowali badanie. Ye Jiang i Lai Jiang zebrali i przeanalizowali dane oraz sporządzili manuskrypt. Ye Jiang i Guohui Li poprawili manuskrypt. Wszyscy autorzy dokonali przeglądu i zatwierdzili ostateczną wersję manuskryptu do złożenia. Praca ta jest wspierana przez granty dla Guohui Li z Shanghai Pujiang Programme (grant nr 23PJD057).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Zwierzęta doświadczalne
Szczury Sprague-Dawley (SD)Charles River Laboratories (Pekin, Chiny)N/A21-dniowy mężczyzna
Standardowa Szczurza ChowKeao Xieli Feed (Pekin, Chiny)N/AStandardowa dieta dla zwierząt laboratoryjnych
Chemikalia i odczynniki
Hydrat chloraluOdczynnik chemiczny Sinopharm (Szanghaj, Chiny)80113818Środek znieczulający do końcowej perfuzji
Bufor cytrynianu (10x)ZSGB-BIO (Pekin, Chiny)ZLI-9064 powiedział:Roztwór do pobierania antygenu, pH 6,0
Etanol (100%)Odczynnik chemiczny Sinopharm (Szanghaj, Chiny)100092683Środek odwadniający do badań histologicznych
Roztwór barwnika hematoksylinyBaso Diagnostics Inc. (Zhuhai, Chiny)BA-4041 powiedział:Przeciwbejc do IHC
Nadtlenek wodoru (H2O2)Odczynnik chemiczny Sinopharm (Szanghaj, Chiny)100112183% roztwór do blokowania endogennej peroksydazy
Neutralny balsamSolarbio (Pekin, Chiny)Kontroler G8590 powiedział:Medium montażowe do prowadnic
Azot (N2)Shanghai Medical Gas Co. (Szanghaj, Chiny)N/AWysoka czystość, do mieszaniny gazów
Tlen (O2)Shanghai Medical Gas Co. (Szanghaj, Chiny)N/AKlasa medyczna, do mieszaniny gazów
ParafinaLeica Biosystems (Nussloch, Niemcy)39601006Podłoże do zatapiania tkanek
Paraformaldehyd (PFA)Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, Stany Zjednoczone)158127Utrwalacz do perfuzji i utrwalania tkanek
sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Gibco (Waltham, Massachusetts, Stany Zjednoczone)7001104410x roztwór podstawowy, pH 7,4
SewofluranAbbVie Inc. (Północne Chicago, Illinois, Stany Zjednoczone)N/AWziewny środek znieczulający
Soda WapnoW. R. Grace and Co. (Columbia, MD, Stany Zjednoczone)22-01-0010Absorbent CO2 do komory inhalacyjnej
Wodorotlenek sodu (NaOH)Odczynnik chemiczny Sinopharm (Szanghaj, Chiny)10019818Służy do regulacji pH roztworu PFA
SacharozaSangon Biotech (Szanghaj, Chiny)A502693Służy do krioprotekcji tkanki mózgowej
KsylenOdczynnik chemiczny Sinopharm (Szanghaj, Chiny)10023418Środek czyszczący do badań histologicznych
przeciwciała i zestawy
Przeciwciało c-FosAbcam (Cambridge, Wielka Brytania)ab190289 powiedział:Królicze przeciwciało przeciw myszy, przeciwciało pierwszorzędowe
Zestaw chromogenu DABZSGB-BIO (Pekin, Chiny)ZLI-9018Podłoże do wywoływania koloru HRP
Przeciwciało p-CREB (Ser133)Technologia sygnalizacji komórkowej (Danvers, MA, USA)9198Królicze przeciwciało przeciw myszy, przeciwciało pierwszorzędowe
Zestaw do wykrywania polimerów HRPZSGB-BIO (Pekin, Chiny)PV-9000Przeciwciało wtórne i system wykrywania IHC
Sprzęt
Maszyna anestezjologicznaRWD Life Science (Shenzhen, Chiny)Czynnik R500Do kontrolowanego dostarczania mieszaniny gazów
Zautomatyzowany procesor tkanekLeica Biosystems (Nussloch, Niemcy)ASP6025Do automatycznego odwadniania i oczyszczania
Kriostat/mikrotomLeica Biosystems (Nussloch, Niemcy)Zobacz materiał CM1950Do cięcia zamrożonej/osadzonej tkanki mózgowej
System mikroskopowyOlympus (Tokio, Japonia)Zobacz materiał BX53Do obrazowania preparatów IHC
Pompa perfuzyjnaLonger Precision Pump Co. (Baoding, Chiny)Zobacz materiał BT100-2JPompa perystaltyczna do perfuzji przezsercowej
Waporyzator SevofluraneRWD Life Science (Shenzhen, Chiny)Czynnik chłodniczy R510PSDo precyzyjnej kontroli stężenia sewofluranu
Aparat Y-MazeMed Associates Inc. (St. Albans, VT, Stany Zjednoczone)MED-VFC-S-YZ siecią elektryczną i oświetleniem do aktywnego unikania
Software
Pryzmat GraphPadGraphPad Software (San Diego, Kalifornia, Stany Zjednoczone)Wersja 9Analiza statystyczna i wizualizacja danych
ObrazJNarodowe Instytuty Zdrowia (Bethesda, MD, Stany Zjednoczone)Wersja 1.53Oprogramowanie do analizy obrazu do zliczania komórek
Microsoft ExcelMicrosoft Corporation (Redmond, WA, Stany Zjednoczone)Biuro 365Arkusz kalkulacyjny do kompilacji danych

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hadders-Algra, M. The developing brain: challenges and opportunities to promote school readiness in young children at risk of neurodevelopmental disorders in low- and middle-income countries. Front Pediatr. 10, 989518(2022).
  2. Pfeifer, J. H., Allen, N. B., Byrne, M. L., Mills, K. L. Modeling developmental change: contemporary approaches to key methodological challenges in developmental neuroimaging. Dev Cogn Neurosci. 33, 1-4 (2018).
  3. Pezzoli, P., et al. Challenges and solutions to the measurement of neurocognitive mechanisms in developmental settings. Biol Psychiatry Cogn Neurosci Neuroimaging. 8 (8), 815-821 (2023).
  4. Risgaard, K. A., Sorci, I. A., Mohan, S., Bhattacharyya, A. Meta-analysis of Down syndrome cortical development reveals underdeveloped state of the science. Front Cell Neurosci. 16, 915272(2022).
  5. Caporusso, E., et al. Current limitations in technology-based cognitive assessment for severe mental illnesses: a focus on feasibility, reliability, and ecological validity. Front Behav Neurosci. 19, 1543005(2025).
  6. Kasari, C., Brady, N., Lord, C., Tager-Flusberg, H. Assessing the minimally verbal school-aged child with autism spectrum disorder. Autism Res. 6 (6), 479-493 (2013).
  7. Hilton, M. T. Methodological challenges faced by researchers studying early neurodevelopmental outcomes in majority settings. Cambridge J Human Behav. 1 (2), 106-114 (2023).
  8. Lisman, J., et al. Viewpoints: how the hippocampus contributes to memory, navigation and cognition. Nat Neurosci. 20 (11), 1434-1447 (2017).
  9. Lee, J. H., Zhang, J., Wei, L., Yu, S. P. Neurodevelopmental implications of the general anesthesia in neonate and infants. Exp Neurol. 272, 50-60 (2015).
  10. Keunen, K., Sperna Weiland, N. H., de Bakker, B. S., de Vries, L. S., Stevens, M. F. Impact of surgery and anesthesia during early brain development: a perfect storm. Paediatr Anaesth. 32 (6), 697-705 (2022).
  11. McCann, M. E., et al. Neurodevelopmental outcome at 5 years of age after general anaesthesia or awake-regional anaesthesia in infancy (GAS): an international, multicentre, randomised, controlled equivalence trial. Lancet. 393 (10172), 664-677 (2019).
  12. Han, F. F., et al. Predictors and occurrence of postoperative cognitive dysfunction in children undergoing noncardiac surgery: a prospective cohort study. iBrain. 9 (2), 148-156 (2023).
  13. Chung, W., et al. Sevoflurane exposure during the neonatal period induces long-term memory impairment but not autism-like behaviors. Paediatr Anaesth. 25 (10), 1033-1045 (2015).
  14. Apai, C., Shah, R., Tran, K., Pandya Shah, S. Anesthesia and the developing brain: a review of sevoflurane-induced neurotoxicity in pediatric populations. Clin Ther. 43 (4), 762-778 (2021).
  15. Arefayne, N. R., Berhe, Y. W., van Zundert, A. A. Incidence and factors related to prolonged postoperative cognitive decline (POCD) in elderly patients following surgery and anaesthesia: a systematic review. J Multidiscip Healthc. 16, 3405-3413 (2023).
  16. Malik, A. R., Willnow, T. E. Excitatory amino acid transporters in physiology and disorders of the central nervous system. Int J Mol Sci. 20 (22), 5671(2019).
  17. Albarracin, S. L., Baldeon, M. E., Sangronis, E., Petruschina, A. C., Reyes, F. G. R. L-glutamate: a key amino acid for sensory and metabolic functions. Arch Latinoam Nutr. 66 (2), 101-112 (2016).
  18. Vyklicky, V., et al. function, and pharmacology of NMDA receptor channels. Physiol Res. 63 (Suppl 1), S191-S203 (2014).
  19. Zorumski, C. F., Izumi, Y. NMDA receptors and metaplasticity: mechanisms and possible roles in neuropsychiatric disorders. Neurosci Biobehav Rev. 36 (3), 989-1000 (2012).
  20. Lau, C. G., et al. Regulation of NMDA receptor Ca2+ signalling and synaptic plasticity. Biochem Soc Trans. 37 (Pt 6), 1369-1374 (2009).
  21. Bye, C. M., McDonald, R. J. A specific role of hippocampal NMDA receptors and Arc protein in rapid encoding of novel environmental representations and a more general long-term consolidation function. Front Behav Neurosci. 13 (8), (2019).
  22. Callaway, J. K., Jones, N. C., Royse, A. G., Royse, C. F. Sevoflurane anesthesia does not impair acquisition learning or memory in the Morris water maze in young adult and aged rats. Anesthesiology. 117 (5), 1091-1101 (2012).
  23. Li, R., et al. Sevoflurane exposure in the developing brain induces hyperactivity, anxiety-free, and enhancement of memory consolidation in mice. Front Aging Neurosci. 14, 934230(2022).
  24. Yuan, I., Xu, T., Kurth, C. D. Using electroencephalography (EEG) to guide propofol and sevoflurane dosing in pediatric anesthesia. Anesthesiol Clin. 38 (3), 709-725 (2020).
  25. Schinelli, S., et al. Stimulation of endothelin B receptors in astrocytes induces cAMP response element-binding protein phosphorylation and c-Fos expression via multiple mitogen-activated protein kinase signaling pathways. J Neurosci. 21 (22), 8842-8853 (2001).
  26. Florian, C., Mons, N., Roullet, P. CREB antisense oligodeoxynucleotide administration into the dorsal hippocampal CA3 region impairs long- but not short-term spatial memory in mice. Learn Mem. 13 (4), 465-472 (2006).
  27. Cabrera, O. H., Useinovic, N., Jevtovic-Todorovic, V. Neonatal anesthesia and dysregulation of the epigenome. Biol Reprod. 105 (3), 720-734 (2021).
  28. Arellano, J. I., Duque, A., Rakic, P. A coming-of-age story: adult neurogenesis or adolescent neurogenesis in rodents. Front Neurosci. 18, 1383728(2024).
  29. Borsini, A., Giacobbe, J., Mandal, G., Boldrini, M. Acute and long-term effects of adolescence stress exposure on rodent adult hippocampal neurogenesis, cognition, and behaviour. Mol Psychiatry. 28 (10), 4124-4137 (2023).
  30. Kraeuter, A. K., Guest, P. C., Sarnyai, Z. The Y-maze for assessment of spatial working and reference memory in mice. Methods Mol Biol. 1916, 105-111 (2019).
  31. Ordodi, V. L., Paunescu, V., Mic, F. A. Optimal access to the rat heart by transverse bilateral thoracotomy with double ligature of the internal thoracic arteries. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47 (5), 44-46 (2008).
  32. Aboghazleh, R., et al. Rodent brain extraction and dissection: a comprehensive approach. MethodsX. 12, 102516(2024).
  33. Fedchenko, N., Reifenrath, J. Different approaches for interpretation and reporting of immunohistochemistry analysis results in the bone tissue: a review. Diagn Pathol. 9, 221(2014).
  34. Diem, K., et al. Image analysis for accurately counting CD4+ and CD8+ T cells in human tissue. J Virol Methods. 222, 117-121 (2015).
  35. Lee, S., Lee, D. K. What is the proper way to apply the multiple comparison test. Korean J Anesthesiol. 71 (5), 353-360 (2018).
  36. Shaffer, J. P. Controlling the false discovery rate with constraints: the Newman-Keuls test revisited. Biom J. 49 (1), 136-143 (2007).
  37. Liu, W. Some results on step-up tests for comparing treatments with a control in unbalanced one-way layouts. Biometrics. 53 (4), 1508-1512 (1997).
  38. Steven, A., et al. What turns CREB on? And off? And why does it matter. Cell Mol Life Sci. 77 (20), 4049-4067 (2020).
  39. Naqvi, S., Martin, K. J., Arthur, J. S. CREB phosphorylation at Ser133 regulates transcription via distinct mechanisms downstream of cAMP and MAPK signalling. Biochem J. 458 (3), 469-479 (2014).
  40. Brosnan, R. J., Thiesen, R. Increased NMDA receptor inhibition at an increased sevoflurane MAC. BMC Anesthesiol. 12, 9(2012).
  41. Wang, H., Peng, R. Y. Basic roles of key molecules connected with NMDAR signaling pathway on regulating learning and memory and synaptic plasticity. Mil Med Res. 3 (1), 26(2016).
  42. Chen, B. S., Roche, K. W. Regulation of NMDA receptors by phosphorylation. Neuropharmacology. 53 (3), 362-368 (2007).
  43. Brightwell, J. J., Smith, C. A., Neve, R. L., Colombo, P. J. Transfection of mutant CREB in the striatum, but not the hippocampus, impairs long-term memory for response learning. Neurobiol Learn Mem. 89 (1), 27-35 (2008).
  44. Colombo, P. J., Brightwell, J. J., Countryman, R. A. Cognitive strategy-specific increases in phosphorylated cAMP response element-binding protein and c-Fos in the hippocampus and dorsal striatum. J Neurosci. 23 (8), 3547-3554 (2003).
  45. Kida, S. A functional role for CREB as a positive regulator of memory formation and LTP. Exp Neurobiol. 21 (4), 136-140 (2012).
  46. Liu, Z., et al. Long-term sevoflurane exposure resulted in temporary rather than lasting cognitive impairment in Drosophila. Behav Brain Res. 442, 114327(2023).
  47. Wei, W., et al. Biomechanical effect of proximal multifidus injury on adjacent segments during posterior lumbar interbody fusion: a finite element study. BMC Musculoskelet Disord. 24 (1), 521(2023).
  48. Giza, C. C., Maria, N. S., Hovda, D. A. N-methyl-D-aspartate receptor subunit changes after traumatic injury to the developing brain. J Neurotrauma. 23 (6), 950-961 (2006).
  49. Jia, M., et al. Role of histone acetylation in long-term neurobehavioral effects of neonatal exposure to sevoflurane in rats. Neurobiol Dis. 91, 209-220 (2016).
  50. Tang, X., et al. Resveratrol mitigates sevoflurane-induced neurotoxicity by the SIRT1-dependent regulation of BDNF expression in developing mice. Oxid Med Cell Longev. 2020, 9018624(2020).
  51. Gao, H., et al. Effects of intravenous anesthetics on the phosphorylation of cAMP response element-binding protein in hippocampal slices of adult mice. Mol Med Rep. 18 (1), 627-633 (2018).
  52. Allen, T. A., Fortin, N. J. The evolution of episodic memory. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (Suppl 2), 10379-10386 (2013).
  53. Bucci, D. J., Robinson, S. Toward a conceptualization of retrohippocampal contributions to learning and memory. Neurobiol Learn Mem. 116, 197-207 (2014).
  54. Cherubini, E., Miles, R. The CA3 region of the hippocampus: how is it? what is it for? how does it do it. Front Cell Neurosci. 9, 19(2015).
  55. Lehr, A. B., et al. Ca2+ beyond social memory: evidence for a fundamental role in hippocampal information processing. Neurosci Biobehav Rev. 126, 398-412 (2021).
  56. Bliss, T. V., Lomo, T. Long-lasting potentiation of synaptic transmission in the dentate area of the anaesthetized rabbit following stimulation of the perforant path. J Physiol. 232 (2), 331-356 (1973).
  57. Benke, T. A., Luthi, A., Isaac, J. T., Collingridge, G. L. Modulation of AMPA receptor unitary conductance by synaptic activity. Nature. 393 (6687), 793-797 (1998).
  58. Shi, S., Hayashi, Y., Esteban, J. A., Malinow, R. Subunit-specific rules governing AMPA receptor trafficking to synapses in hippocampal pyramidal neurons. Cell. 105 (3), 331-343 (2001).
  59. Benke, T. A., et al. Mathematical modelling of non-stationary fluctuation analysis for studying channel properties of synaptic AMPA receptors. J Physiol. 537 (Pt 2), 407-420 (2001).
  60. Poncer, J. C., Esteban, J. A., Malinow, R. Multiple mechanisms for the potentiation of AMPA receptor-mediated transmission by alpha-Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II. J Neurosci. 22 (11), 4406-4411 (2002).
  61. Vorhees, C. V., Williams, M. T. Assessing spatial learning and memory in rodents. ILAR J. 55 (2), 310-332 (2014).
  62. Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice. J Neurosci Methods. 343, 108831(2020).
  63. Shang, M., et al. Moderate white light exposure enhanced spatial memory retrieval by activating a central amygdala-involved circuit in mice. Commun Biol. 6 (1), 414(2023).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Sevoflurane AnesthesiaJuvenile RatsLearning And MemoryHippocampal Neuronsp CREB Expressionc fos ExpressionY Maze TestImmunohistochemistryNMDAR SignalingCognitive Impairment

Related Articles