Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mikroskopowy test chlorku 2,3,5-trifenyltetrazolu do dokładnej i wiarygodnej analizy uszkodzeń mięśnia sercowego

845 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68596

⸱

28 listopada 2025

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 3Shanghai Key Laboratory of Anesthesiology and Brain Functional Modulation, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 4Clinical Research Center for Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 5Translational Research Institute of Brain and Brain-Like Intelligence, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny test chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) wprowadza udoskonalony protokół barwienia TTC, który umożliwia analizę uszkodzeń mięśnia sercowego w mikroskopijnej rozdzielczości, tworząc wysokiej jakości obrazy pozwalające na dokładną i wiarygodną ocenę wielkości zawału oraz żywotności kardiomiocytów na poziomie komórkowym.

Streszczenie

W tym protokole przedstawiamy udoskonaloną metodę opartą na chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) do precyzyjnej i wiarygodnej analizy zawału mięśnia sercowego (MI) w rozdzielczości komórkowej. Protokół ten obejmuje dwustopniową procedurę barwienia TTC wykonywaną na sercach z zawałem 24 godziny po MI: perfuzję, w której 1% roztwór TTC jest retrogradywnie perfuzjonowany przez naczynia wieńcowe przez kaniulę aortalną, oraz zanurzenie, gdzie serce jest następnie inkubowane w roztworze TTC w temperaturze 4 °C przez noc. Po barwieniu serce jest osadzane w związku OCT i kriosekcjonowane poprzecznie na kawałki o grubości 50 μm w odstępach 100 μm. Po 24-godzinnym procesie fiksacji utrwalającym Zamboniego pod mikroskopem widoczna jest wyraźna i wyraźna granica między żywotnym mięśniem sercowym (głęboko czerwony) a martwiczą tkanką (żółtą). Co istotne, ten mikroskopowy test TTC umożliwia wykrywanie MI-u nie tylko w fazie ostrej (24 godziny po MI), ale także w dłuższym okresie dłuższym niż 7 dni. Ponieważ mikroskopowy test TTC generuje obrazy wielowarstwowe (80 plasterków na serce), opracowaliśmy solidny, oparty na kolorach półautomatyczny algorytm, który umożliwia szybką i efektywną analizę dużych zbiorów obrazów oraz ilościowo określa globalny rozmiar zawału w ciągu kilku minut. Dzięki tym ulepszeniom obecne podejście znacznie udoskonala proces barwienia TTC i stanowi szeroko zastosowane oraz cenne narzędzie dla laboratoriów badających urazy niedokrwienności serca.

Wprowadzenie

Przez ostatnie dwie dekady kardioprotekcja była nadal stosowana jako kluczowa strategia zachowania kardiomiocytów po ciężkich niedokrwiennych uszkodzeniachserca. W warunkach eksperymentalnych i klinicznych ostateczny zakres uszkodzenia mięśnia sercowego jest kluczowym wskaźnikiem oceny skuteczności interwencji kardioprotekcyjnych2. Dlatego wiarygodna i dokładna ocena wielkości zawału jest bardzo pożądana i fundamentalnie ważna.

W modelach gryzoni standardowy protokół oceny wielkości zawału pośmiertnego opierał się głównie na aktywności dehydrogenazy mitochondrialnej, która enzymatycznie przekształca bezbarwny związek 2,3,5-trójhenetytrezolium chlorku (TTC) w czerwony wytrąg w żywotnych komórkach, podczas gdy w tkance martwiczej pozostaje jasnoszary w tkance martwiczej3. Chociaż barwienie oparte na TTC jest proste i opłacalne, wiąże się z wieloma wyzwaniami metodologicznymi i wewnętrznymi ograniczeniami. Należą do nich nacięcia serca poddane przykurczowi w roztworze TTC, które mocno zniekształcają tkankę i uniemożliwiają im leżenie płasko do planymetrii; nierówna grubość plastrów podczas obróbki próbki; oraz słaba jakość obrazu, która utrudnia dokładne wyznaczenie granicy zawału. W ostatnich latach wprowadzono kilka modyfikacji technicznych do procesu przygotowywania próbek, takich jak użycie akrylowych macierzy serca4 lub półzamrożenie serca w celu ułatwienia krojenia3. Chociaż te modyfikacje znacznie zwiększyły praktyczność cięcia tkanek, konwencjonalne podejście nadal opiera się na obrazowaniu grubych przekrojów serca, często generując zmienną i nieoptymalną jakość obrazu5, z niewystarczającym kontrastem kolorów, który może wprowadzać znaczną subiektywność do pomiaru zawału6. Ponadto konwencjonalna metoda wymaga użycia tkanki całego serca, co uniemożliwia wielozadaniowe analizy tych samych próbek tkanek, takie jak współbarwienie białek regulacyjnych w celu identyfikacji kluczowych kaskad sygnalizacyjnych zaangażowanych w przeżywalność serca. W rezultacie często wymagane są znaczne liczby zwierząt, aby odpowiednio odpowiedzieć na różne pytania badawcze.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia5, opracowaliśmy protokół odpowiedni do mikroskopowego obrazowania barwienia TTC. Metoda ta łączy etapy barwienia "perfuzja + zanurzenie" z kriosekcją tkanki serca na cienkie plastry, zoptymalizowane do obrazowania za pomocą mikroskopu świetlnego. Chociaż metoda ta została niedawno zgłoszonaw 7, uważamy, że szczegółowe procedury eksperymentalne poprawiają jej praktyczność i dostępność. Ponadto, ponieważ mikroskopowa metoda TTC generuje obrazy o wysokiej rozdzielczości składające się z wielu warstw przekroju serca, opracowaliśmy solidny, oparty na kolorach półautomatyczny algorytm, aby sprostać czasochłonnemu charakterowi analizy dużych zbiorów obrazów. Obecna metoda umożliwia szybkie wykrywanie obszarów zawału oraz ilościowe określenie globalnego rozmiaru zawału w ciągu kilku minut.

Ogólnie rzecz biorąc, przedstawiony tutaj protokół stanowi cenne narzędzie, umożliwiając badaczom efektywne wdrożenie tej metody z łatwością i dokładnością.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez LANUV Nadrenii-Westfalii w Niemczech i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi ARRIVE oraz Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Cały niezbędny sprzęt i chemikalia są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Utworzenie systemu retroperfuzji Langendorffa

UWAGA: System składa się z dwugangowego, trójdrożnego zaworu zaworu połączonego z kaniulą aortową wykonaną z tępego igły 20-gauge oraz dwoma portami infuzyjnymi: jednym do roztworu płuczącego (port soli fosforanowej PBS) i drugim do infuzji TTC (port TTC). Zmieniając kierunek trójkierunkowego zaworu, perfuzjat może być dostarczany do serca zamiennie.

  1. Przymocuj urządzenie poziomo na szalce Petriego o średnicy 150 mm, używając kawałka taśmy klejącej, aby zapobiec niepożądanemu ruchowi podczas kolejnych etapów.
  2. Ustaw czubek kaniuli tak, aby znajdował się 1 mm powyżej dołu, ustawiając go z poziomem korzenia aorty, gdy serce jest ułożone płasko.
  3. Wstępnie napełnij system lodowatym PBS, używając strzykawki 10 mL przez port PBS.
  4. Przygotuj świeży roztwór barwienia (1% TTC rozpuszczone w PBS); wymagana jest minimalna objętość 6 mL na każde serce.
    UWAGA: Staranie się o staranie jest zazwyczaj uważane za niebezpieczne i wymaga ostrożnego obchodzenia, ponieważ może powodować łagodne podrażnienia skóry, poważne podrażnienia oczu oraz jest szkodliwe w przypadku wdychania. Utylizacja odpadów i pozostałości zgodnie z wymogami władz lokalnych.
  5. Użyj strzykawki o pojemności 3 mL, aby wstępnie napełnić port TTC roztworem barwiącym.
  6. Upewnij się, że nie ma niezamierzonych pęcherzyków powietrza w organizmie, ponieważ mogą one powodować potencjalne zatorowce powietrzne, które utrudniają dalsze zabarwienie. W większości przypadków w systemie widoczne są pęcherzyki powietrza; gdy są obecne, usuń je, wyjmując i uzupełniając PBS, delikatnie stukając w trójstronny zaworek w pozycji pionowej kaniuli.
  7. Uformuj luźny, półkwadratowy węzeł za pomocą jedwabnego szwu 6-0 i umieść go na dalszym końcu kaniuli do późniejszego unieruchomienia korzenia aorty.

2. Przygotowanie próbki serca

UWAGA: W tym badaniu użyto myszy C57BL/6J (20-25 g). Eksperymentalny zawał mięśnia sercowego (MI) wywoływano przez chirurgiczne podwiązanie lewej przedniej arterii zstępującej (LAD) przez 30-60 minut, jak opisano poniżej. Metodologia indukcji MI była wcześniej opisanaw 8 latach i nie jest szczegółowo opisana w tym manuskrypcie. O ile nie zaznaczono inaczej, próbki serca pobrano 24 godziny po zakażeniu infarktu.

  1. Wyjmij mysz z klatki i uśpij ją przez zwichnięcie szyjki szyjnej pod głęboką znieczuleniem izofluranowym (3%, v/v).
    UWAGA: Wszystkie procedury eutanazji muszą być odpowiednio udokumentowane i zgłoszone, w tym powód eutanazji oraz zastosowana metoda, zgodnie z lokalnymi przepisami.
  2. Przenieś uśpione zwierzę na stół operacyjny i zabezpiecz wszystkie cztery kończyny taśmą klejącą.
  3. Usuń skórę z okolic środkowej części brzucha do środkowej części przedniej łapy za pomocą kleszczy mikro-rozcinających i nożyczek.
  4. Wykonaj 2-cm poprzeczne nacięcie w ścianie mięśnia brzucha, tuż poniżej przepony, aby umożliwić kolejną torakotomię.
  5. Rozchyl przeponę cienkimi nożyczkami, aby odsłonić serce, a następnie wykonaj obustronne nacięcia przez skórę, mięśnie i żebra, aby otworzyć jamę piersiową.
  6. Przytnij przeponę obustronnie i całkowicie odsłoń serce, podnosząc mostek.
  7. Natychmiast nalej 20 ml lodowatego PBS na powierzchnię serca, aby zatrzymać bicie serca.
  8. Wyciąć serce wraz z otaczającymi tkankami (płuca i przełyk) i przenieść masę tkanek do 50 ml zlewki zawierającej lodowato zimne PBS na około 1 minutę, aby pozwolić uspokoić się biciu serca.
  9. Przenieś serce na szalkę Petriego o średnicy 150 mm i przyciąć korzeń aorty z tkanki łącznej pod mikroskopem binokularnym za pomocą cienkich kleszczy i nożyczek.
  10. Delikatnie usuń grasicę i odsłoń wznoszącą się aortę.
  11. Przytnij korzenie aorty, rozcinając tkankę łączną.
  12. Podnieś kikut aorty cienką pęsetą i zamontuj go na kaniuli, która jest już podłączona do aparatu perfuzyjnego napełnionego roztworem barwiczym PBS i TTC. Użyj cienkiej pęsety, aby ustabilizować ścianę korzenia aorty podczas zakładania.
  13. Zabezpiecz aortę za pomocą wcześniej uformowanego luźnego węzła na kaniuli. Dokładnie obejrzyj kaniulę i serce podczas retro-perfuzji PBS. Wypełnienie serca można wizualnie potwierdzić przez wypuklenie komory wraz ze wzrostem objętości PBS wchodzącej do serca.
  14. Pozostawić tkanki pozasercyjne (płuca i przełyk) na miejscu, aby podtrzymać serce w naturalnej i odpowiedniej pozycji.

3. Barwienie TTC

  1. Po zabezpieczeniu kanulacji przykryj serce wilgotną bibułką.
  2. Rozpocznij płukanie serca podłączoną strzykawką 10 mL napełnioną lodowatym PBS w tempie 2-3 mL/min przez 3 minuty, aż wypływ serca się oczyści. Zapewnia to, że w sercu i układach wieńcowych pozostaje tylko minimalna ilość krwi. W tym etapie unikaj nadmiernego nacisku podczas perfuzji, ponieważ może to prowadzić do pęknięcia zawału komory.
  3. Zbadaj serce pod mikroskopem binokularnym, aby upewnić się, że nie ma wycieku w korzeniu aorty i że prawidłowo się napompuje pod ciśnieniem perfuzyjnym.
  4. Obróć trójdrożny zaworek w stronę roztworu TTC i powoli ws�dź 1 mL roztworu barwiącego przez port TTC przez 30 sekund.
  5. Ponownie zaparz 1 ml roztworu TTC po 5 minutach i powtórz ten krok jeszcze raz po kolejnych 5 minutach (10 minut po pierwszym wlewie TTC). Do 3-krotnego wlewu przez 15 minut potrzebne jest łącznie 3 ml roztworu TTC.
  6. Skondensuj powierzchnię serca pod mikroskopem obuocznym. W tym momencie powinno być już wyraźne rozróżnienie między żywotnym mięśniem sercowym (głęboko czerwony) a martwiczą tkanką (jasnoszarą).
  7. Usuń wszystkie tkanki niesercowe za pomocą cienkich nożyczek i przenieś zabarwione serce do stożkowej probówki o pojemności 15 ml zawierającej 3 ml roztworu TTC.
  8. Umieść stożkową rurkę w temperaturze 4 °C na noc na drugą rundę barwienia przez zanurzenie.

4. Przygotowanie bloków tkankowych

  1. Wyjmij serce z stożkowej rurki i ostrożnie wysusz je bibułką. W tym momencie przebarwienie w żywotnym mięśniu sercowym staje się bardziej wyraźne, a nieprzeperfowane mięsień sercowy (obszary nasierdziowe i potencjalnie wsercowe obszary) również wykazują jasnoczerwone przebarwienia.
  2. Napełnij stępioną, zakrzywioną kaniulę 20 stosem do optymalnej temperatury cięcia (OCT) za pomocą strzykawki o pojemności 1 mL.
  3. Wyciąć zastawkę trójkątną cienkimi nożyczkami i wprowadzić kaniulę do prawej komory.
  4. Wypełnij komorę związkiem OCT (około 50-80 μL) i zatrzymaj wlew, gdy zaobserwuje się cofnięcie.
  5. Odsłonić zastawkę mitralną i wprowadzić kaniulę przez lewy przedsionek oraz zastawkę mitralną do lewej komory.
  6. Delikatnie wstrzyknij do jamy związek OCT (około 80 μL) i zatrzymaj wlew, gdy zauważysz wypływ z aorty.
  7. Przygotuj małą cylindryczną kapsułkę (o średnicy 1 cm) wykonaną z folii aluminiowej i napełnij ją 300 μL związku OCT.
  8. Ostrożnie umieść serce w torebce w pozycji wierzchołkowej w dół i ustawij je pionowo. Z widoku z góry wierzchołek nie powinien nadmiernie wystawać na boki.
  9. Zanurz kapsułkę w roztworze 2-metylobutanu wstępnie schłodzonym do -30 °C do -40 °C.
  10. Pozostawić próbkę w roztworze przez 5-10 minut, aby zastygła przed utworzeniem bloku tkankowego.
  11. Oznacz blok tkankowy i przechowuj go w temperaturze -80 °C do dalszej analizy histologicznej.

5. Kriosekcja i fiksacja

  1. Zamontuj blok tkanek na kriostatze za pomocą pasty OCT.
  2. Włóż uchwyt do kriostatu i ustaw temperaturę na około -24 °C.
  3. Przetnij blok tkanki, aż wierzchołek stanie się widoczny.
  4. Ustaw grubość przekroju na 50 μm i zbieraj co drugi fragment, co daje odstępy 100 μm między przekrojeniami.
    UWAGA: Unikaj fałdowania tkanek podczas kriosekcji. Jest to w dużej mierze minimalizowane przez wypełnianie pustych komor związkiem OCT (patrz kroki 4.4-4.6).
  5. Ułóż kolejno wyrównane fragmenty na szkiełkach mikroskopu szklanego, umieszczając po osiem elementów na każdej szkiełce. Łącznie oczekuje się 80 sekcji, czyli 10 slajdów na każde serce.
  6. Susz zjeżdżalnie suszarką do włosów na najniższym ustawieniu, korzystając z przepływu powietrza w temperaturze pokojowej (nie jest potrzebne ogrzewanie) przez około 10 minut.
  7. Zanurz szkiełka w komorze barwiącej wypełnionej roztworem Zamboniego (utrwalacz zawierający 2% paradehydu i 0,4% kwasu pikrynowego, w/v).
    UWAGA: Utrwalacz Zamboniego może wywołać reakcję alergiczną skórną i podejrzewa się wywołanie wad genetycznych oraz rakogenezy. Utylizacja odpadów i pozostałości zgodnie z przepisami lokalnych władz.
  8. Ustaw tkankę serca w temperaturze 4 °C na noc. To długotrwałe utrwalenie zapewnia, że powierzchnia tkanki serca pozostaje wolna od pęcherzyków powietrza powstałych podczas procesu fiksacji.
  9. Po utrwaleniu wyjmij szkiełka z utrwalacza i przepłucz je trzykrotnie PBS.
  10. Zamontuj zamki na medium montażowym i przykryj sekcje pokrywkami. Po tym kroku slajdy sercowe są gotowe do akwizycji obrazu.
  11. Przechowuj próbki w pudełku na szkiełki w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Ponieważ osady formazanowe są nierozpuszczalne w wodzie, barwienie można zachować przez lata bez utraty intensywności.

6. Obrazowanie i przetwarzanie

  1. Załóż mikroskop świetlny z obiektywem 1,25x i uruchom oprogramowanie CellSens do obrazowania.
  2. Ustaw sekcję serca w centrum pola widzenia.
  3. Dostosuj czas naświetlania, ostrość i balans bieli w aparacie w zależności od potrzeb.
  4. Zrób zdjęcia każdej sekcji i zapisz wszystkie obrazy z tego samego serca w dedykowanym folderze.
  5. Skopiuj skrypt R (Plik Uzupełniający 1) na platformę RStudio i uruchom zautomatyzowany algorytm oparty na R, aby ocenić MI. Algorytm oblicza planymetryczne rozmiary zawału dla każdego kawałka i oblicza całkowitą objętość zawału dla całego serca.
  6. Eksportuj zbiór danych do pliku Excel i analizuj dane w razie potrzeby.
  7. Zaimportuj wszystkie obrazy każdego serca do platformy ImageJ do późniejszej rekonstrukcji 3D.
  8. Ułóż wszystkie obrazy w spójnej, sekwencyjnej kolejności, korzystając z menu wyskakującego na platformie ImageJ.
  9. Stwórz konstrukcję 3D za pomocą funkcji wykresu powierzchniowego.
  10. Otwórz okno Volume Viewer i dostosuj wszystkie parametry do projekcji 3D.
    UWAGA: Metodologia immunohistochemii9 oraz filmy dotyczące konwencjonalnego barwienia TTC 4,5 zostały wcześniej opisane i nie są uwzględnione w tym manuskrypie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kluczowe kroki związane z wykonaniem mikroskopowego barwienia TTC zostały zilustrowane na Rysunku 1. Po dwóch rundach barwienia TTC na powierzchni serca widoczny stał się wyraźny wzór dziurków. Kolejne cięcia całego serca w odstępach 100 μm dały około 80 przekrojów tkanek, z miejscem wiązania zlokalizowanym około 60. przekroju. W każdej sekcji głębokie czerwone barwienie żywotnych kardiomiocytów (viaCM) było wyraźnie odróżnialne od żółtej martwicze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zawał mięśnia sercowego (MI), będący wydłużoną niedokrwistością mięśnia sercowego, pozostaje poważnym globalnym problemem zdrowotnym, ponieważ uszkodzenie niedokrwienne często zaburza kręczliwą funkcję serca niezbędną do skutecznego krążenia krwi. W ciągu ostatnich kilku dekad poświęcono znaczące wysiłki na identyfikację interwencji lub związków zwiększających odporność serca na stres niedokrwienny1. Chociaż badano alternatywne punkty końcowe zastępcze, takie jak uwalnianie enzymu

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają konkurujących ze sobą interesów finansowych.

Podziękowania

Badanie to zostało sfinansowane przez FoKo 23/2013 oraz Instytut Badań nad Sercowo-Naczyniem Düsseldorf (CARID).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,25x celOlympusPlanApo 1.25X/0.04Obrazowanie
Strzykawki 10 mLB. Braum4617100VRetroperfuzja
2,3,5-tryfenyltetrazolowy chlorekMilipore1.08380.0100Chemikalia
Kanniula 20 GBD305895Retroperfuzja
3  mL strzykawkiB. Braum4617022VRetroperfuzja
Zaworek 3-drożnyB. Braum16494CRetroperfuzja
Aquamount BDH362262HCyrosekcja
RównowagaOhausNie maWażenie chemikaliów
Mikroskop binokularowyLeicaMZ6Kanulacja
C57BL/6JJanvierNie maZwierzęta
KameraOlympusUC30Obrazowanie
Folia pokrywczaEprediaBB02400500A113MN20Cyrosekcja
KriostatLeicaM850Cyrosekcja
Woda destylowana podwójnieMiliporeNie maChemikalia rozpuszczające
Nożyczki do drobnego rozcinaniaAESCULAPBC702RNarzędzia chirurgiczne
Drobne kleszcze mikro-rozcinająceAESCULAPFM001RNarzędzia chirurgiczne
Szkiełka mikroskopowe szkiełkaEngelbrecht11102Cyrosekcja
ImageJNIH1,54gPrzetwarzanie obrazowania
IzofluranPiramal14150097146754Chemikalia
IzopropanolRoth  0733.1Chemikalia
Mikroskop świetlnyOlympusBX61Obrazowanie
Mikro-rozcinające kleszcze F.S.T11152-10Narzędzia chirurgiczne
Złożenie OCTSakura4583Chemikalia
Szalka PetriegoTherno Scientific172931Retroperfuzja
Fosforanowa sól fizjologicznaRoth9143.1Chemikalia
RstudioOprogramowanie Posit2024.09.0Przetwarzanie obrazowania
Szew jedwabnyF.S.T18020-60Retroperfuzja
OprogramowanieOlympusCellSens V3.2Obrazowanie
Nożyczki do rozcinania ze stali nierdzewnejAESCULAPBC257RNarzędzia chirurgiczne
Rozwiązanie ZamboniegoMorfisto12773.0050Chemikalia

Bibliografia

  1. Bolli, R., Becker, L., Gross, G., Mentzer, R., Balshaw, D., et al. Myocardial protection at a crossroads: the need for translation into clinical therapy. Circ Res. 95 (2), 125-134 (2004).
  2. Murphy, E., Steenbergen, C. Mechanisms underlying acute protection from cardiac ischemia-reperfusion injury. Physiol Rev. 88 (2), 581-609 (2008).
  3. Bohl, S., Medway, D. J., Schulz-Menger, J., Schneider, J. E., Neubauer, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (6), H2054-H2058 (2009).
  4. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. J Vis Exp. (180), e62942(2022).
  5. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. (65), e3896(2012).
  6. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  7. Ding, Z., et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 14 (1), 25214(2024).
  8. Zhu, H., et al. IL-6 coaxes cellular dedifferentiation as a pro-regenerative intermediate that contributes to pericardial ADSC-induced cardiac repair. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 44(2022).
  9. Zhu, H., et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 13 (2), 137-150 (2023).
  10. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N Engl J Med. 357, 1121-1135 (2007).
  11. Li, C., Chen, M., Zhang, D., Xu, T., Wang, Z. Cardiac injury induced by obstructive jaundice: a comprehensive review. Perioper Precis Med. 28 (1), 28-38 (2025).
  12. Chang, X., et al. ß-tubulin contributes to Tongyang Huoxue decoction-induced protection against hypoxia/reoxygenation-induced injury of sinoatrial node cells through SIRT1-mediated regulation of mitochondrial quality surveillance. Phytomedicine. 108, 154502(2023).
  13. Li, Z., Hu, B., Zou, X. Research advances in understanding the role and mechanism of pyroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. Perioper Precis Med. 2 (2), 52-63 (2024).
  14. Ouyang, W., et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 12, 1598314(2025).
  15. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  16. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 321 (6), H1056-H1073 (2021).
  17. Lujan, H. L., Janbaih, H., Feng, H. -Z., Jin, J. -P., DiCarlo, S. E. Myocardial ischemia, reperfusion, and infarction in chronically instrumented, intact, conscious, and unrestrained mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 302 (12), R1384-R1400 (2012).
  18. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Myocardial infarct size and area at risk assessment in mice. Exp Clin Cardiol. 17 (4), 268-272 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Barwienie TTCzawa mi nia sercowegokriosekcjonowanieobrazowanie mikroskopoweniedokrwienie sercakwantyfikacja wielko ci zawa uperfuzja wie cowarekonstrukcja 3Danaliza tkanki serca
Mikroskopowy test chlorku 2,3,5-trifenyltetrazolu do dokładnej i wiarygodnej analizy uszkodzeń mięśnia sercowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.