Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

733 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68621

⸱

3 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

W tym artykule

Podsumowanie

Unikalna metoda chirurgicznej resekcji raka płaskonabłonkowego jamy ustnej powstałych w jamie ustnej została przedstawiona tutaj.

Streszczenie

Obecnie pierwszym wyborem leczenia najczęstszej formy raka płaskonabłonkowego głowy i szyi (HNSCC), czyli raka płaskonakomórkowego jamy ustnej (OSCC), jest resekcja chirurgiczna, a następnie terapie dostosowane do ryzyka, takie jak chemioradioterapia. Jednak wraz z obecnym standardem opieki oraz pojawieniem się nowych metod, takich jak blokada punktów kontrolnych, ogólne przeżycie dla zaawansowanych, Liczba nawracających chorób pozostaje wysoka, a przewiduje się, że częstość występowania raka głowy i szyi będzie nadal rosła w nadchodzących latach. Dlatego konieczne jest głębsze badanie obecnych standardów opieki, oprócz nowych terapii, aby przenieść potencjalne i obiecujące opcje leczenia pacjentom z HNSCC. Modele przedkliniczne są wykorzystywane do oceny bezpieczeństwa i skuteczności potencjalnych interwencji terapeutycznych. Niestety, obecne modele przedkliniczne nie oddają w pełni procedury chirurgicznej, którą poddaje wielu pacjentom, ponieważ dotyczą one głównie niechirurgicznych metod leczenia, takich jak radioterapia, chemioterapia czy immunoterapia. Ponadto istniejące modele chirurgiczne są ograniczone dodatkowymi odczynnikami potrzebnymi do wspierania powstawania guzów w miejscach ortotopowych oraz wymogiem mikrochirurgii usuwania guza. Wymaga to opracowania ulepszonych i uproszczonych modeli przedklinicznych do badania terapii oraz uzyskania wglądu w nawroty guzów lokoregionalnych oraz oporności na leczenie. Ten artykuł opisuje nowy, klinicznie istotny syngeneicznie ortopijny model resekcji podcałkowitej myszy, który odzwierciedla standard opieki w OSCC. Model ten upraszcza istniejące modele i prowadzi do mierzalnego nawrotu po chirurgicznym wycięciu guzów błony śluzowej policzkowej. Zastosowanie tego modelu może przynieść cenne informacje na temat nawrotów guza i oporności na leczenie u pacjentów z OSCC. Ustanowienie tego modelu przedklinicznego toruje drogę do dalszych badań nad tym, jak OSCC reaguje na terapie adiuwantowe po resekcji, rejestrując stan guza w klinicznie istotnym momencie, w którym pacjenci zazwyczaj rozpoczynają takie kolejne leczenia.

Wprowadzenie

Nowotwory pochodzące z krtani, gardła, podgardła, jamy nosowej, gruczołów ślinowych oraz jamy ustnej klasyfikowane są jako nowotwory głowy i szyi. Rak płaskonabłonkowy głowy i szyi (HNSCC), który odpowiada za ponad 90% tych przypadków, rozwija się z komórek nabłonka płaskonabłonkowego, które wyłożają te miejsca anatomiczne1. Dokładniej, rak płaskonabłonkowy jamy ustnej (OSCC) to nowotwor ograniczony do okolic jamy ustnej. W 2022 roku rak głowy i szyi był szóstym najczęściej występującym nowotworem na świecie, z szacunkowo 947 000 nowych przypadków na świecie i 482 000 zgonówrocznie.

Resekcja chirurgiczna jest zazwyczaj pierwszą metodą leczenia nowotworów głowy i szyi, w tym OSCC, często następującą po chemioterapii 1,3,4. Chociaż te terapie standardowe mogą być potencjalnie lecznicze w przypadkach lokalnie ograniczonych lub we wczesnym stadium, nadal występuje wysoki wskaźnik nawrotów lokoregionalnych i odległych u pacjentów z OSCC. W rzeczywistości mniej niż dwie trzecie pacjentów z OSCC przeżywa ponad pięć lat i doświadcza istotnych skutków ubocznych 5,6,7. Coraz więcej dowodów wskazuje, że stres pourazowy podczas operacji wywołuje procesy fizjologiczne związane z uszkodzeniem tkanek i gojeniem ran 8,9. Ponadto badania wykazały, że resekcja chirurgiczna przyczynia się do zaburzeń immunologicznych, co z kolei może przyczyniać się do potencjalnego nawrotu10.

Pomimo że większość pacjentów poddawa się chirurgicznej resekcji jako terapii pierwszego wyboru dla OSCC, obecnie istnieje potrzeba odpowiednich przedklinicznych modeli resekcji ortotopowej dla OSCC, które standaryzują ustanowienie guzów i subcałkowitą resekcję oraz zachowują powiązane mechanizmy immunologiczne dla nawrotu guza, aby zapewnić kluczowy kontekst dla badań w tej dziedzinie11, 12,13. Wcześniejsze badania opisujące modele resekcji zwierzęcej obejmowały model resekcji guza piersi 4T1, który był wykorzystywany do badania immunosupresyjnego efektu operacji14. W badaniach w OSCC zgłoszono użycie heterotopowego modelu subtotalnej resekcji guza MOC1-OVA w boku myszy15. W miejscach ortotopowych zastosowanie linii komórkowej HPV oroforyngealnego SCC, mEERL95, zostało wykorzystane do ustanowienia guzów podbrzusznych do modelowania resekcji i nawrotów, podczas chirurgicznego przenoszenia drenażowych węzłów chłonnych do niedoświadczonych myszy w celu dalszych badań16. Zgłoszono również odpowiednie badania ortotopowe badające nawrót z użyciem myszy niedoborczych immunoniebortu.

Oto nowo opracowany protokół dla immunokompetentnego, syngenetycznego, ortotopowego przedklinicznego modelu OSCC polegającego na standardowej operacji przeżycia i nawrotach guza, obserwowany w ciągu tygodnia po resekcji. Procedura ta dodatkowo upraszcza istniejące modele, wykonując usuwanie guzów bez mikrochirurgii oraz stosując linię komórkową nowotworu jamy ustnej myszy (MOC2), która nie wymaga dodawania macierzy komórkowej ani błony podstawnej do ustanowienia guzów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Następująca procedura, a także trzymanie i utrzymanie zwierząt, została przeprowadzona w Centrum Medycyny i Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Teksasu w Houston (UTHealth), we współpracy z instytucjonalnym Komitetem ds. Dobrostanu Zwierząt. Powiązany protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) i jest zgodny z zasadami oraz wytycznymi etycznymi określonymi w polityce US Public Health Service dotyczącej humanitarnej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Prosimy o przestrzeganie wszystkich zasad ustalonych przez lokalny IACUC oraz upewnienie się, że obowiązuje zatwierdzony przez IACUC protokół użytkowania zwierząt (lub jego odpowiednik) przed przystąpieniem do kolejnych sekcji. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Ustalenie ortotopowych guzów błony śluzowej jamy ustnej

UWAGA: W tym konkretnym protokole użyto komórek MOC2 do ustalenia guzów17. Jednak mogą być również stosowane inne linie lub typy komórek. Ilość komórek nowotworowych niezbędnych do utworzenia guzów in vivo zależy od linii komórkowej i powinna być optymalizowana przed szczepieniem przed operacją.

  1. Gdy hodowla komórek nowotworowych osiągnie około 80% zbiegu, należy pozyskać komórki poprzez aspirację i odrzucenie pożywek hodowlanych.
  2. Aby usunąć pozostałe surowicę, płucz komórki solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS) bez magnezu i wapnia, wystarczającą objętością, aby całkowicie pokryć powierzchnię naczynia (np. kolby) przymocowanymi komórkami.
  3. Dodaj 0,05% trypsyny do kolby hodowlanej, aby odpowiednio zakryć dno kolby. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C z 5%CO2 przez około 5 minut w celu odłączenia komórek.
    UWAGA: Czas inkubacji potrzebny (2-15 min) na odłączenie komórek może się różnić w zależności od użytych komórek (czyli linii komórkowej). Jednak długotrwała ekspozycja na trypsynę może szkodzić komórkom. Jeśli potrzebny jest dodatkowy czas na odpowiednie odłączenie komórek, okresowo i uważnie obserwuj komórki.
  4. Po zaobserwowaniu odwarstwienia komórek hartuj z co najmniej dwukrotnie większą objętością niż trypsyna użyta w pełnych nośnikach (np. dla 5 mL trypsyny, hartuj co najmniej 10 mL kompletnego nośnika).
  5. Wiruj zawiesinę ogniwową w 350 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i aspiruj supernatant.
  6. Zawiesij ponownie w zimnym PBS i weź aliquot do liczenia. Powtórz kroki 1.5-1.6 dla dodatkowego mycia, aby usunąć pozostałe media.
  7. Stosując dodatkowy PBS, dostosuj do optymalnego stężenia komórek do inokulacji (czyli 3 x 10 4komórek MOC2 na objętość 30 μL). Trzymaj zawiesinę komórkową na lodzie do momentu użycia.
  8. Znieczulony mysz za pomocą izofluranu w 1%-3%, uzupełnionego 1,5 l/min tlenu w komorze małego zwierzęcia.
    UWAGA: Usuwanie owłosienia nie jest konieczne, ale zaleca się na tym etapie, aby lepiej zobrazować miejsce szczepienia i poprawić spójność szczepienia. Jeśli usuwasz na tym etapie, postępuj zgodnie z instrukcjami kroków 3.3-3.5.
  9. Dokładnie wymieszaj zawiesinę komórkową, aby zapewnić równomierne rozmieszczenie komórek i zbieraj ją w strzykawce insulinowej o pojemności 0,3 mL.
  10. Unieruchom uśpioną mysz, chwytając ją za szyję tylną jedną ręką tak, aby przednia strona myszy była skierowana do opiekuna, a głowa skierowana do góry, aby usta były otwarte i dostępne.
  11. Ostrożnie włóż strzykawkę do otwartej jamy ustnej, pod kątem w dół w kierunku lewego dolnego przedsionka żuchwy. Kontynuuj wprowadzanie igły przez dolną błonę śluzową policzków.
  12. Dostarcz 30 μL zawiesiny komórkowej do tego obszaru i ostrożnie wyjmij strzykawkę, utrzymuj tę pozycję przez 5 sekund, a następnie powoli wyjmij strzykawkę, aby uniknąć dalszego zawieszenia komórek po wyjęciu.
  13. Upewnij się, że mysz jest w normalnym stanie fizycznym i behawioralnym po szczepieniu.
  14. Monitoruj wagę myszy i wzrost guza odpowiednio za pomocą wagi i cyfrowych zacisków. Regularnie monitoruj rozwój guza, 2 razy w tygodniu lub zgodnie z określonym protokołem.

2. Przygotowanie materiałów do operacji

UWAGA: Zaleca się, aby obecny był przynajmniej jeszcze jeden chirurg lub asystent chirurgiczny, który pomoże w przygotowaniu i organizacji podczas całego zabiegu, aby zapewnić bezpłodność.

  1. Wybierz czystą salę zabiegową z drzwiami do zamknięcia i ograniczonym ruchem.
  2. Podgrzej nową klatkę, zawierającą czystą, suchą ściółkę i gniazdo ręczników papierowych, stawiając ją częściowo na elektrycznym podgrzewaczu.
  3. Podgrzej sterylizator do koralików do temperatury roboczej (250-265 °C).
  4. Ustaw komorę indukcyjną izofluranu i przenośne urządzenie do znieczulenia z odpowiednim stożkiem nosowym i podłącz do izofluranu, tlenu oraz odpowiedniego systemu do usuwania wody.
    UWAGA: Podczas stosowania komory indukcyjnej znieczulaj myszy przy ustawieniu około 3% izofluranu. Przy użyciu stożka nosowego znieczulaj myszy 1%-2% izofluranem.
  5. Włącz podkładkę chirurgiczną podgrzewaną wodą do 38,9 °C i zabezpiecz źródło izofluranu na końcu podkładki.
  6. Dezynfekuj zamierzoną powierzchnię roboczą i podkładkę chirurgiczną środkiem dezynfekującym, a przestrzeń roboczą czystą podkładką pod stół.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Wybrane narzędzia chirurgiczne i materiały do resekcji guza. (1) Rękawice chirurgiczne, (2) przykrywka, (3) gazi, (4) 0,3 mL strzykawki insulinowej, (5) opaskę ręcznikową, (6) podkładkę do wymazu z alkoholem izopropylowym, (7) ostrze skalpela, (8) skalpel bez ostrza, (9) hemostat Hartmana, (10) kleszcze hemostatyczne Mosquito, (11) nożyczki do mikrosekcji sekcji, (12) kleszcze mikro-rozcinające (13) kleszcze Brown-Adson (14) kleszcze mikro-rozcinających, (15) aplikatory bawełniane, (16) podcinaczka, (17) 4-0 powłokowana szwem vicryl, (18) 0,25% bupivacaine oraz (19) maść lubryrująca do oczu. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

3. Przygotowanie zwierzęcia do operacji

  1. Waż mysz 24 godziny przed zabiegiem, aby określić odpowiednią dawkę znieczulenia i leku przeciwbólowego, zgodnie z określonymi procedurami.
  2. Znieczulenie myszy w komorze indukcyjnej na około 2 minuty, a następnie podanie leków przeciwbólowych co najmniej 30 minut przed operacją. Należy ją podskórnie wstrzykiwać w kark myszy.
  3. Jeśli nie zostało to wykonane wcześniej podczas szczepienia lub jeśli wcześniej usunięte włosy zaczęły odrastać, należy nałożyć niewielką ilość kremu do usuwania włosów za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką bezpośrednio do miejsca usunięcia guza, z odpowiednimi marginesami, aby włosy nie przechodziły do miejsca nacięcia przez cały zabieg.
  4. Pozwól kremowi zastać około 10 sekund i wytrzyj włosy suchą, czystą gazą.
  5. Usuń resztki kremu z miejsca za pomocą gazy zwilżonej solą fizjologiczną lub wodą, a następnie osusz miejsce suchą, czystą gazą.
    UWAGA: Usuwanie owłosienia za pomocą podtrzymywaka elektronicznego jest akceptowalną, choć mniej preferowaną alternatywą, ponieważ skóra wokół głowy i szyi może być cienka i delikatna. Jeśli używasz trymera, unikaj wrażliwych miejsc, takich jak oczy, i utrzymuj luźną skórę napiętą, aby zapobiec niechcianym uszkodzeniom myszy.
  6. Podaj systemowy środek przeciwbólowy podskórnie oraz miejscowo w miejscu nacięcia.
  7. Połóż znieczuloną mysz na poduszce grzewczej, leżąc na plecach tak, że jej przednia strona jest skierowana do góry. Jej nos powinien znajdować się tuż wewnątrz pokrywy stożka nosa.
  8. Nałóż niewielką ilość (czyli wystarczającą, by zakryć oko) sterylnej maści lubrykantnej na każde oko myszy, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas zabiegu.
  9. Używając czystego aplikatora z bawełnianą końcówką, przetrzeć miejsce resekcji 70% alkoholem izopropylowym, a następnie 10% jodem 3 razy, pamiętając o usunięciu jodu po ostatnim przejściu 70% alkoholem izopropylowym.
  10. Nosząc sterylne rękawice i odpowiedni sprzęt ochrony osobistej (szlafrok, osłona na włosy), przygotuj pole sterylne o wymiarach co najmniej 18"X 26"L i rozłóż wszystkie odpowiednie narzędzia i materiały (sterylna gaza bawełniana, sterylne patyczki do higieny, sól fizjologiczna, aplikatory alkoholu izopropylowego, narzędzia chirurgiczne) (Rysunek 1).
  11. Przykryj mysz sterylną zasłoną i wytnij otwór dostępu bezpośrednio nad miejscem resekcji sterylnymi nożyczkami.

4. Chirurgiczne usunięcie ustałych guzów jamy ustnej

UWAGA: Przez cały zabieg chirurg lub asystent powinien sprawdzać oddech i odruch myszy, aby zapewnić odpowiednie natlenienie podczas znieczulenia. Dostosowuj izofluran zgodnie z wytycznymi weterynaryjnymi i polityką instytucji w razie potrzeby.

  1. Używając nowego skalpela chirurgicznego, wykonaj nacięcie podżuchwe tuż poniżej guza i wzdłuż lewej linii szczęki, zajmując długość guza (Rysunek 2A,B).
  2. Ostrożnie użyj hemostatów Hartmana, aby poszerzyć otwór w kierunku guza. W razie potrzeby przetrzyj krew sterylną gazą.
  3. Zlokalizuj guz i użyj kleszczy, aby go utrzymać na miejscu (rysunek 2B).
    UWAGA: Asystent może w tym momencie pomóc przy użyciu kleszczy, aby utrzymać dostęp do miejsca guza (czyli odciągnąć skórę).
  4. Za pomocą nożyczek chirurgicznych przeciń podstawę guza, aby usunąć wszystkie widoczne fragmenty (Rysunek 2C). Przesunąć skórę nad usuniętym miejscem guza i zamknąć nacięcie czterema do sześcioma przerwanymi szwami, używając szwów wicyklowych 4-0 o długości (rysunek 2D).
    UWAGA: Należy uważać, aby nie zabezpieczać szwów zbyt mocno, aby chronić skórę bez dalszego uszkadzania myszy, a także zapobiec ewentualnym uszkodzeniom przy późniejszym usunięciu szwów.
  5. Aby kontynuować kolejne operacje, oczyść powierzchnie narzędzi chirurgicznych alkoholem izopropylowym 70% i umieścić je w podgrzewanym sterylizatorze kulek na 10-15 sekund przed kolejnym użyciem. Ten sam zestaw narzędzi może być używany do przeprowadzania operacji na maksymalnie 5 myszach lub, zgodnie z wytycznymi i praktykami instytucjonalnymi.
    UWAGA: Guzy odcięte mogą być odrzucane lub wykorzystywane do przetwarzania i dalszej analizy (tj. fiksacja do histologii i obrazowania; dysocjacja tkanek oraz barwienie immunologiczne do analizy fenotypowania cytometrii przepływowej, zgodnie ze specyficznymi planami eksperymentalnymi badań18,19 (Rysunek 2E).

figure-protocol-2
Rysunek 2: Guzy jamy ustnej, utworzone przejściowo przez dolną błonę śluzową policzków, można usunąć metodą podżuchwą bez powikłań gojenia. (A) Ustalony guz (czerwona strzałka) w jamie jamy ustnej. (B) Nacięcie podżuchwy odsłaniające guz. (C) Usunięty guz. (D) Zamknięcie rany z wieloma przerwanymi szwami wichrylowymi. (E) Usunięty guz. (F) Schemat podsumowujący szczepienia transoralnego. Obraz utworzony w BioRender. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

5. Opieka po resekcji

  1. Po zamknięciu nacięcia wyłącz przepływ znieczulenia do 0% i kontynuuj tylkoO2 przy 1,5 L/min, aż mysz zacznie odzyskiwać przytomność (mniej niż 5 minut). Jeśli mysz pozostaje nieruchoma i niereagująca po kilku minutach, należy zapoznać się z polityką instytucjonalną dotyczącą interwencji weterynaryjnej.
  2. Delikatnie przenieś mysz do wcześniej podgrzanej klatki. Kontynuuj monitorowanie świadomości i mobilności myszy po operacji. Powinien odzyskać pełną świadomość i sprawność ruchu w ciągu 10 minut.
  3. Codziennie prowadzić monitorowanie pooperacyjne zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i politykami instytucjonalnymi.
  4. Bezpośrednio po operacji zapewnij myszy "miękką" karmę, wkładając granulki namoczone w wodzie w dostępnym pojemniku (np. plastikowej łodzi wagowej) bezpośrednio do klatki. Jeśli nie pojawią się komplikacje, mysz może wrócić do zwykłego pokarmu stałego przy kolejnym rutynowym karmieniu.
  5. Obserwuj myszy dwa razy dziennie przez pierwsze 48 godzin (2 dni) oraz raz dziennie przez minimum 96 godzin (4 dni) po operacji. Następnie wznowij normalny harmonogram monitorowania (czyli 2 razy w tygodniu).
  6. Na 7. dniu po operacji zdejmij szwy pod znieczuleniem i uważaj, by nie przeciąć ani nie uszkodzić myszy.
  7. Kontynuuj monitorowanie myszy, a gdy osiągną swój humanitarny punkt docelowy, uśpiaj zwierzęta w sposób humanitarny zgodnie z zatwierdzonymi kryteriami protokołu eutanazji oraz Amerykańskim Stowarzyszeniem Medyków Weterynaryjnych.
    UWAGA: Istotne dla tej metodologii są statystycznej analizy kinetyki wzrostu guzów oraz przeżycia zwierząt. Dla krzywych przeżycia Kaplana-Meiera przeprowadzono analizy statystyczne z użyciem testu log-rank/Mantel-Coxa za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej. Dla krzywych wzrostu guzów zastosowano test wielokrotnych porównań Šídáka za pomocą dwukierunkowej analizy ANOVA do porównania rozmiarów guzów między grupami nieodciętymi a resekcjonowanymi. Wartości p poniżej 0,05 uznano za istotne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obserwacje z mysiej błony śluzowej policzkowej MOC2
Korzystając z linii komórkowej MOC2, guzy zostały ustanowione w mysiej błonie śluzowej jamy ustnej (rysunek 2A-F). Ustalone guzy pierwotne zostały usunięte z rozmiarem guza 25-36 mm2. Po resekcji myszy zazwyczaj odzyskiwały pełną ruchomość w ciągu 5-10 minut. Myszy były następnie monitorowane w celu opieki pooperacyjnej, aby potwierdzić gojenie i powrót do zdrowia oraz obser...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym artykule opisano prostą procedurę ustanowienia i podcałkowitej resekcji guzów w błonie śluzowej jamy ustnej u myszy. Poprzednie badania również wykazały możliwość wykrycia guzów przez język myszy, błonę śluzową lub dno jamy ustnej do dalszej analizy usuniętych guzów, a także do badania późniejszych nawrotów miejscowych oraz regionalnych i odległych przerzutów, z których każdy ma swoje ograniczenia12,13. Jednak ta nowo opracowana metoda zapewnia wysoc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Prace te zostały sfinansowane przez 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). Dziękujemy również personelowi administracyjnemu, weterynaryjnemu i konserwacyjnemu UTHealth Center for Laboratory Animal Medicine and Care za ich wsparcie i opiekę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,05% trypsynyCorning25-052-Cl0,53 mM EDTA, 1 x [-] wodorowęglan sodu 
Zastrzyk HCl bupiwakainy 0,25%McKesson10772802,5mg/kg-1mg/kg, ID/SC 20-30uL
0,9% chlorek sodu, USPMcKesson1617365 mL/kg, SC, dożylnie 1,5 mL
23 G NeedleBecton, Dickinson and Company [McKesson]402
4-0 Coated VicrylMcKesson100700
Stożkowe lampy o pojemności 50 mLThermo Scientific33965
Chłonne podkładki stołoweVWR115-0684
Alkohol izopropylowy do wymazu alkoholowego 70%Becton, Dickinson and Company [VWR]326895
Worek samouszczelniający autoklaw 5 i frac14; ” x 10"  McKesson960944
RównowagaOhaus [VWR]30253019
Bioclave MiniBenchmark ScientificB4000-M
Szczypce Brown-AdsonROBOZ [VWR]RS-5231
Aplikator z bawełnianym końcówką sterylny 6 caliMcKesson999736
Dulbecco z buforem fófatowym / zmodyfikowanymCytivaSH30028.02[-] wapń, magnez
Ethiqa XRÒ*Fidelis Animal HealthNDC 86084-100-303,25 mg/kg SC
Ogólna zasłonaMcKesson68107
Sterylizator szklanych kulekVWR75999-324
Koraliki szklaneVWR75999-332
Hemostaty HartmanaNarzędzia Nauki Wysokiej [VWR]13003-10
Wysokiej jakości, przenośne urządzenie znieczulająceWeterynaria Patterson07-8915662
Izofluran, unikalna wartośćMcKesson8032504-5% indukcji, 1-3% utrzymania
MedLEDÒ Chrom (reflektory)KLS MartinML-MC7-HT-HK-X21
Kleszcze mikro-rozcinająceROBOZ [VWR]RS-5174
Nożyczki do mikro rozcinaniaROBOZ [VWR]RS-5914
Strzykawki insulinowe monojektyczneCardinal Health [McKesson]8881600145
Kleszcze hemostatyczne przeciw komaromROBOZ [VWR]RS-7100
Krem do włosów Nair Body CreamKościół i Dwight Co., Inc.
Uchwyt na igłyROBOZ [VWR]RS-7154
Roztwór PVP Preparat 10% jod povidonMcKesson911740
SkalpelROBOZ [VWR]RS-9843
Ostrza skalpela Stal węglowa nr 10McKesson862685
Podgrzewana podkładka dla małych zwierzątK& H Pet Products [Amazon]9 x 12 cali 20W
Mała komora myszyWeterynaria Patterson07-893338
Mały stożek nosowyWeterynaria Patterson78909681
Steri-DrapeMcKesson5713
Sterylne poduszki gazowe 2" x2" – 12 SKLEJDukal Corporation [Amazon]REF: 1212
Maść do oczu ze sterylnym lubrykantemMcKesson730979
Rękawice chirurgiczneMcKesson20-2070N
Strzykawka 1ccMcKesson1065984
Cyfrowe zaciski z włókna węglowego do śledzeniaFischer Brand15-077-957
Zestaw trymerówWAHL [Amazon]BravMini

Bibliografia

  1. Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
  2. Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
  3. Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
  4. Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
  5. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
  6. Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
  7. International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
  8. Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
  9. Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
  10. Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
  11. Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
  12. Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
  13. Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
  14. Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
  15. Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
  16. Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
  17. Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
  18. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
  19. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
  20. Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
  21. Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
  22. Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
  23. Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
  24. Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
  25. Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
  26. Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
  27. Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
  28. Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ortotopowa resekcja guzanawr t nowotworuresekcja chirurgicznainokulacja guzaguzy b ony luzowej policzkacytometria przep ywowaimmunohistochemia
Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.