Artykuł metodologiczny

Mysi model niedrożności odpływu żylnego mózgu poprzez obustronne podwiązanie żył szyjnych

847 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68626

⸱

12 września 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten szczegółowo opisuje chirurgiczną metodę indukowania niedrożności odpływu żylnego mózgu u myszy poprzez obustronne podwiązanie wewnętrznych i zewnętrznych żył szyjnych.

Streszczenie

Naczynia limfatyczne odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy płynów i nadzorze immunologicznym w tkankach. Na granicy mózgu opony oponowe opon twardych zawierają naczynia limfatyczne ściśle sąsiadujące z zatokami żylnymi. U ludzi idiopatyczne nadciśnienie śródczaszkowe (IIH) jest związane ze zwężeniem zatok żylnych opony twardej, co sugeruje, że zaburzenia odpływu żylnego mogą wpływać na regulację płynu mózgowego i drenaż limfatyczny opon mózgowych. Aby zbadać tę zależność w kontrolowanych warunkach, opracowaliśmy mysi model niedrożności odpływu żylnego mózgu poprzez obustronne podwiązanie żył szyjnych zarówno wewnętrznych, jak i zewnętrznych (JVL). Ten protokół chirurgiczny jest powtarzalny, nieinwazyjny i osiąga wysoki wskaźnik sukcesu (98,4%) przy oczekiwanych objawach pooperacyjnych, takich jak obrzęk twarzy i mózgu, a także pozaczaszkowa przebudowa naczyń. Dwuwymiarowa wenografia MR w czasie przelotu (2D-TOF), a następnie trójwymiarowa (3D) rekonstrukcja potwierdziła przekrwienie żył w górę rzeki. Model ten umożliwia podłużne badanie konsekwencji upośledzonego odpływu żylnego mózgu na architekturę naczyń mózgowych, przebudowę limfy i usuwanie płynu mózgowego. Manipulując naczyniami na szyi, JVL umożliwia badanie tych procesów bez uszkadzania struktur wewnątrzczaszkowych. Pomimo różnic anatomicznych między gatunkami, JVL zapewnia solidne i przystępne podejście do analizy zależności między odpływem żylnym, drenażem limfatycznym i homeostazą płynów w mózgu.

Wprowadzenie

Opona twarda to najbardziej zewnętrzna warstwa opon mózgowych, która chroni mózg i rdzeń kręgowy. Opona twarda zapewnia wsparcie strukturalne i funkcjonuje jako platforma immunologiczna charakteryzująca się wyspecjalizowanymi sieciami naczyniowymi i zróżnicowanymi populacjami immunologicznymi 1,2. Zatoki żylne opony twardej pobierają krew ze wszystkich żył mózgowych i kierują ją do żył szyjnych 3,4,5. Zatoki żylne opony twardej są blisko sąsiadujące z MLV, z zachowanymi wzorcami między myszami a ludźmi 6,7,8,9,10. MLV przyczyniają się do drenażu płynów mózgowych i zapewniają transport antygenów, makrocząsteczek i komórek odpornościowych z opon mózgowych do węzłów chłonnych szyjnych 2,7,9,11,12.

Zwężenie (zwężenie) zatok żylnych opony twardej powoduje upośledzenie odpływu żylnego do mózgu i jest związane ze stanami neurologicznymi, takimi jak idiopatyczne nadciśnienie śródczaszkowe (IIH) - choroba, która dotyka głównie młode kobiety z nadwagą i charakteryzuje się podwyższonym ciśnieniem śródczaszkowym bez jasnej przyczyny13,14. Pacjenci z IIH mogą być leczeni za pomocą stentowania wewnątrznaczyniowego, które przywraca zarówno fizjologiczny odpływ żylny do mózgu, jak i prawidłowe ciśnienie śródczaszkowe15.

Aby lepiej zrozumieć rolę odpływu żylnego w homeostazie płynu mózgowego i udział MLV w tym procesie, opracowaliśmy mysi model niedrożności odpływu żylnego mózgu poprzez obustronne podwiązanie żył szyjnych zewnętrznych i wewnętrznych. Do tej pory nie opisano mysiego modelu zwężenia zatok żylnych opony twardej, a modele, które prowadzą do niedrożności odpływu żylnego do mózgu, uszkodziły interesujące nas struktury opony twardej 16,17,18. Co więcej, modele JVL wykorzystywane do badania regulacji ciśnienia śródczaszkowego, drenażu płynu mózgowego i przebudowy naczyń opony twardej koncentrowały się przede wszystkim na podwiązaniu samych zewnętrznych żył szyjnych, co skutkowało łagodnymi fenotypami bez istotnych wyników19,20. Wcześniejsze badania wykazały wykonalność podwiązania zarówno żył szyjnych zewnętrznych, jak i wewnętrznych; Jednak opisane protokoły obejmują całkowite przecięcie naczyń po podwiązaniu - krok, który zwiększa miejscową inwazyjność i może zakłócić interpretację wyników fizjologicznych, szczególnie tych związanych z obwodami limfatycznymi, biorąc pod uwagę ścisłe anatomiczne relacje między wewnętrznymi żyłami szyjnymi a limfatycznymi szyjkami macicy na szyi21,22.

W niniejszej pracy opisano udoskonalony protokół chirurgiczny dla JVL w celu wywołania niedrożności odpływu żylnego mózgu u młodych dorosłych samic myszy C57Bl6 / J w wieku 6-8 tygodni. Nasze podejście jest oryginalne, ponieważ łączy podwiązanie żyły szyjnej wewnętrznej i zewnętrznej z systematyczną analizą w wielu punktach czasowych po operacji, co pozwala nam precyzyjnie określić konsekwencje nadciśnienia żylnego dla przebudowy naczyń i usuwania płynu mózgowego.

Protokół

Wszystkie procedury in vivo były zgodne z wytycznymi i polityką instytucjonalną INSERM oraz Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt w Paryskim Instytucie Mózgu (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Przenoszenie i wstępne leczenie zwierząt

  1. Przenieś samice myszy C57Bl6/J w wieku 6-8 tygodni i ważące około 20 g do pomieszczenia doświadczalnego.
    1. Każdej myszy należy podać następujące wstrzyknięcia podskórne za pomocą igieł insulinowych (30-31 G):
      Buprenorfina 0,1 mg/kg (12,5 μg/ml; 200 μl).
      Karprofen 20 mg/kg (50 mg/ml, rozcieńczony w stosunku 1:20 w sterylnym 0,9% NaCl; 200 μl).
      Chlorek sodu 0,9 % (200 μl) do nawodnienia przed znieczuleniem.
  2. Indukcja i podtrzymywanie znieczulenia
    1. Umieść mysz w komorze anestezjologicznej z izofluranem i rozpocznij znieczulenie 3-4% izofluranem przy natężeniu przepływu powietrza 400-500 ml/min.
    2. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5% przy natężeniu przepływu powietrza 140-250 ml/min, dostosowując się do częstości oddechów myszy.
  3. Usuń sierść z szyi myszy w miejscu operacji, najlepiej za pomocą kremu do depilacji.
  4. Włączyć izofluran do znieczulającego maski na nos (ustawienia 1.2.2).
  5. Nałóż żel okulistyczny na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  6. Ułóż mysz w pozycji leżącej, jej grzbiet na sterylnych zasłonach na poduszce grzewczej.
  7. Upewnij się, że głowa myszy znajduje się całkowicie pod znieczulającą maską na nos.
  8. Wyprostuj łapy pod kątem około 90° od osi ciała, aby ułatwić prawidłowe odsłonięcie naczyń szyjnych.
  9. Przyklej tylne łapy w jednej linii z osią ciała, aby zapewnić prawidłowe ułożenie i stabilność podczas zabiegu.
  10. Użyj taśm chirurgicznych, aby ustabilizować łapy.
  11. Upewnij się, że głowa pozostaje w wyprostowaniu; W razie potrzeby delikatnie włóż kleszczyki do ust, aby pomóc utrzymać tę pozycję.
  12. Sprawdź głębokość znieczulenia, szczypiąc ogon lub łapę.
  13. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej i reguluj poduszkę grzewczą, aby utrzymać 37 °C przez cały zabieg.
  14. Zdezynfekuj miejsce operowane.
    1. Nałóż peeling powidonowo-jodowy na miejsce za pomocą sterylnej szmatki.
    2. Spłucz bawełnianymi wacikami nasączonymi NaCl (trzy przejścia).
    3. Osusz obszar i nałóż roztwór jodu powidonu.

2. Faza operacyjna

UWAGA: Cały zabieg wykonywany jest pod lupą lornetkową i lampą oświetleniową. Cały niezbędny sprzęt i narzędzia chirurgiczne do zabiegu są wymienione wraz z użytymi odczynnikami w tabeli materiałów i przedstawione na rysunku 1.

  1. Odsłonięcie żył szyjnych
    1. Wykonaj podłużne nacięcie skóry, około 1,5 cm, za pomocą małych nożyczek chirurgicznych wzdłuż linii środkowej okolicy brzuszno-szyjnej, 5 mm powyżej mostka.
    2. Za pomocą dwóch cienkich kleszczy delikatnie oddziel gruczoły podżuchwowe wzdłuż linii środkowej, aby uzyskać dostęp do leżących poniżej naczyń, a następnie przystąp do rozwarstwienia, aby uwolnić powierzchowne i przedtchawicze warstwy powięzi szyjnej.
    3. Aby poprawić widoczność pola operacyjnego, ostrożnie przemieszcz otaczające tkanki za pomocą małych retraktorów.
      UWAGA: Zacznij od wypreparowania i podwiązania zewnętrznych żył szyjnych, a następnie wewnętrznych żył szyjnych, jak opisano w poniższym planie. Podwiązanie żył szyjnych zewnętrznych najpierw zwiększa przepływ przez IJV, powodując ich rozszerzenie, co ułatwia ich rozwarstwienie.
    4. Rozwarstwienie żyły szyjnej zewnętrznej
      1. Zidentyfikuj zewnętrzne żyły szyjne znajdujące się tuż nad klatką piersiową, bocznie, gdzie leżą powierzchownie.
      2. Ostrożnie wypreparuj każdą żyłę, zaczynając od jej części ogonowej tuż nad klatką piersiową i rozciągając się na około 1 cm w kierunku czaszki.
        UWAGA: Aby to zrobić, delikatnie unieś żyłę za pomocą kleszczy z końcówką, chwytając otaczający tłuszcz, i rozetnij wokół niego za pomocą bardzo cienkich, spiczastych kleszczy.
    5. Rozwarstwienie żyły szyjnej wewnętrznej
      1. Wypreparuj za pomocą cienkich kleszczy powięź, która łączy mięśnie nad tchawicą z mięśniami mostkowo-sutkowymi i omohyoidalnymi.
      2. Użyj retraktorów, aby delikatnie cofnąć mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy bocznie i mięśnie przedtchawicze przyśrodkowo.
        UWAGA: Żyła szyjna wewnętrzna będzie wtedy widoczna w osłonce powięziowej, która zawiera również tętnicę szyjną wewnętrzną, nerw błędny i naczynia limfatyczne szyjki macicy. Żyła szyjna wewnętrzna leży przed innymi strukturami w pochewce powięziowej.
      3. Ostrożnie rozetnij powięź, delikatnie ją ściskając i podnosząc, aby oddzielić żyłę szyjną wewnętrzną od otaczających struktur, jednocześnie minimalizując manipulację tkankami.
        UWAGA: Unikaj bezpośredniego chwytania żyły, ponieważ jest ona niezwykle delikatna - zamiast tego unieś ją za otaczającą powięź. Najlepiej użyć kleszczy z bardzo cienką końcówką do sekcji i półtępych kleszczy, aby utrzymać żyłę na miejscu.
  2. Podwiązanie żyły szyjnej
    UWAGA: Poniższe kroki dotyczą wszystkich czterech naczyń, zaczynając od zewnętrznych żył szyjnych. Należy zapewnić odpowiednie nawodnienie narządów przez cały czas trwania zabiegu, aplikując krople NaCl na pole operowane, szczególnie przed zszyciem nacięcia skóry.
    1. Po wypreparowaniu naczynia delikatnie wsuń ultracienkie kleszcze pod naczynie, aby ostrożnie je odizolować i usunąć pozostałą tkankę łączną.
    2. Chwyć szew pleciony 6.0 (bez igły) za końcówki kleszczy i ostrożnie przełóż go za żyłę szyjną, jednocześnie delikatnie unosząc żyłę za pomocą półtępych kleszczy.
    3. Wykonaj węzeł chirurga, krzyżując końce materiału szwu nad sobą, a następnie zaciśnij, aby zabezpieczyć naczynie.
    4. Wykonaj dodatkowe rzuty, dwa do trzech, aby upewnić się, że węzeł jest mocny.
      UWAGA: Jeśli nie ma pewności co do kompletności początkowego podwiązania, należy umieścić drugą ligaturę na tym samym naczyniu jako środek zapobiegawczy. Ten szew wtórny powinien być umieszczony kilka milimetrów powyżej lub poniżej pierwszego węzła, wzdłuż tej samej osi. Należy pamiętać, że odległość między dwoma węzłami nie jest ściśle znormalizowana, ponieważ nie wpływa znacząco na wynik. Wykonuj ten krok tylko wtedy, gdy jest to konieczne, aby zapewnić całkowitą niedrożność naczynia, jak pokazano na rysunku 2.
  3. Zamykanie tkanek
    1. Umieść wypreparowane tkanki z powrotem w ich pierwotnej pozycji.
    2. Za pomocą kleszczy delikatnie chwyć krawędzie nacięcia skóry, aby wyraźnie je odsłonić.
    3. Upewnij się, że obie krawędzie nacięcia są czyste, wolne od zanieczyszczeń i wyrównane tak ściśle, jak to możliwe.
    4. Trzymać nić do szycia z igłą (niewchłanialny polipropylen 5,0) z uchwytem igły w zaciśniętej części igły.
    5. Wbić igłę na jednym końcu nacięcia, około 3-5 mm od krawędzi. Użyj kąta 90° do powierzchni tkanki, aby uzyskać płynne wprowadzenie.
    6. Przesuń igłę przez tkankę, upewniając się, że przechodzi równomiernie przez obie strony nacięcia.
    7. Zawiąż pierwszy węzeł i delikatnie go zaciśnij, nie dusząc tkanki.
    8. Wykonaj dwa dodatkowe rzuty i upewnij się, że węzeł jest mocny.
    9. Po zaciśnięciu należy przyciąć końce szwu, aby pozostawić około 1-2 mm szwu poza węzłem.
    10. Powtórz procedurę, aby całkowicie zamknąć nacięcie skóry, umieszczając sześć pojedynczych szwów, równomiernie rozmieszczonych w odstępach około 0,25 cm.
      UWAGA: W celu ustanowienia odpowiednich kontroli w projekcie eksperymentalnym, można uwzględnić myszy pozorowane. Zwierzęta te poddawane są identycznemu zabiegowi chirurgicznemu w celu odsłonięcia żyły, ale bez podwiązania (tj. z pominięciem kroku 2.2).

3. Opieka pooperacyjna

  1. Po zabiegu należy umieścić zwierzę w ogrzewanej komorze rekonwalescencyjnej.
  2. Monitorować oddech zwierzęcia poprzez obserwację wzrokową przez 2 minuty co 5 minut, aż do pełnego odzyskania przytomności.
  3. Upewnij się, że zwierzę ma wystarczająco dużo ciepła.
  4. Sprawdź, czy nie ma oznak bólu, takich jak: wygięte plecy, letarg, brak ruchu po otwarciu klatki.
  5. Buprenorfinę podawać podskórnie (0,1 mg/kg; 12,5 μg/ml; 200 μl) co 8-12 h przez 2 dni po zabiegu.
    UWAGA: Jeśli buprenorfina jest niewystarczająca, karprofen do wstrzykiwań podskórnych (5 mg/kg, rozcieńczony 1:80, 200 μl) można dodawać co 12 godzin, począwszy od pierwszego dnia po zabiegu.
  6. Dopiero po przebudzeniu i pełnym wyzdrowieniu zwierzę wraca do klatki wraz z rodzeństwem z miotu.
    UWAGA: Na tym etapie i przez 48 godzin standardowe jedzenie i woda w postaci żelu są umieszczane bezpośrednio w klatce, a nie na stojakach klatek, dzięki czemu myszy mogą wygodnie jeść i pić bez konieczności rozciągania szyi.
  7. Monitoruj dobrostan zwierząt codziennie przez pierwsze 48 godzin po operacji, następnie co 2 dni do 7 dnia, a następnie raz w tygodniu.
    UWAGA: Monitorowanie obejmuje wygląd, naturalne i sprowokowane zachowanie, masę ciała i miejsce operacji, co pozwala na wykrycie bólu, stresu lub pogorszenia klinicznego. Na podstawie tych obserwacji należy podjąć odpowiednie środki, w tym analgezję, leczenie wspomagające lub eutanazję, jeśli to konieczne.

Wyniki

Bezpośrednio po podwiązaniu żyły odcinek naczynia przed miejscem podwiązania ulega widocznemu powiększeniu, podczas gdy dolny odcinek zapada się, wyglądając na płaski i blady z powodu przerwanego odpływu krwi (ryc. 2). Przekierowanie przepływu krwi po pierwszym podwiązaniu powoduje, że trzy pozostałe żyły szyjne nieznacznie rozszerzają się w sposób pulsacyjny.

Zabieg chirurgiczny trwa około 20 minut, gdy jest wykonywany przez przeszkolonego operatora, a wskaźnik przeżycia pooperacyjnego wynosi 98,4% (128/130 myszy). Jednak podczas początkowego wdrożenia wskaźnik powodzenia może być niższy - około 93,8% (122/130) - głównie z powodu ucisku nerwu błędnego (5/130) lub krwotoku naczyniowego (3/130).

Wśród myszy, które przeszły udane operacje JVL i były monitorowane długoterminowo, u 77,5% (86/111) rozwinął się rozlany obrzęk twarzy i głowy, widoczny już jednego dnia po operacji (ryc. 3). Obrzęk stopniowo ustępował, z częściowym ustąpieniem zaobserwowano u 15,3% myszy (17/111) do siódmego dnia i całkowitym ustąpieniem u wszystkich zwierząt do czternastego dnia (0/111).

Porównanie wenografii MR z dwuwymiarowym czasem przelotu (2D-TOF) wykonanej przed i dwa dni po operacji JVL, a następnie przetwarzania końcowego 3D, pokazuje żylne powiększenie żył pozaczaszkowych twarzy przed miejscami podwiązania, co wskazuje na udaną operację (ryc. 4). Pełna metodologia, wraz ze szczegółowymi wynikami i analizami ilościowymi, jest dostępna w El Kamouh et al.23.

figure-results-1
Rycina 1: Narzędzia i odczynniki używane do operacji. (A) Nożyczki Noyes (proste), (B) Nożyczki tęczówki (proste), (C) Kleszczyki do komarów (proste), (D) Zakrzywiona pęseta, (E) Drobno zakrzywiona pęseta, (F) Drobna prosta pęseta, (G) Zwijacze. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rycina 2: Bezpośredni wynik chirurgiczny: Zmiany morfologiczne w żyle szyjnej. (A,B) Reprezentatywne obrazy żyły szyjnej zewnętrznej (EJV) przed (A) i po (B) podwiązaniu, z naczyniem zaznaczonym w czarnej ramce. Po podwiązaniu odcinek naczynia przed miejscem podwiązania jest obrzęknięty (biała strzałka), podczas gdy dolny segment wydaje się bezbarwny i zapadnięty (strzałka) z powodu przerwanego odpływu krwi. Podziałka = 2 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 3: Przebieg obrzęku twarzy po operacji JVL. (A) Reprezentatywne obrazy ilustrujące pooperacyjny obrzęk twarzy u myszy JVL, wyróżnione czerwoną strzałką (lewy panel), pokazujące obrzęk przekraczający normalną szerokość twarzy wskazywaną przez białe strzałki. (B) Częstość występowania rozlanego obrzęku twarzy oceniano podłużnie w wielu punktach czasowych po operacji JVL. Częstotliwość obrzęku osiągnęła szczyt na poziomie 77,5% już 2 godziny po operacji, po czym nastąpił wyraźny spadek do 15,3% w dniu 7 (dps 7) i całkowite ustąpienie w dniu 14 (dps 14). Dane reprezentują obserwacje podłużne 111 myszy poddanych udanej operacji JVL. Podziałka = 1 cm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Rezonans magnetyczny myszy ujawnia powiększenie żył pozaczaszkowych twarzy po podwiązaniu. (A,B) Widok boczny mózgu i żył czaszkowych/pozaczaszkowych przed (A) i 2 dni po operacji JVL (B). Rekonstrukcja 3D została wygenerowana za pomocą 3D-Slicer (https://www.slicer.org) i wykonana przez przetwarzanie końcowe 3D obrazów sekwencji echa wielogradientowego (MGE) i czasu przelotu (TOF) uzyskanych za pomocą skanera 11,7 T. Zwróć uwagę na powiększenie po operacji żył pozaczaszkowych, w tym tylnej żyły twarzowej (pfv), przedniej żyły twarzowej (afv) i żyły szczękowej (mv) łączącej się ze wspólną żyłą twarzową (cfv). Zatoki żylne oponowe: esiowate (SVS). Podziałka = 2 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

W niniejszej pracy metodologicznej opisano procedurę chirurgiczną indukowania niedrożności odpływu żylnego mózgu u myszy poprzez obustronne podwiązanie żył szyjnych wewnętrznych i zewnętrznych. Samice myszy zostały wybrane tak, aby odzwierciedlić płeć i profil wiekowy pacjentów zwykle dotkniętych IIH. Model ten skutecznie indukuje kluczowe cechy kliniczne IIH, takie jak nadciśnienie śródczaszkowe i zatrzymanie płynu mózgowego, podkreślając upośledzenie odpływu żylnego mózgu jako centralną cechę patofizjologiczną choroby i potwierdzając znaczenie tego modelu23. Jednak ze względu na kompensacyjną przebudowę naczyń krwionośnych cechy te są tylko przejściowe. Myszy z JVL nie naśladują zatem patofizjologii IIH i nie odtwarzają długoterminowych konsekwencji przewlekłych zaburzeń żylnych. Stanowią jednak interesujący model do badania procesów przebudowy indukowanych w układzie krwionośnym i limfatycznym w celu przywrócenia prawidłowego przepływu krwi i drenażu płynu mózgowo-rdzeniowego po zmianie odpływu żył mózgowych. Dynamiczne zmiany w fenotypie naczyniowym obserwowane przez kilka tygodni po operacji sprawiają, że myszy JVL są odpowiednim modelem do badania mechanizmów przebudowy naczyń mózgowych i jej wpływu na klirens płynów i nadzór immunologiczny23. Obecny protokół krokowy zapewnia wysoki poziom spójności między eksperymentami, zwłaszcza gdy są wykonywane przez wykwalifikowanych praktyków, co czyni go skutecznym podejściem do badania patofizjologii zaburzeń odpływu żylnego. Ponadto model ten zapewnia możliwości badań podłużnych, umożliwiając naukowcom ocenę postępu i ustąpienia zatorów żylnych.

Główną zaletą i nowością zabiegu chirurgicznego JVL jest jego zdolność do indukowania niedrożności odpływu żylnego mózgu przy zachowaniu integralności struktur naczyniowych opony twardej. W przeciwieństwie do dostępu wewnątrzczaszkowego 16,17,18, technika ta pozwala uniknąć bezpośredniego uszkodzenia opony twardej i związanych z nią naczyń oponowych, umożliwiając wiarygodną analizę dalszych zmian klirensu naczyniowego i płynowego. W porównaniu z innymi technikami leczenia szyjki macicy polegającymi na koagulacji lub podwójnym podwiązaniu, a następnie przecięciu naczynia21,22, metoda ta jest mniej inwazyjna i minimalizuje manipulację tkankami. Unikając kauteryzacji lub nadmiernych manipulacji naczyniem, zmniejsza ryzyko uszkodzenia sąsiednich naczyń limfatycznych szyjki macicy - struktur, które są coraz bardziej rozpoznawane ze względu na ich rolę w drenażu płynu mózgowego i nadzorze immunologicznym.

Operacja pozostaje jednak wymagająca technicznie i wymaga ścisłego monitorowania pooperacyjnego, zwłaszcza w ciągu pierwszych 48 godzin. Jednym z głównych wyzwań jest potrzeba wysokiej precyzji chirurgicznej. Zabieg polega na starannym wypreparowaniu i podwiązaniu zarówno wewnętrznych, jak i zewnętrznych żył szyjnych, unikając przy tym uszkodzenia sąsiednich krytycznych struktur. Niezbędne jest prawidłowe ułożenie zwierzęcia: mysz musi być stabilnie zabezpieczona, z kończynami przednimi wyprostowanymi pod kątem prostym do tułowia i głową utrzymywaną w wyprostowaniu, aby zoptymalizować odsłonięcie szyjki macicy. Żyła szyjna wewnętrzna jest szczególnie delikatna do wyizolowania ze względu na jej bliskość do tętnicy szyjnej, nerwu błędnego i naczyń limfatycznych szyjki macicy. Wymagana jest skrupulatna sekcja, aby uniknąć zagrażających życiu obrażeń. Ucisk lub uszkodzenie nerwu błędnego może spowodować nagłą śmierć z powodu poważnych zaburzeń autonomicznych, a znaczne krwawienie - zwłaszcza z perforacji naczynia - może prowadzić do szybkiego pogorszenia stanu i śmierci, jeśli nie zostanie szybko opanowane. Znieczulenie musi być dokładnie monitorowane przez cały czas trwania zabiegu, przy czym poziom izofluranu musi być dostosowany do częstości oddechów, a temperatura ciała utrzymywana za pomocą poduszki grzewczej. Kluczowe znaczenie ma również odpowiednie nawodnienie, zwłaszcza w przypadku krwawienia śródoperacyjnego. Nie zaleca się stosowania ketaminy, ponieważ jej profil znieczulający jest niestabilny, a czas działania jest źle dostosowany do długości i wymagań zabiegu.

Dodatkowo należy zwrócić uwagę na kilka ograniczeń. Model ten został zwalidowany tylko na młodych samicach myszy C57BL / 6J, a wyniki mogą się różnić w zależności od płci, wieku lub tła genetycznego. Co więcej, niedrożność żył w tym modelu jest pozaczaszkowa, podczas gdy IIH u ludzi obejmuje wewnątrzczaszkowe zwężenie zatoki oponowej. Obserwowany w tym modelu obrzęk twarzy, wynikający z pozaczaszkowego nadciśnienia żylnego, nie występuje u pacjentów z IIH i może ograniczać znaczenie translacyjne niektórych cech obwodowych. Różnice anatomiczne między gatunkami dodatkowo ograniczają bezpośrednią ekstrapolację do fizjologii człowieka. Na przykład u myszy zewnętrzne żyły szyjne w większym stopniu przyczyniają się do drenażu żył mózgowych niż żyły szyjne wewnętrzne u ludzi23. Co więcej, żyły kręgowe odgrywają bardziej znaczącą rolę u myszy niż u ludzi24,25. Wreszcie, drenaż żył mózgowych u ludzi jest w dużej mierze zależny od grawitacji w pozycji pionowej, co wpływa na powrót żylny. U myszy mniejszy rozmiar mózgu i postawa pozioma zmniejszają rolę grawitacji, co w mniejszym stopniu wpływa na wydajność i mechanizm powrotu krwi żylnej z mózgu26.

Niemniej jednak model ten oferuje solidną i unikalną platformę do badania, w jaki sposób upośledzony odpływ żylny mózgu napędza przebudowę naczyń krwionośnych mózgu i układu limfatycznego opon mózgowych, a także zmiany w dynamice płynów mózgowych w czasie. Pomimo ograniczeń w naśladowaniu przewlekłych i anatomicznych aspektów zaburzeń żylnych u ludzi, model JVL jest łatwy do wdrożenia i wysoce powtarzalny, co czyni go cennym narzędziem do badania kluczowych mechanizmów zaangażowanych w regulację przepływu krwi w mózgu i klirens płynu mózgowego.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). Autorzy są finansowani przez następujące źródła: M.-R. El Kamouh, ANR-Lymbrain; M. Spajer, BBT.1300 Venolymphatic i INCA (Institut National du Cancer); Anne-Laure Joly Marolany: NEIMO (FRN) oraz ANR-11-INBS-0006; R. Singabahu: BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale and Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 ml Omnifix 100 SoloB.BraunNr kat. 91611708VSłuży do nawilżania/rozcieńczania
Waga KERN 400-45NKERN & SOHN powiedział:400-45NSłuży do śledzenia wagi zwierząt
Lornetkowy mikroskop stereotaktyczny (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS Leica S6E
Nici plecioneCertyfikat FST18020-60Służy do podwiązania żył
Buprenorfina (Buprecare), 0,3 mg/mlCentravetBUP002 powiedział:Stosowany w analgezji
Kartridż do Inventor 2010 Scavenger (znieczulenie)PHYMEP (Protokół PHYMEP)8438025Używany do znieczulenia
Tkanina MedicompHartmann411029Służy do utrzymywania warunków aseptycznych
Waciki bawełnianeCentravetCOT010 powiedział:Służy do utrzymywania warunków aseptycznych
Zakrzywiona pęseta (wąski wzór, zakrzywiona, ząbkowana)PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 11003-20
Euthasol, 400 mg/mlCentravetEUT003 powiedział:Używany do eutanazji
Drobno zakrzywiona pęseta (kleszcze McPhersona) PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 11063-07
Nożyczki do cienkiej tęczówki proste PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 22002-10 lub nr 14094-11
Delikatna pęseta prosta (kleszcze Dumont Inox Medbio)PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 11254-20
Komora grzewcza VET-TECHPHYMEP (Protokół PHYMEP)HE011 powiedział:Służy do utrzymywania temperatury ciała na poziomie 37 & deg; C
System monitorowania homeotermicznego Thermostar RWD PHYMEP (Protokół PHYMEP)69027Służy do monitorowania temperatury ciała
Strzykawka insulinowa 0,5 ml U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mmBD Microfine TM+Nr kat. 324892 Stosowany w analgezji
Izofluran (Iso-vet), 1000 mg/gCentravetISO005 powiedział:Używany do znieczulenia
Kleszcze do komarów prostePHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 13010-12
Nici polipropynowe nienasiąkliwe 5.0 (Dafilon 5.0)CentravetDAF003 powiedział:Służy do szycia skóry
Nożyczki Noyes proste PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 15012-12
Żel okulistyczny (Ocrygel)CentravetOCR002 powiedział:Służy do ochrony oczu przed podrażnieniami i suchością
Roztwór jodu Povidum (Vetedine), 75 mg/mlCentravetZobacz materiał VET001Służy do utrzymywania warunków aseptycznych
Peeling Povidum 4% (mydło)CentravetPOV008 powiedział:Służy do utrzymywania warunków aseptycznych
Zwijacze (Guthrie)PHYMEP (Protokół PHYMEP)Nr 17021-13
Rimadyl (karprofen), 50 mg/mlCentravetOBRĘCZ RIM012Stosowany w analgezji
Golarka MOSER Niemcy Bioseb powiedział:BIO-1556 powiedział:Służy do golenia futra
Indukcja w małej komorze anestezjologicznejPHYMEP (Protokół PHYMEP)pas de ré fé rence
Roztwór chlorku sodu 0,9% B.BRAUNCentravetZobacz materiał CHL050Służy do nawilżania/rozcieńczania
Ramka stereotaktyczna KOPF PHYMEP (Protokół PHYMEP)Numer katalogowy: 963076ASłuży do pozycjonowania zwierzęcia
Lampa chirurgiczna (ré f: KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS KL 1500 LED
Taśma chirurgicznaCentravetCOL427 powiedział:Służy do zabezpieczania kończyn górnych i dolnych
Igły TERUMO AGANI 26 G x (0,45 x 13 mm) Regularny skos 11°Terumo AN*2613R1Stosowany w analgezji
Ksylazyna (Paxman), 20 mg/mlCentravet221631Stosowany w analgezji

Bibliografia

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in meningeal immunity. Trends Mol Med. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Rustenhoven, J., et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface. Cell. 184 (4), 1000-1016.e27 (2021).
  3. Kılıç, T., Akakın, A. Anatomy of cerebral veins and sinuses. Front Neurol Neurosci. 23, 4-15 (2007).
  4. Balik, V., et al. Variability in wall thickness and related structures of major dural sinuses in posterior cranial fossa: A microscopic anatomical study and clinical implications. Oper Neurosurg. 17 (1), 88-96 (2019).
  5. Walsh, D. R., Lynch, J. J., O' Connor, D. T., Newport, D. T., Mulvihill, J. J. E. Mechanical and structural characterisation of the dural venous sinuses. Sci Rep. 10 (1), 21763(2020).
  6. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  7. Antila, S., et al. Development and plasticity of meningeal lymphatic vessels. J Exp Med. 214 (12), 3645-3667 (2017).
  8. Absinta, M., et al. Human and nonhuman primate meninges harbor lymphatic vessels that can be visualized noninvasively by MRI. eLife. 6, e29738(2017).
  9. Ahn, J. H., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  10. Jacob, L., et al. Conserved meningeal lymphatic drainage circuits in mice and humans. J Exp Med. 219 (8), e20220035(2022).
  11. Louveau, A., et al. CNS lymphatic drainage and neuroinflammation are regulated by meningeal lymphatic vasculature. Nat Neurosci. 21 (10), 1380-1391 (2018).
  12. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  13. Grech, O., et al. Cognitive performance in idiopathic intracranial hypertension and relevance of intracranial pressure. Brain Commun. 3 (3), fcab202(2021).
  14. Markey, K. A., Mollan, S. P., Jensen, R. H., Sinclair, A. J. Understanding idiopathic intracranial hypertension: mechanisms, management, and future directions. Lancet Neurol. 15 (1), 78-91 (2016).
  15. Nicholson, P., et al. Venous sinus stenting for idiopathic intracranial hypertension: a systematic review and meta-analysis. J NeuroInterventional Surg. 11 (4), 380-385 (2019).
  16. Bourrienne, M. -C., et al. A novel mouse model for cerebral venous sinus thrombosis. Transl Stroke Res. 12 (6), 1055-1066 (2021).
  17. Taniguchi, R., et al. A mouse model of stenosis distal to an arteriovenous fistula recapitulates human central venous stenosis. JVS Vasc Sci. 1, 109-122 (2020).
  18. Ding, R., et al. Activating cGAS-STING axis contributes to neuroinflammation in CVST mouse model and induces inflammasome activation and microglia pyroptosis. J. Neuroinflammation. 19 (1), 137(2022).
  19. Atkinson, W., et al. Ligation of the jugular veins does not result in brain inflammation or demyelination in mice. PLoS One. 7 (3), e33671(2012).
  20. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  21. Auletta, L., et al. Original Research: Feasibility and safety of two surgical techniques for the development of an animal model of jugular vein occlusion. Exp Biol Med. 242 (1), 22-28 (2017).
  22. Nyul-Toth, A., et al. Cerebral venous congestion exacerbates cerebral microhemorrhages in mice. GeroScience. 44 (2), 805-816 (2022).
  23. El Kamouh, M. -R., et al. Cerebral venous blood flow regulates brain fluid clearance via dural lymphatics. bioRxiv. , (2024).
  24. Mancini, M., et al. Head and neck veins of the mouse. A magnetic resonance, micro computed tomography and high frequency color Doppler ultrasound study. PloS One. 10 (6), e0129912(2015).
  25. Farrar, M. J., Rubin, J. D., Diago, D. M., Schaffer, C. B. Characterization of blood flow in the mouse dorsal spinal venous system before and after dorsal spinal vein occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (4), 667-675 (2015).
  26. Fitzpatrick, Z., et al. Venous-plexus-associated lymphoid hubs support meningeal humoral immunity. Nature. 628 (8008), 612-619 (2024).
  27. Johnson, J. N., et al. The human craniospinal venous system and its influence on postural intracranial pressure: a review. J Neurosurg. 141 (6), 1484-1493 (2024).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zakrzepica y m zgowychpodwi zanie y y szyjnejdrena limfatycznyhomeostaza p yn w m zgowychnadci nienie wewn trzczaszkowewenografia MRprzebudowa naczyniowalimfatyka opon m zgowych
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły