Artykuł metodologiczny

Zoptymalizowana minimalnie inwazyjna technika przeztwardówkowego wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy

DOI:

10.3791/68631

⸱

25 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Duke University School of Medicine, 2Department of Cell Biology, Duke University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Iniekcje podsiatkówkowe są nieodzowną techniką w przedklinicznym rozwoju terapii chorób fotoreceptorowych i RPE. Opisujemy zoptymalizowaną technikę przeztwardówkowego wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy, która poprawia wskaźniki powodzenia śródoperacyjnego i minimalizuje uszkodzenie siatkówki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Konwencjonalna metoda dostarczania materiału do przestrzeni podsiatkówkowej u myszy polega na podwójnej perforacji siatkówki nerwowej, co powoduje rozległe uszkodzenia chirurgiczne. Prowadzi to do zmienności w późniejszych pomiarach wyników funkcji wzrokowej, takich jak zapisy elektroretinogramu (ERG) lub testy widzenia behawioralnego, które zakłócają oceny skuteczności eksperymentalnych środków terapeutycznych. Aby pokonać te bariery, zoptymalizowaliśmy przeztwardówkową, minimalnie inwazyjną technikę wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy. W tej technice dostęp do sklepienia górnego uzyskuje się za pomocą wykonanego na zamówienie wziernika powiek z drutu wolframowego w celu wykonania peritomii spojówki i tenotomii. Sklerotomię punktową wykonuje się za pomocą diamentowego noża bez penetracji siatkówki, przez którą ostrożnie wprowadza się cienką szklaną igłę pod płytkim kątem. Ładunek jest dostarczany do przestrzeni podsiatkówkowej za pomocą pompy do mikroiniekcji. Optyczna koherentna tomografia (OCT) służy do oceny wielkości i położenia pęcherzyka podsiatkówkowego bezpośrednio po wstrzyknięciu. Porównaliśmy wyniki tej techniki z konwencjonalną metodą transsiatkówkową wykonywaną przy użyciu strzykawki sprężynowej ze sklerotomią igłową 33G. Zapisy ERG wykazały doskonałe zachowanie funkcji siatkówki u myszy, którym wstrzyknięto przeztwardówkowo, porównywalne z myszami kontrolnymi, którym wstrzyknięto nie. Natomiast znaczne zmniejszenie sygnału ERG zaobserwowano w kohortach otrzymujących konwencjonalne wstrzyknięcia. Podsumowując, zoptymalizowaliśmy minimalnie inwazyjną technikę wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy. Wykazaliśmy, że technika ta jest solidną i skuteczną metodą podawania terapii genowej, która minimalizuje anatomiczne uszkodzenia siatkówki i ma minimalny wpływ na funkcję siatkówki. Metoda ta obniża próg rozwoju terapii ukierunkowanych zarówno na nabłonek barwnikowy siatkówki, jak i fotoreceptory w leczeniu szerokiego zakresu chorób siatkówki i plamki żółtej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Iniekcja podsiatkówkowa to zabieg chirurgiczny oka, w którym materiał jest dostarczany do potencjalnej przestrzeni między siatkówką a nabłonkiem barwnikowym siatkówki (RPE). W porównaniu z innymi metodami dostarczania leków do tylnego odcinka, takimi jak iniekcje doszklistkowe lub nadnaczyniówkowe, iniekcje podsiatkówkowe zapewniają najszybszy dostęp zarówno do fotoreceptorów, jak i RPE. W przypadku dostarczania cząsteczek wirusowej terapii genowej, wstrzyknięcie podsiatkówkowe osiąga znacznie wyższe wskaźniki transdukcji fotoreceptorów i RPE, co pozwala na obniżenie miana wirusa i zmniejszenie ryzyka toksyczności wirusowej1. Dodatkowo przestrzeń podsiatkówkowa jest anatomicznie ograniczona, co ogranicza ogólnoustrojowe rozprzestrzenianie się cząstek wirusa i zmniejsza ryzyko odpowiedzi immunologicznej2. U ludzi profil bezpieczeństwa wstrzyknięć podsiatkówkowych jest bardzo korzystny, a struktura i funkcja siatkówki wracają do poziomu wyjściowego w ciągu 1 miesiąca po wstrzyknięciu 3,4. Iniekcje podsiatkówkowe są stosowane w wielu zastosowaniach, takich jak przeszczep komórek macierzystych i dostarczanie leków małocząsteczkowych2, przy czym ich najczęstszym zastosowaniem jest dostarczanie wektorów wirusowych do leczenia chorób siatkówki terapią genową. Stosunkowo niskie miana wirusów, minimalna ekspozycja ogólnoustrojowa oraz wysoka szybkość i swoistość transdukcji związana z iniekcjami podsiatkówkowymi sprawiły, że są one niezastąpioną techniką w polu siatkówki. Iniekcje podsiatkówkowe są z powodzeniem stosowane u pacjentów w leczeniu dziedzicznych zaburzeń siatkówki, w tym barwnikowego zwyrodnienia siatkówki i wrodzonej ślepotyLebera 5,6.

Biorąc pod uwagę jej znaczenie dla tej dziedziny, zdolność do wykonywania iniekcji podsiatkówkowych u myszy ma kluczowe znaczenie dla badań przedklinicznych badających terapie dziedzicznych chorób siatkówki. Jednak obecne metody wstrzykiwań podsiatkówkowych u myszy mają wysoki wskaźnik niepowodzeń i często powodują chirurgiczne uszkodzenie siatkówki, co może ograniczać wiarygodność i spójność funkcjonalnych pomiarów wyników. Tradycyjnie iniekcje podsiatkówkowe u gryzoni wykonuje się przezsiatkówkowo, tak że igła przenika przez przednią siatkówkę, przechodzi przez soczewkę i wchodzi do przestrzeni podsiatkówkowej w wyniku drugiej penetracji siatkówki 7,8 (ryc. 1A). Chociaż procedura ta jest stosunkowo łatwa do wykonania, wprowadza wyraźną niespójność w wynikach eksperymentalnych ze względu na zmienny zakres uszkodzeń chirurgicznych. Jest to szczególnie ograniczające w przypadku badań wykorzystujących behawioralne i funkcjonalne miary wyników widzenia. Ponadto soczewka krystaliczna jest nieproporcjonalnie duża u myszy w porównaniu z ludźmi; To znacznie zwiększa ryzyko uszkodzenia soczewki podczas wstrzyknięcia przezsiatkówkowego, co sprawia, że zwierzę nie nadaje się do oceny funkcjonalnej wzroku4.

Alternatywną opcją jest droga wstrzyknięcia przeztwardówkowego, która pozwala uniknąć tych problemów poprzez dostęp do przestrzeni podsiatkówkowej przy użyciu dostępu tylnego, gdzie igła penetruje twardówkę, naczyniówkę, błonę Brucha i RPE 4,9 (ryc. 1B). Takie podejście minimalizuje uszkodzenia siatkówki, całkowicie unikając penetracji siatkówki. Wiąże się to również ze zmniejszonym refluksem wstrzykiwanego materiału z przestrzeni podsiatkówkowej10, co pozwala na uzyskanie bardziej spójnych wyników i mniejszych kohort eksperymentalnych. Chociaż technika przeztwardówkowego wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy została już wcześniej opisana w literaturze, jej powszechne zastosowanie pozostaje ograniczone ze względu na trudności techniczne, które mogą utrudniać wskaźnik powodzenia4. W tym miejscu opisujemy kilka ulepszeń procedury wstrzyknięcia przeztwardówkowego, które ułatwiają i przyspieszają jej wykonanie, zmniejszają zmienność eksperymentalną i poprawiają wskaźniki powodzenia wstrzyknięć. Ulepszenia te obejmują opracowanie wziernika powiek myszy, przedoperacyjne podawanie atropiny, stworzenie punktowej sklerotomii za pomocą diamentowego noża oraz optymalizację rozmiaru igły i podejścia do wstrzykiwań. Technika ta pozwala uzyskać doskonałe pokrycie transdukcji wirusowej fotoreceptorów i RPE, nie powodując przy tym żadnych skutków chirurgicznych wykrywalnych przez ERG.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Komitetem ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Duke'a oraz Oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką dotyczącą wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Wstrzyknięcie dootrzewnowe w postaci 1 mg/kg atropiny (w całkowitej objętości 50 μl) należy wykonać 30 minut przed wykonaniem wstrzyknięcia podsiatkówkowego. Ten krok znacznie zwiększa wskaźniki sukcesu, zapobiegając potencjalnie śmiertelnym odruchom okołosercowym i okołooddechowym wywołanym przejściowym wzrostem ciśnienia wewnątrzgałkowego podczas wstrzyknięcia11,12.
    UWAGA: Nasza dawka atropiny jest zoptymalizowana dla myszy C57BL/6 i może być konieczne dostosowanie jej do innych szczepów myszy. Nie zaobserwowaliśmy żadnych istotnych różnic między płciami lub wiekiem w dawkowaniu atropiny.
  2. Podczas całego zabiegu trzymaj mysz na ciepłej powierzchni, aby zmaksymalizować komfort zwierzęcia i zmniejszyć rozwój zimnej zaćmy.
  3. Znieczulenie myszy za pomocą 2% wdychanego izofluranu w tlenie (2 l/min) do momentu, gdy zaobserwuje się leżenie, a zwierzę przestanie reagować na szczypanie palców. Nałóż kroplę 0,5% proparakainy na oko w celu znieczulenia miejscowego.
  4. Nałóż kroplę mieszaniny 0,2% cyklopentolanu i 1% fenylefryny na oko, aby rozszerzyć źrenicę do pooperacyjnego obrazowania pęcherzyka podsiatkówkowego przez OCT. Fenylefryna służy również do zmniejszenia krwawienia śródoperacyjnego poprzez zwężenie powierzchownych naczyń krwionośnych13.

2. Sklerotomia

  1. Przed rozpoczęciem zabiegu należy naładować szklaną mikroigłę żądaną objętością roztworu, który ma zostać wstrzyknięty. Przymocować igłę do mikroiniektora z ciśnieniem kompensacyjnym ustawionym na 5 hektopaskali (hPa), aby przeciwdziałać działaniu kapilarnemu. Zazwyczaj używamy objętości 1 μl do wstrzyknięć podsiatkówkowych.
  2. Umieść mysz pod mikroskopem stereoskopowym do preparowania. Użyj 20-krotnego powiększenia dla kroków 2.3-2.6 i 50-krotnego powiększenia dla kroków 2.7-3.5.
  3. W przypadku młodych myszy przed zabiegiem należy wykonać kantotomię boczną, aby zapewnić wystarczający dostęp i wizualizację pola operacyjnego.
  4. Odsłoń górny otwór za pomocą wykonanego na zamówienie miniaturowego wziernika drucianego (ryc. 1C). Unieruchomij wziernik, aby umożliwić wycofanie górnej powieki bez użycia rąk.
  5. Za pomocą kątowych nożyczek Vannas wykonaj nacięcie przylimbalne (~1 mm za rąbkiem) w spojówce górnej i torebce Tenona, aby odsłonić górne 3-4 godziny zegarowe twardówki. Uważaj, aby nie przebić zatoki żylnej zaoczodołowej. Ostrożnie, ale dokładnie usunąć wszelkie pozostałości kapsułki Tenona leżące nad zamierzonym miejscem wstrzyknięcia.
  6. Chwyć przednią krawędź peritomii spojówki i tenotomii za pomocą kleszczy zębatych blokujących i delikatnie opuść gałkę ziemską, aby odsłonić twardówkę górną. Unieruchom zablokowane kleszcze, aby umożliwić inferodukcję bez użycia rąk.
  7. Natychmiast nałóż kroplę zrównoważonej buforowanej soli fizjologicznej (BSS) na oko, aby zapobiec wysuszeniu gołej twardówki. Uważamy również, że pomocne jest powiększenie optyczne wytwarzane przez kroplę BSS.
  8. Za pomocą noża diamentowego wykonaj punktową sklerotomię na godzinie ~12 i ~1-2 mm od rąbka. Ustaw ostrze w płaszczyźnie stycznej w stosunku do twardówki, aby upewnić się, że sklerotomia jest tak mała i płytka, jak to tylko możliwe.
    UWAGA: Odbywa się to z dwóch powodów: (1) mała sklerotomia pozwala na ścisłe dopasowanie szklanej igły, zmniejszając w ten sposób refluks podczas etapu wstrzykiwania, oraz (2) płytka sklerotomia ma kluczowe znaczenie, aby uniknąć penetracji siatkówki. Należy pamiętać, że w miejscu sklerotomii może pojawić się niewielka ilość krwi naczyniówkowej, co nie wiąże się z żadnymi negatywnymi konsekwencjami dla wyniku zabiegu.

3. Iniekcja przeztwardówkowa podsiatkówkowa

  1. Przygotowując się do wstrzyknięcia, użyj gąbki chirurgicznej, aby delikatnie usunąć wszystkie BSS z powierzchni oka.
  2. Trzymaj igłę pod kątem do twardówki i powoli i ostrożnie wprowadzaj końcówkę do sklerotomii, aby uzyskać dostęp do przestrzeni podsiatkówkowej. Aby uniknąć penetracji siatkówki, rób to pod stosunkowo płytkim kątem i na tyle głęboko, aby oczyścić otwór sklerotomii o 0,5-1 mm.
    UWAGA: Skos igły jest ustawiony w dół, aby zminimalizować możliwość porodu naczyniówkowego i zmniejszyć prawdopodobieństwo przebicia siatkówki przez posuwającą się końcówkę igły.
  3. Trzymając igłę w stabilnej pozycji, rozpocząć wstrzykiwanie przy ciśnieniu 500 hPa za pomocą pedału nożnego i utrzymywać nieprzerwane ciśnienie przez 15 sekund.
  4. Aby zakończyć wstrzyknięcie, należy utrzymać ciśnienie wstrzyknięcia, aż igła zostanie całkowicie usunięta ze sklerotomii. Jeśli ciśnienie zostanie przedwcześnie przerwane, gdy igła nadal znajduje się w przestrzeni podsiatkówkowej, duża część wstrzykniętego ładunku może szybko opuścić oko z powrotem do igły poprzez działanie kapilarne.
  5. Po wyjęciu igły należy zauważyć częściowy refluks wstrzykniętego roztworu przez miejsce sklerotomii. Jest to oczekiwane, biorąc pod uwagę, że objętość 1 μl przekracza pojemność przestrzeni podsiatkówkowej nawet u dorosłych myszy. Brak refluksu może wskazywać na nieudane wstrzyknięcie z powodu niezamierzonego podania naczyniówkowego lub doszklistkowego.
  6. Usuń kleszcze blokujące i wziernik powieki z oka. Należy uważać, aby nie wywierać nacisku na kulę, ponieważ może to spowodować dalszy refluks wstrzykiwanego roztworu.
  7. Bezpośrednio po wstrzyknięciu należy nałożyć na oko dużą ilość smarującej maści do oczu, aby umożliwić wizualizację pęcherzyka podsiatkówkowego do14 października.
  8. Zastosuj miejscową maść erytromycyny do oka i zapewnij zwierzęciu ogólną opiekę pooperacyjną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udane wstrzyknięcie przy użyciu tej techniki przeztwardówkowej generuje pęcherzyk podsiatkówkowy widoczny w OCT natychmiast po zabiegu wstrzyknięcia (ryc. 2A). Biorąc pod uwagę wyzwanie techniczne związane z tą techniką, etap obrazowania jest niezbędny do identyfikacji zwierząt, którym udało się wstrzyknąć. Dla badaczy, którzy planują wykorzystać tę technikę do eksperymentów z terapią genową, zalecamy wykonanie ćwiczeń iniekcyjnych z cząsteczkami wirusa związanego z adenowirusem (AAV) przeno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana tutaj technika wprowadza kilka ulepszeń do wcześniej opisanego podejścia do iniekcji przeztwardówkowej4, które zwiększają niezawodność procedury i dodatkowo zmniejszają chirurgiczne uszkodzenie oka. Jednym z takich ulepszeń jest użycie wziernika do cofnięcia górnej powieki, co pozwala na stabilny, nieskrępowany i bezdotykowy dostęp do oka. Wzierniki komercyjne są często słabo zoptymalizowane, nawet dla dorosłych myszy i wręcz niedostępne dla młodocianych. Aby pokonać tę przeszkodę, zaproje...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Johnowi Flannery'emu (Uniwersytet Kalifornijski w Berkeley) za dostarczenie nam wirusa AAV1-Best1-GFP. Otrzymane dofinansowanie: NIH R01 EY031748 (CBR), NIH P30 EY005722 (dla Duke University); Nagroda FFB Free Family AMD Award (CBR); nieograniczony grant z Research to Prevent Blindness (Duke Eye Center); Program Akceleracji Badań Translacyjnych FFB TA-GT-0424-0875-DUKE-TRAP (VA), NIH K08 EY033857 (OA); Nagroda Silnego Start (OA) dla lekarza i naukowca Uniwersytetu Duke'a.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% wtrysk chlorku sodu, USPHospiraPAA130066
1% roztwór okulistyczny siarczanu atropiny, USPAkorn powiedział:NDC 17478-215-05
30° nóż diamentowyKastenaZobacz materiał K2-6560
Podwójny oświetlacz AmScope 6W LED na gęsiej szyiAmScopeLED-11CR
Nożyczki kątowe VannasRoboz powiedział:Złącze RS-5618
Sterylny roztwór do irygacji BSSAlcon289010-0902
Cyklomydryl rozszerzające krople do oczuAlcon0065-0359-020,2% cyklopentolan, 1% fenylefryna
epT.I.P.S. MicroloaderTM Końcówki do pipetEppendorf powiedział:5242 956.003
Mikroiniektor FemtoJet 4iEppendorf powiedział:E5252000021Produkt wycofany
GenTeal Tears lubrykantna maść do oczuAlcon16027802
Szklane igły do mikroiniekcjiNaukowy ClunburyB100-58-5030° skos. Średnica: 50 i mikro; m zewnętrzny, 29 i mikro; m wewnętrzny
Roztwór izofluranuChciwość29405
Mikroskop do obrazowania siatkówki MICRON IV z OCT pod kontrolą obrazuFeniksN/A
Mikroskop stereoskopowy SteREO Discovery.V8Zeiss495015-0001-000
Kleszcze zębate blokujące Stern-CastroviejoKastenaZobacz materiał K5-2552 TGL
Kleszcze zębateRoboz powiedział:Złącze RS-5172
Druty czyszczące wolframowe do igieł o rozmiarze 23sHamilton18306
Włócznie do oczu Ultracell PVABrytyjskie Wyspy Dziewicze (BVI) Medyczn40400-8
Strzykawki insulinowe Ultra-Fine2015 BD3284383/10 ml, 8 mm (5/16"), 31G

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Trapani, I., Banfi, S., Simonelli, F., Surace, E. M., Auricchio, A. Gene therapy of inherited retinal degenerations: prospects and challenges. Hum Gene Ther. 26, 193-200 (2015).
  2. Peng, Y., Tang, L., Zhou, Y. Subretinal Injection: A Review on the Novel Route of Therapeutic Delivery for Vitreoretinal Diseases. Ophthalmic Res. 58, 217-226 (2017).
  3. Simunovic, M. P., Xue, K., Jolly, J. K., MacLaren, R. E. Structural and Functional Recovery Following Limited Iatrogenic Macular Detachment for Retinal Gene Therapy. JAMA Ophthalmol. 135, 234-241 (2017).
  4. Parikh, S., et al. An Alternative and Validated Injection Method for Accessing the Subretinal Space via a Transcleral Posterior Approach. J Vis Exp. (118), e54808(2016).
  5. Testa, F., et al. Three-year follow-up after unilateral subretinal delivery of adeno-associated virus in patients with Leber congenital Amaurosis type 2. Ophthalmology. 120, 1283-1291 (2013).
  6. Ghazi, N. G., et al. Treatment of retinitis pigmentosa due to MERTK mutations by ocular subretinal injection of adeno-associated virus gene vector: results of a phase I trial. Hum Genet. 135, 327-343 (2016).
  7. Bennett, J., Anand, V., Acland, G. M., Maguire, A. M. Cross-species comparison of in vivo reporter gene expression after recombinant adeno-associated virus-mediated retinal transduction. Methods Enzymol. 316, 777-789 (2000).
  8. Muhlfriedel, R., Michalakis, S., Garcia Garrido, M., Biel, M., Seeliger, M. W. Optimized technique for subretinal injections in mice. Methods Mol Biol. 935, 343-349 (2013).
  9. Hejri, A., et al. A non-surgical method for subretinal delivery by trans-scleral microneedle injection. Bioeng Transl Med. 10 (3), e10755(2025).
  10. Sastry, A., et al. Microscope-Integrated OCT-Guided Volumetric Measurements of Subretinal Blebs Created by a Suprachoroidal Approach. Transl Vis Sci Technol. 10, 24(2021).
  11. Blanc, V. F., Jacob, J. L., Milot, J., Cyrenne, L. The oculorespiratory reflex revisited. Can J Anaesth. 35, 468-472 (1988).
  12. Dewar, K. M. The oculocardiac reflex. Proc R Soc Med. 69, 373-374 (1976).
  13. Katzung, B. G. Basic & clinical pharmacology. , 9th ed, Lange Medical Books/McGraw Hill. New York, USA. (2004).
  14. Mai, X., Huang, S., Chen, W., Ng, T. K., Chen, H. Application of Optical Coherence Tomography to a Mouse Model of Retinopathy. J Vis Exp. (179), e63421(2022).
  15. L'Abbate, D., Prescott, K., Geraghty, B., Kearns, V. R., Steel, D. H. W. Biomechanical considerations for optimising subretinal injections. Surv Ophthalmol. 69, 722-732 (2024).
  16. Huang, P., et al. Subretinal injection in mice to study retinal physiology and disease. Nat Protoc. 17, 1468-1485 (2022).
  17. Stockslager, M. A., et al. Optical method for automated measurement of glass micropipette tip geometry. Precis Eng. 46, 88-95 (2016).
  18. Li, Q., Rycaj, K., Chen, X., Tang, D. G. Cancer stem cells and cell size: A causal link. Semin Cancer Biol. 35, 191-199 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

iniekcja przezsk onowatechnika ma oinwazyjnasiatk wka myszyterapia genowa siatk wkicelowanie w fotoreceptorynab onek pigmentowy siatk wkioptyczna koherentna tomografiarejestracja elektroretinogramutransdukcja AAV

Powiązane artykuły