Artykuł metodologiczny

Model myszy dotyczący ciągłego dodatniego ciśnienia w noworodkach oraz precyzyjnej metody cięcia płuc do pomiaru kurczliwości dróg oddechowych

DOI:

10.3791/68643

⸱

13 marca 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, UH Rainbow Babies & Children's Hospital, 2Department of Pediatrics, Case Western Reserve University School of Medicin, 3Department of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 4Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Demonstrujemy nieinwazyjną metodę podawania różnych poziomów CPAP u nieznieczulonych noworodkowych myszy. Technika ta ma częściowo naśladować podawanie CPAP u wielu wcześniaków, aby ocenić jej wpływ na rozwój płuc. Demonstrujemy również wpływ CPAP na kurczliwość dróg oddechowych za pomocą precyzyjnej metody płucnego cięcia.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Siły mechaniczne związane z dodatnim ciśnieniem wsparcia oddechowego stosowanym w intensywnej opiece nad wcześniakami mogą mieć zarówno pozytywne, jak i niezamierzone skutki dla rozwoju płuc. Dodatnie wsparcie ciśnienia poprawia wymianę gazów w płucach, ogranicza niedruchliwość i poprawia systemową tlenację, ale szkodliwe skutki inwazyjnych metod, takich jak wentylacja mechaniczna, na rozwój płuc są również dobrze znane. Jednak istnieją poważne luki w naszym rozumieniu negatywnych skutków mniej inwazyjnych form wentylacji. Tutaj ciągłe dodatnie ciśnienie w drogach oddechowych (CPAP) jest jedną z najczęściej stosowanych metod wsparcia oddechowego, reprezentującą najmniej inwazyjną w spektrum dodatniego ciśnienia. Głównym ograniczeniem w badaniu rozwoju dróg oddechowych u ludzi jest brak modeli dostosowanych do wieku oraz możliwość podawania CPAP małym noworodkowym zwierzętom. Rozwiązaliśmy ten problem, opracowując myszy model noworodkowego CPAP dostarczanego codziennie do przytomnych, nieznieczulonych nowo przytomnych myszy – model wykorzystujący klinicznie istotne poziomy CPAP na etapie rozwoju płuc myszy odpowiadającym wcześniakom, gdy prawdopodobnie otrzymają CPAP na OIOM-ie. Tutaj prezentujemy nasz model CPAP, który zawiera wygodny, specjalnie zaprojektowany system pozwalający nieinwazyjne dostarczać CPAP noworodkowi bez znieczulenia z łatwą regulacją poziomów. Prezentujemy również demonstrację precyzyjnie ciętego cięcia płuc do pomiaru hiperreaktywności dróg oddechowych ex vivo. PCLS jest opisany tutaj, ponieważ zapewnia wygodny funkcjonalny odczyt układu płucnego, co może być technicznie trudne w małych (noworodkowych) modelach zwierzęcych, a także ma szerokie zastosowanie w innych modelach niezwiązanych z CPAP. Pokazujemy dane pokazujące, że CPAP wywołuje hiperreaktywność dróg oddechowych, co może mieć istotne znaczenie kliniczne dla wyboru metody wsparcia oddechowego w intensywnej opiece nad wcześniakami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Problemy związane z układem oddechowym, takie jak bezdech i niedolegliwości układu oddechowego, u wielu wcześniaków wymagają ratujących życie sposobów wsparcia oddechowego, co niestety przyczynia się do zachorowalności niemowląt i przedłużenia pobytu w szpitalu. Dodatkowe wsparcieO2 oraz dodatnie ciśnienie wsparcia oddechowego, w tym wentylacja mechaniczna (MV) oraz mniej inwazyjne CPAP, to powszechne metody wsparcia oddechowego. Jednak głównym krótkoterminowym i długoterminowym problemem dla osób, które przeżyły krytyczny okres przedwcześniaków, pozostaje przewlekła choroba dróg oddechowych 1,2,3,4, objawiająca się przez całe życie świszczącym oddechem/astmą, słabą funkcją płuc oraz zmniejszoną zdolnością do wysiłku. Chociaż szkodliwe skutki suplementacjiO2 i MV były szeroko przypisywane patogenezie dysplazji oskrzelowo-monowej (BPD) oraz długotrwałych chorób oddechowych 5,6,7,8, niektóre dowody sugerują, że nieinwazyjne formy wspomagania oddechowego, takie jak CPAP, mogą również mieć niezamierzone skutki dla rozwijającego się płuca 6,9,10,11,12. Jednak bardzo niewiele wiadomo o niepożądanych skutkach CPAP, głównie ze względu na techniczne wyzwania związane z nieinwazyjnym podawaniem go zwierzętom noworodkowym.

Biorąc pod uwagę ogólnie rosnącą częstość astmy dziecięcej13 oraz zwiększoną przeżywalność wcześniaków po pobytie na OIOM-ie, zrozumienie mechanizmów inicjujących niekorzystne zmiany strukturalne i funkcjonalne niedojrzałych dróg tchawicowych oraz ich wpływ na dożywotnie choroby płuc niezależnie od suplementacjiO2 jest ważną niezaspokojoną potrzebą kliniczną i badawczą. Pojawiające się dowody sugerują, że neonatologiczny CPAP może mieć długoterminowe negatywne skutki dla funkcji dróg oddechowych i przyczyniać się do zaburzeń świszczących, co jest istotne, ponieważ CPAP stał się preferowaną metodą wsparcia oddechowego w wysiłkach zapobiegania toksycznościO2 z dodatkowegoO2. Wyzwania techniczne związane z podawaniem CPAP małym i odpowiednim do wieku zwierzętom noworodkowym hamowały postępy w rozumieniu wpływu CPAP (zarówno korzystnego, jak i szkodliwego) na rozwój płuc. Rozwiązaliśmy ten problem, opracowując pierwszy noworodkowy model myszy CPAP 10,11,12,14,15, dostarczanego codziennie (z różnymi poziomami CPAP przez 3 godziny dziennie) do obudzonych, nieznieczulonych myszy od urodzenia, co pozwoliło na badanie klinicznie istotnych poziomów CPAP na etapie rozwoju płuc porównywalnym z bardzo wcześniakami (~24-28 tygodni płodu), które prawdopodobnie otrzymają CPAP 16.17. Wykonaliśmy badania MRI w modelu noworodkowym na myszy i potwierdziliśmy, że CPAP powoduje inflację płuc11, a CPAP w pierwszym tygodniu poporodowym powoduje długotrwały wzrost reaktywności dróg oddechowych (czyli 2 tygodnie po zastosowaniu CPAP)10,11,12,14, co pokrywa się z świszczącym oddechem u małych dzieci (3-4 lata). Tutaj przedstawiamy szczegółową demonstrację naszego specjalnie zaprojektowanego systemu CPAP dla nowo narodzonych myszy oraz opisujemy wygodną metodę oceny kurczliwości dróg oddechowych za pomocą metody ex vivo precision lung slice (PCLS).

PCLS stanowi doskonałą i wygodną okazję do badania mechanizmów hiperreaktywności dróg oddechowych oraz ich odpowiednich szlaków. Metodą PCLS poszczególne drogi oddechowe są obrazowane w czasie rzeczywistym, aby zmierzyć zwężanie dróg oddechowych w odpowiedzi na działanie oskrzelowego zwężaczacza, takiego jak metachoolina, po wstępnym leczeniu dróg oddechowych specyficznymi inhibitorami receptorów/kanałów. Badania te są ważne dla zrozumienia patofizjologicznych konsekwencji CPAP w przypadku wcześniaków, aby zapewnić celowane i wykonalne interwencje pozwalające na optymalizację niezbędnej opieki klinicznej przy jednoczesnym ograniczeniu potencjalnych konsekwencji na całe życie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty przeprowadza się na myszach w ciąży w czasie ciąży, które są monitorowane codziennie, aby określić dzień narodzin. Myszy są leczone z CPAP lub bez niego w stężeniu 21%O2 przez pierwszy tydzień życia poporodowego. Zazwyczaj płuca są usuwane w przygotowaniu do pomiaru reaktywności AW metodą precyzyjnego cięcia płuc (PCLS) 2 tygodnie po CPAP, choć takie pomiary są możliwe już od 8 dni (bezpośrednio po CPAP) lub w dorosłości. Wszystkie procedury były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi National Institute of Health (NIH) dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Case Western Reserve University.

1. Montaż maski CPAP

  1. Zbuduj indywidualną maskę z przeciętego końca strzykawki 5 mL zawierającej sekcję blokady Luer do podłączenia rurki umożliwiającej dostarczanie powietrza i dodatniego ciśnienia do dróg oddechowych myszy (Rysunek 1A).
  2. Wstępnie wywierć element strzykawki maski, aby zmieścić gwintowany Luer-Lock podłączony do łokcia, złączkę Luer do węża oraz standardową rurkę akwariową (średnica 3/8".
  3. Użyj rurki bocznej, aby umożliwić przepływ powietrza zewnętrznego przez regulowany wyciek w dół strumienia, aby ustawić ciśnienie cofające do płuc myszy, oraz za pomocą specjalnie wykonanego manometru do monitorowania poziomu CPAP w czasie rzeczywistym.

2. Projekt kołnierza

  1. Zrób obrożę z wyciętych opuszków palców małych, standardowych rękawic laboratoryjnych. Użyj go, żeby podłączyć mysz do jednostki maski.
  2. Użyj dziurkacza (1/4 cala), aby zrobić otwór na szczycie wyciętego palca, tworząc jednolity i jednolity otwór, aby pomieścić twarz i głowę myszy.
    UWAGA: Dziurkacz zapewnia jednolity rozmiar maski, ale większe dziurkarki potrzebne są około P4, aby dostosować się do wzrostu myszy.

3. Budowa manometru

  1. Zbuduj manometr z dwóch jednorazowych pipet serologicznych połączonych zakrzywioną rurką akwariową (Rysunek 1A). Upewnij się, że manometr jest w połowie wypełniony wodą zawierającą kroplę kolorowego barwnika, aby ułatwić wizualizację poziomu CPAP.
  2. Podłącz manometr szeregowo z regulatorem przepływu i za nim (przepływ ~600-700 mL/min) oraz maską.

4. Założenie obroży i maski na mysz

  1. Aby założyć obrożę myszy (1 dzień), najpierw umieść ją na otwartym końcu maski, który dzięki ostrożnemu manewrowaniu trzeba rozciągnąć, aby pomieścił twarz i głowę myszy.
  2. Włóż twarz myszy przez otwór w obroży, która delikatnie rozluźnia się z rozciągniętej pozycji na twarz/głowie. W wieku ~4 dni wycinaj małe nacięcia w otworze obroży, aby umożliwić wzrost i większą głowę myszy, choć zaleca się też większy pełny punch.

5. Jednoczesne podanie CPAP wielu myszom

  1. Stwórz system zdolny do dostarczania CPAP do wielu (do 10) noworodkowych myszy, wykorzystując serię regulatorów przepływu i manometrów (rysunek 1B). Zapewnij przepływ powietrza powyżej zwykłego zbiornika z standardowym regulatorem i przepuszczaj go przez regulator przepływu, który zapewnia ogólny przepływ do wszystkich urządzeń CPAP oraz masek i obroży.
  2. Przed bezpośrednim przekazaniem do jednostek CPAP podaj CPAP w zbiorniku z wodą do nawilżenia, a następnie podaj CPAP każdemu zwierzęciu osobno.
    UWAGA: Mysz sterująca otrzymuje maskę, ten sam przepływ powietrza, ale bez ciśnienia zwrotnego ani CPAP.
  3. Wszystkie eksperymenty przeprowadzaj na podkładce grzewczej, z cyrkulacją wody w temperaturze ~38 °C, aby utrzymać stabilną temperaturę ciała.

6. Oś czasu

  1. Codziennie monitoruj ciężarne myszy, aby ustalić datę narodzin, a następnego dnia (P1 dzień wieku) wykonuj pierwszą sesję CPAP przez 2 godziny (rysunek 2), aby zminimalizować czas spędzony z dala od matki karmiącej.
  2. W kolejnych dniach (P2-P7) każda sesja CPAP trwa 3 godziny. Wykonuj CPAP dłużej niż 7 dni, jeśli jest to konieczne, i na dowolnym poziomie CPAP, choć rutynowo stosuje się 7 dni CPAP przy 6 cmH2O.
  3. Następnie ocenić u zwierząt wpływ CPAP na reaktywność dróg oddechowych, bezpośrednio po (P8) zakończeniu CPAP (P7), lub długoterminowe skutki (np. P21 lub dorosłość) za pomocą precyzyjnego przygotowania do cięcia płuc (sekcja 8).

7. Pobieranie tkanek i kurczliwość dróg oddechowych

  1. Pobieranie płuc do technik molekularnych lub fizjologicznych (np. reakcja łańcuchowa polimerazy (PCR), western blots, immunohistochemia, RNASeq, proteomika, metabolomika itp.).
    UWAGA: Głównym celem jest wpływ CPAP na kurczliwość dróg oddechowych, którą można oceniać in vivo (znieczulenie i wentylacja mechaniczna, P21 dni lub dłużej) dla mechaników układu oddechowego lub ex vivo przy użyciu PCLS (P8 dni lub starsze). Ta ostatnia ma duże zalety w badaniu związków lub środków celujących w określone szlaki, które mogą nie być odpowiednie do badań in vivo .

8. Ekstrakcja/przygotowanie całego płuca do metody precyzyjnego cięcia płuc (PCLS)

  1. Uśpić mysz poprzez przedawkowanie znieczulenia (intraperitonealna mieszanka ketaminy/ksylazyny; odpowiednio 100 mg/kg/10 mg/kg), aby przygotować płuca do pomiarów ex vivo reaktywności dróg oddechowych na metacholinę aplikowaną w kąpieli.
  2. Ułóż mysz na plecach do kanilowacji tchawicy za pomocą strzykawki wypełnionej agarozą. Wprowadź kaniulę przez małe nacięcie brzuszne na szyi i przesuń ją o ~3 mm, zanim zostanie zabezpieczona szwem.
  3. Delikatnie wstrzyknij skroploną agarozę (40 °C), aby napompować płuca (0,4 mL dla myszy P8; 0,8 mL dla myszy P21) i umieść mysz w lodówce na 30 minut, aby agaroza ostygła i zżelowała.

9. Sekcjonowanie płuc metodą PCLS

  1. Po ostygnięciu agarozy osadzić płat płuca (wybrany) w 2% agarozy, umieścić na wibromocie, pokroić na sekcje o pojemności 300 μm i zanurzyć w roztworze DMEM + Pen/Strep do inkubacji przez noc (5%CO2, 37°C).
  2. Następnego dnia płuca płuca płuca przepłucz w HBSS i zamontuj je w komorze rejestracyjnej do obrazowania na żywo odpowiedzi dróg oddechowych na wyzwanie metacholinowe.
    UWAGA: Przedstawione wyniki wskazują wyłącznie na leczenie naiwne (kontrolne, tj. brak CPAP) oraz leczenie CPAP, a nie stosuje się agonistów ani antagonistów/inhibitorów.
    1. Wykonaj obrazowanie dróg oddechowych.
      1. Umieść przekroje płuc na specjalnie wykonanej komorze perfuzyjnej i przykryj je cienką, lekką siatką oraz pokrywką, które są przymocowane silikonowym smarem.
      2. Następnie zamontuj komorę rejestrującą plasterek na mikroskopie i perfuzuj (7 mL/min) za pomocą HBSS w temperaturze pokojowej za pomocą pompy perfuzyjnej.
      3. Użyj mikroskopu zamontowanego z kamerą, aby zidentyfikować poszczególne drogi oddechowe. Po początkowym 3-minutowym okresie pomiaru wartości wyjściowych perfuzuj komorę rosnącym stężeniem metacholiny (2 minuty w każdym stężeniu) i nieustannie rejestruj zmiany w powierzchni lumenu dróg oddechowych.
    2. Określ rozmiar dróg oddechowych.
      1. Zidentyfikuj pojedynczy obraz (oprogramowanie ImageJ) drogi oddechowej dla określonego stężenia metacholiny (i wartości wyjściowej) i określ powierzchnię lumenów, wybierając próg regulacji , aby upewnić się, że obszar lumenu jest w pełni uchwycony (rysunek 3A).
      2. Następnie zastosuj te ustawienia do kolejnych obrazów tych samych dróg oddechowych przy różnych stężeniach (tzn. dla danego dróg oddechowych używany jest ten sam próg).
      3. Następnie wybierz obszar lumenów do pomiaru za pomocą narzędzia do śledzenia różdżką (Rysunek 3B) i naciśnij Ctrl + M (Rysunek 3C), aby automatycznie zmierzyć powierzchnię lumenów w pikselach. Powtarzaj to dla każdego stężenia metacholiny; dane są dostępne numerycznie do graficznej reprezentacji z reaktywnością dróg oddechowych wyrażoną jako ułamek bazowego rozmiaru lumenu (Rysunek 3).
    3. Wielkość próby
      1. Wybierz losowo drogi oddechowe i wykonaj odpowiedź na metacholinę na jednym przekroju AW/płuca, choć zazwyczaj można ocenić kilka sekcji na każde zwierzę. Dlatego grupy leczące mogą składać się z wielu dróg oddechowych/zwierząt z różnych miotów.
      2. Kategoryzuj drogi oddechowe na duże (>0,05 mm2) i małe (<0,05 mm2), ponieważ wcześniej ustalono, że CPAP wpływa na drogi oddechowe o różnych rozmiarach.

10. Dostarczanie leków

  1. Analizuj przekroje poddane (lub inkubowane z) siRNA, które celują w określone szlaki przez 48 godzin po wycięciu i sekcji.
    UWAGA: Agoniści i antagoniści specyficzni dla różnych receptorów mogą być również wygodnie aplikowani na ostre części płuc, co jest zaletą sytuacji, gdy takie związki nie są odpowiednie lub bezpieczne do stosowania in vivo .
  2. Alternatywnie, płuca mogą być ustabilizowane (formalinowe) przy standaryzowanych ciśnieniach inflacyjnych (25 cmH2O), zachowane i przygotowane do immunohistochemii oraz barwienia do późniejszej analizy za pomocą mikroskopii konfokalnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Analiza MRI objętości płuc podczas neonatologicznego CPAP
Analiza MRI została wykorzystana do wizualizacji zmian objętości płuc u 3-dniowych, nieznieczulonych, samoistnie oddychających myszy (n = 4 myszy). Objętość płuc rosła wraz ze wzrostem ciśnienia inflacyjnego (np. CPAP) do 9 cmH20(Rysunek 4A). Przedstawione są również reprezentatywne obrazy trzydniowej myszy o prędkościach 0 i 6 cmH2O CPAP (rysunek 4B,C

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

CPAP jest niezbędną metodą wsparcia oddechowego dla wcześniaków z zaburzeniami oddechowymi. CPAP jest nakładany na spontaniczne oddychanie i służy poprawie utlenienia układowego poprzez utrzymanie podwyższonej objętości płuc oraz zapobieganie zapadaniu się płuc i niedrobiazom. W związku z tym CPAP przynosi istotne ratujące życie korzyści i wykazano, że poprawia rozwój pęcherzyków pęcherzykowych, choć korzyści mogą zależeć od nasilenia i czasu trwania CPAP 6,18,19,20.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania były finansowane z grantów National Institute of Health R01 HL177837 oraz R01 HL056470.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 5 mLFisher Scientific149556458
1 mL strzykawkiFisher Scientific309659Wstrzykiwanie agarozy przez kaniulę
Dziurkacz 1/4"McMaster Carr3427A57
Formy osadzające 22 x 22 x 20Fisher Scientific22-19
Druty 23 GFisher Scientific305193Aby przymocować kaniulę do strzykawki, wymagane byłyby inne rozmiary dla wieków innych niż P21 
2 mL pipety serologiczneFisher Scientific13-678-12cDo robienia moanometru
Regulowane zawory nieszczelnościKażdy sklep zoologicznyhttps://www.petco.com/shop/
EN/Petcostore/Product/IMiMag
Tarium-Air-Control-valve
Rurki akwarioweKażdy sklep zoologicznyhttps://www.petsmart.com/fish/
filtry i pompy/powietrze-i-woda
-pompy/górne płetwy-akwarium-liniowe
-tubing-5291863.html
KameraAmscopeMU300
Rurka kaniulowaFisher Scientific427411Dla myszy P21. Inne rozmiary będą potrzebne dla innych grup wiekowych. Rurka powinna dobrze pasować do tchawicy
PokrywkiFisher Scientific12-541-01418 mm x 18 mm
DMEM:F12Invitrogen11039-021
Regulatory przepływuKluczowe instrumentyGS10510AVBDo przepływu powietrza do pojedynczych myszy
PrzepływomierzAvantorMFLX68560-04Dla przepływu powietrza do całego systemu
Gaymar T PumpBraintree ScientificTP-700Do utrzymania temperatury ciała podczas CPAP
Zrównoważony roztwór soli HanksaFisher ScientificMT-20023cvRozcieńcz do 1x do użycia
ImageJNIHDarmowe pobraniehttps://imagej.net/ij/download.html
Lateksowe rękawice rozmiar małyFisher ScientificMF-300-SDo produkcji masek CPAP
Agaroza w niskim punkcie metlinguInvitrogen165200-100
SiatkaAmazonhttps://www.amazon.com/Top-
Przycinanie-Poliester-Końskie Włosie
-sprzedaż/dp/B01AC93LJ0/ref=sr
_1_fkmr2_1?keywords=dritz%2
Bpolyester%2Bhorsehair%2Bbr
aid& qid=1562072725& S=GateW
Ay& sr=8-1-fkmr2& th=1
MetacholinaMilliporeA2251
MikroskopLeicaDMLFS
Długo/anginaInvitrogen15140-148
Pompa perfuzjaAparat Harvarda70-2027
Komora nagraniowaInstrumenty WarneraRC-27Albo coś podobnego
Wielokrotnego użytku poduszka grzewczaBraintree ScientificTP-RDo użycia z pompą T Gaymar
Smar silikonowy (Molykote111)Amazonhttps://www.amazon.com/Molykote
-Składniki smaru-odporne-
Lotność/dp/B0DYDFLXGZ/ref=sr_1
_1_sspa?crid=2D4LQC7SRX07P&
dib=eyJ2IjoiMSJ9.HcWWXlt8ThxcB
eGCZ6iH5jwumyClyFGkW141klcjnn
OH3hc60r0hy53Ji-9HDW0TtH33nJ-
7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelfm wG
aBpsTElSrogzwQv27amBxERmXW
P3eedvi9rAYS1oy_HNesZTAxjTbqku
6PxkC7t24srDUq8mHRpDFor4I0iiRM
j6Ij2TWdlQf07ccTIMJ1l4n90nHxPop
9Nwh77ufMeWY2vu5B3to..j6 0mfWIF
3_PrmciPZhO1EAE6RGiNj16v7l-v
CH1cqec1Y& dib_tag=se& Keyword
s=molykote+111& qid=1743607899
& sprefix=molykote+111%2Caps%2
C102& sr=8-1-spons& sp_csd=d2lkZ
2V0TmFtZT1zcF9hdGY& PSC=1
Sterylne płyty z 6 dołkamiFisher Scientific3516Do hodowli plastrów
Nić sza 3-0Fisher ScientificSP117Do podłączenia kaniuli do tchawicy
Złączki ruroweAparat Harvarda72-1406
Wibratom (elator pelco)Ted Pella11000Lub równoważne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hibbs, A. M., et al. One-year respiratory outcomes of preterm infants enrolled in the nitric oxide (to prevent) chronic lung disease trial. J Pediatr. 153 (4), 525-529 (2008).
  2. Holditch-Davis, D., Merrill, P., Schwartz, T., Scher, M. Predictors of wheezing in prematurely born children. J Obstet Gynecol Neonatal Nurs. 37 (3), 262-273 (2008).
  3. Kwinta, P., Pietrzyk, J. J. Preterm birth and respiratory disease in later life. Expert Rev Respir Med. 4 (5), 593-604 (2010).
  4. Martin, R. J., Fanaroff, A. A. The preterm lung and airway: Past, present, and future. Pediatr Neonatol. 54 (4), 228-234 (2013).
  5. Attar, M. A., Donn, S. M. Mechanisms of ventilator-induced lung injury in premature infants. Semin Neonatol. 7 (5), 353-360 (2002).
  6. Doyle, L. W., et al. Ventilation in extremely preterm infants and respiratory function at 8 years. N Engl J Med. 377 (4), 329-337 (2017).
  7. Sahni, M., Bhandari, V. Invasive and noninvasive ventilatory strategies for early and evolving bronchopulmonary dysplasia. Semin Perinatol. 47 (6), 151815(2023).
  8. Williams, E. E., Greenough, A. Lung protection during mechanical ventilation in the premature infant. Clin Perinatol. 48 (4), 869-880 (2021).
  9. Gustafson, B., Britt, R. D. Jr, Eisner, M., Narayanan, D., Grayson, M. H. Predictors of recurrent wheezing in late preterm infants. Pediatr Pulmonol. 59 (1), 181-188 (2024).
  10. Macfarlane, P. M., et al. Cpap protects against hyperoxia-induced increase in airway reactivity in neonatal mice. Pediatr Res. 90 (1), 52-57 (2021).
  11. Mayer, C. A., et al. CPAP-induced airway hyper-reactivity in mice is modulated by hyaluronan synthase-3. Pediatr Res. 92 (3), 685-693 (2022).
  12. Mayer, C. A., Martin, R. J., Macfarlane, P. M. Increased airway reactivity in a neonatal mouse model of continuous positive airway pressure. Pediatr Res. 78 (2), 145-151 (2015).
  13. Loftus, P. A., Wise, S. K. Epidemiology and economic burden of asthma. Int Forum Allergy Rhinol. 5 Suppl 1, S7-S10 (2015).
  14. Mayer, C. A., et al. Calcium-sensing receptor and CPAP-induced neonatal airway hyperreactivity in mice. Pediatr Res. 91 (6), 1391-1398 (2021).
  15. Reyburn, B., et al. The effect of continuous positive airway pressure in a mouse model of hyperoxic neonatal lung injury. Neonatology. 109 (1), 6-13 (2016).
  16. Amy, R. W., Bowes, D., Burri, P. H., Haines, J., Thurlbeck, W. M. Postnatal growth of the mouse lung. J Anat. 124 (Pt 1), 131-151 (1977).
  17. Berger, J., Bhandari, V. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term mouse models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (12), L936-L947 (2014).
  18. Mamidi, R. R., Mcevoy, C. T. Extending CPAP in stable preterm infants to increase lung growth and development as measured by pulmonary function testing. Semin Perinatol. 49 (5), 152059(2025).
  19. Mcevoy, C. T., et al. Extended continuous positive airway pressure in preterm infants increases lung growth at 6 months: A randomized controlled trial. Am J Respir Crit Care Med. 211 (4), 610-618 (2025).
  20. Mcevoy, C. T., et al. Nasal CPAP increases alveolar number in a rhesus monkey model of moderate prematurity. Eur Respir J. 65 (4), 2400727(2025).
  21. Kollareth, D. J. M., Sharma, A. K. Precision cut lung slices: An innovative tool for lung transplant research. Front Immunol. 15, 1504421(2024).
  22. Koziol-White, C., Gebski, E., Cao, G., Panettieri, R. A. Jr Precision cut lung slices: An integrated ex vivo model for studying lung physiology, pharmacology, disease pathogenesis and drug discovery. Respir Res. 25 (1), 231(2024).
  23. Studley, W. R., Lamanna, E., Nold-Petry, C. A., Qin, C. X., Bourke, J. E. Insights from precision-cut lung slices-investigating mechanisms and therapeutics for pulmonary hypertension. Respir Res. 26 (1), 220(2025).
  24. Belik, J., Jankov, R. P., Pan, J., Tanswell, A. K. Chronic O2 exposure enhances vascular and airway smooth muscle contraction in the newborn but not adult rat. J Appl Physiol (1985). 94 (6), 2303-2312 (2003).
  25. Kuper-Sassé, M. E., et al. Prenatal maternal lipopolysaccharide and mild newborn hyperoxia increase intrapulmonary airway but not vessel reactivity in a mouse model. Children (Basel). 8 (3), 195(2021).
  26. Wang, H., et al. Severity of neonatal hyperoxia determines structural and functional changes in developing mouse airway. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (4), L295-L301 (2014).
  27. Onugha, H., et al. Airway hyperreactivity is delayed after mild neonatal hyperoxic exposure. Neonatology. 108 (1), 65-72 (2015).
  28. Ragionieri, L., et al. Preterm rabbit-derived precision cut lung slices as alternative model of bronchopulmonary dysplasia in preclinical study: A morphological fine-tuning approach. Ann Anat. 246, 152039(2023).
  29. Ressmeyer, A. R., et al. Characterisation of guinea pig precision-cut lung slices: Comparison with human tissues. Eur Respir J. 28 (3), 603-611 (2006).
  30. Lambermont, V. A., et al. Comparison of airway responses in sheep of different age in precision-cut lung slices (pcls). PLoS One. 9 (9), e97610(2014).
  31. Barton, A. K., Niedorf, F., Gruber, A. D., Kietzmann, M., Ohnesorge, B. Pharmacological studies of bronchial constriction inhibited by parasympatholytics and cilomilast using equine precision-cut lung slices. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 123 (5-6), 229-235 (2010).
  32. Vietmeier, J., et al. Reactivity of equine airways--a study on precision-cut lung slices. Vet Res Commun. 31 (5), 611-619 (2007).
  33. Seehase, S., et al. LPS-induced lung inflammation in marmoset monkeys - an acute model for anti-inflammatory drug testing. PLoS One. 7 (8), e43709(2012).
  34. Seehase, S., et al. Bronchoconstriction in nonhuman primates: A species comparison. J Appl Physiol (1985). 111 (3), 791-798 (2011).
  35. Wohlsen, A., et al. The early allergic response in small airways of human precision-cut lung slices. Eur Respir J. 21 (6), 1024-1032 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

CPAP noworodkowywsparcie dodatnim ci nieniemnadreaktywno dr g oddechowychrozw j p ucwsparcie oddechowewymiana gazowa w p ucachwcze niaki
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły