Pobieranie próbek i identyfikacja mikroplastików w wodach gruntowych

Podsumowanie

Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis pobierania próbek wód gruntowych z otworu wiertniczego do analizy mikroplastików, wykorzystując opatentowany system pobierania próbek opracowany w tym celu. Protokół szczegółowo opisuje metody pobierania próbek mikroplastików z otworów wiertniczych, a także separację i identyfikację chemiczną mikroplastików.

Streszczenie

Zanieczyszczenie mikroplastikami w wodach gruntowych pozostaje znacznie niedostatecznie opisane w literaturze naukowej. Niniejszy artykuł przedstawia kompleksowy protokół opisujący metodologię pobierania próbek wód gruntowych z otworów wiertniczych, a także etapy separacji i analizy mikroplastików. Zawiera on szczegółowy opis systemu filtracji próbkowania zaprojektowanego specjalnie do tego celu, wraz ze szczegółową procedurą pobierania próbek. Ponadto prezentuje laboratoryjną analizę cząstek mikroplastiku, w tym ich charakterystykę na podstawie rozmiaru, kształtu, koloru, przezroczystości i struktury chemicznej za pomocą spektroskopii podczerwieni z całkowitą refleksyjnością i transformacją Fouriera (ATR-FTIR) oraz spektroskopii mikro-FTIR. Omawiane są czynniki wpływające na wyniki, a szczególną uwagę poświęca się zapobieganiu skażeniu próbek. Opisana metodologia uwzględnia również wymagania Aneksu do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441 z dnia 11 marca 2024 r., uzupełniającego Dyrektywę (UE) 2020/2184 Parlamentu Europejskiego i Rady. Ten kompleksowy, pisemny protokół, wraz z wideowskazówkami, ma na celu wsparcie rozwoju zsynchronizowanej metodologii monitorowania mikroplastików w wodach gruntowych lub wodzie pitnej. To źródło będzie interesujące dla badaczy mikroplastików na całym świecie.

Wprowadzenie

W ostatnich latach mikroplastiki (MPs) zostały zidentyfikowane jako ważny czynnik zanieczyszczający środowisko. Ze względu na potencjał do wejścia do atmosfery, MP są częścią cyklu wodnego¹. Osadzanie atmosferyczne i spływ powierzchniowy to główne ścieżki, przez które MPs wchodzą do wód powierzchniowych². MP pochodzą z różnych źródeł lądowych i wodnych, przy czym źródła lądowe stanowią 80% ich całkowitej ilości³. Po wejściu do ekosystemów wodnych większość lądowych MP jest transportowana do oceanów rzekami. Pozostali MP przetrwają w środowiskach słodkowodnych, gdzie wody powierzchniowe w gęsto zaludnionych i zurbanizowanych obszarach – charakteryzujących się długim czasem pobytu wody i znaczącym wpływem antropogenicznym – wykazują wyższy poziom zanieczyszczenia MP. Wody powierzchniowe mogą również łączyć się z wodami gruntowymi w korytach rzek, na terenach zalewowych, terenach podmokłych i źródłach⁴.

Chociaż badania prowadzone w środowiskach słodkowodnych stanowiły mniej niż 4% dostępnej literatury w 2018^roku, rosnąca świadomość potrzeby lepszego zrozumienia źródeł MP w środowiskach wodnych przyczyniła się do zauważalnego wzrostu liczby badań skoncentrowanych na systemach słodkowodnych⁶. Chociaż liczba badań nad wodami gruntowymi pozostaje ograniczona, dowody na obecność MP w wodach gruntowych zostały dobrze udokumentowane. Ponieważ wody gruntowe są najważniejszym źródłem słodkiej wody na świecie, zapewniając ponad dwóm miliardom ludzi dostęp do bezpiecznej wody pitnej, wody do użytku domowego, rolniczego i przemysłowego⁷, obecność MP w wodach gruntowych rodzi nowe pytania dotyczące bezpieczeństwa wód gruntowych w^{XXI wieku 8}.

Źródła MP na lądzie mogą być bardzo zróżnicowane, a włókniste MPy z prania tekstyliów stanowią około 35% MP wykrywanych w systemach wodnych⁹. Inne ważne źródła różnych typów MP w środowisku to produkty do pielęgnacji osobistej i kosmetycznej, opony, folie plastikowe rolnicze, sztuczne trawniki i powłoki drogowe, wysypiska, niewłaściwie utylizowane plastiki, opakowania oraz zanieczyszczenia w branży budowlanej ^9,10.

Ze względu na swoje liczne źródła, MP mogą się znacznie różnić pod względem składu chemicznego, koloru, kształtu, gęstości, rozmiaru i innych cech¹¹. Międzynarodowa norma ISO 24187:2023 klasyfikuje MP na dwie kategorie: 1) "duże mikroplastiki": stałe, nierozpuszczalne w wodzie cząstki plastiku o rozmiarach od 1 mm do 5 mm, oraz 2) "mikroplastiki": wszelkie stałe cząstki plastiku nierozpuszczalnego w wodzie o rozmiarach od 1 μm do 1 mm. Cząstki mniejsze niż 1 μm uważa się za nanocząstki¹². Najczęściej spotykane w postaci MP materiały polimerowe to polietylen (PE) i polipropylen (PP), które są najczęściej produkowanymi materiałami polimerowymi¹³.

MP mogą być transportowane do wód gruntowych z gleb i osadów, poprzez interakcje z wodą powierzchniową i morską oraz poprzez procesy uzupełniania/wypuszczania. Podczas tych procesów MP mogą być transportowane do i z wód gruntowych¹⁴. Strefa hiporeiczna (HZ) pełni rolę ważnego interfejsu wymiany między rzeką a płytkowym systemem wód gruntowych¹⁵. Transport MP przez HZ zależy od różnych właściwości cząstek (wielkość, kształt, skład materiału), a także przez pewne czynniki hydrologiczne i geochemiczne, w tym morfologię dna rzeki oraz turbulencję przepływu¹⁵. Związek między średnicą porów a wielkością MP jest kolejnym kluczowym czynnikiem w tych procesach¹⁶, ponieważ MPy o mniejszych wymiarach łatwiej przemieszczają się przez przestrzeń porów od powierzchni do warstw podpowierzchniowych ^15,16.

MP mogą dostać się do wód gruntowych przez strefę nienasyconą¹⁷. Strefa nienasycona stanowi ważne połączenie między powierzchnią lądu a wodami gruntowymi¹⁸. Procesy transportu i zatrzymania MP w strefie nienasyconej zależą od właściwości cząstek, właściwości gleby oraz czynników środowiskowych 17,19,20. Organizmy glebowe, takie jak dżdżownice, kolembolany i roztocza, mogą wpływać na transport MP z powierzchni gleby do głębszych warstw poprzez różne mechanizmy, takie jak przesunięcie, połknięcie, pochłonięcie i przyleganie^21,22. Bezkręgowce mogą pośrednio wpływać na transport mikroplastików poprzez tworzenie makroporów w glebie, które pełnią funkcję szlaków przepływu mikroplastików przez wymywanie²¹.

Głównym problemem dotyczącym obecności MP w wodach gruntowych jest ich trwałość związana z dużą powierzchnią, mniej przyjaznymi dla środowiska procesami degradacji (prowadzącymi do powstawania mikro- a nawet nanocząstek w rozmiarze) oraz silną hydrofobowością¹⁷. Ich utrzymywanie się powoduje potencjalne ryzyko wpływu na jakość wód gruntowych z perspektywy chemicznej i biologicznej. MP mogą chemicznie zanieczyszczać wody gruntowe poprzez wypłukiwanie niezwiązanych monomerów i dodatków, a także absorbowanych chemikaliów ze środowiska (np. hydrofobowe, trwałe zanieczyszczenia organiczne)²³. MP mogą również służyć jako podłoże dla tworzenia biofilmu i wpływać na mikrobiologię wód gruntowych. Biofilmy na MP mogą również zawierać wolnożyjące mikroorganizmy i patogeny²³. Jeśli zostaną połknięte, same cząstki stanowią zagrożenie fizyczne. Im mniejsze rozmiary cząstek, tym większe prawdopodobieństwo, że zostaną one wchłonięte przez komórki lub przekroczą biologiczne bariery organizmów²³.

Badania nad MP w wodach gruntowych są coraz częściej uznawane za kluczowe ze względu na potencjalne zagrożenie, jakie stanowią MP dla zdrowia ludzi. W związku z tym w styczniu 2021 roku weszła w życie zaktualizowana dyrektywa dotycząca pomiaru liczby posłów. Państwa członkowskie UE były zobowiązane do przeniesienia dyrektywy do prawa krajowego i zapewnienia zgodności z jej postanowieniami do 12 stycznia 2023 roku. Niemniej jednak liczba przeprowadzonych do tej pory badań dotyczących posłów pozostaje ograniczona. Obecnie nie istnieje standardowa procedura pobierania próbek i analizy MP w wodach gruntowych. Badania oceniające występowanie fosforów w wodach gruntowych są trudne do porównania, ponieważ wykorzystują różne metody próbkowania i analizy. Dlatego najnowsze badania podkreśliły pilną potrzebę standaryzacji protokołów dotyczących próbkowania i analizy MPs, aby zapewnić zbieranie próbek wysokiej jakości i uzyskać porównywalne wyniki 12,17,24,25.

Pobieranie próbek oparte na filtracji oraz pobieranie próbek chwytanych to dwie powszechnie stosowane metody pobierania próbek wód gruntowych w badaniach MP do tej pory. Filtracja polega na przepuszczaniu wody przez filtry siatkowe, zarówno stalowe wkłady²⁶, jak i sita²⁷, w terenie, aby wychwycić cząstki MP. Główną wadą stosowania wkładów i sitek jest trudność w dokładnym oczyszczeniu ich z resztek, co ogranicza możliwość zapewnienia pełnej analizy próbki i zwiększa ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego. Pobieranie próbek chwytanych, często stosowane w wielu badaniach 28,29,30, to prostsze podejście, w którym woda jest zbierana bezpośrednio za pomocą butelek lub pojemników bez wstępnego oczyszczania. Chociaż są odpowiednie do badań eksploracyjnych, próbkowanie grab nie odzwierciedla dokładnie stężeń MP ze względu na niewielkie objętości próbek.

Niniejsze badanie wprowadza nowo opracowany system pobierania próbek MP z wód gruntowych (Rysunek 1), oparty na filtracji terenowej z wykorzystaniem komercyjnie dostępnych filtrów o konfigurowalnych rozmiarach porów. System umożliwia jednoczesną filtrację wielu próbek oraz obsługuje filtrację kaskadową. Zaprojektowany jako całkowicie zamknięty system, skutecznie zapobiega zanieczyszczeniu próbek środowiskiem. Dostarczony jest szczegółowy protokół pobierania próbek, wraz z wytycznymi wideo oraz procedurami dalszej analizy składu chemicznego i innych cech wykrytych MP. System ma na celu podniesienie jakości, spójności i porównywalności przyszłych badań w tej dziedzinie.

Protokół

1. Przygotowanie otworu do pobierania próbek

UWAGA: Aby zapobiec zanieczyszczeniu w terenie, należy trzymać system filtrujący zamknięty, z wyjątkiem momentów wkładania filtrów lub pobierania próbek. Unikaj używania plastikowych narzędzi i pojemników. Unikaj syntetycznych ubrań (np. polaru); Załóż biały bawełniany fartuch laboratoryjny.

1. Otwórz otwor i usuń wszelkie próbniki, jeśli tam są. Zmierz poziom wód gruntowych za pomocą miernika poziomu.
2. Zapisz współrzędne GPS otworu, datę pobrania, poziom wody oraz inne szczegóły pobierania próbek na kartce danych (Tabela 1).

2. Montaż sprzętu do pobierania próbek

1. Złóż i ostrożnie opuszczaj pompę zanurzalną do studni na pożądaną głębokość. Upewnij się, że wlot pompy znajduje się około 1 m powyżej górnej krawędzi siatki filtracyjnej, aby zapobiec dopływowi osadów i utrzymać optymalny przepływ wody.
   UWAGA: Podczas montażu należy obchodzić się z pompą ostrożnie, aby zapobiec uszkodzeniu przewodów lub elementów mechanicznych.
2. Ustaw system filtrujący bez filtrów i filtrów wsparcia filtrów i ustaw go poziomo.
3. Zamknij główny zawór i otwórz zawór obejściowy.
4. Podłącz wąż do zasobowania wody.

3. Czyszczenie otworu wiertniczego

1. Uruchom pompę zanurzeniową i pozwól wodzie przepływać przez obejście, aby oczyścić otwór. Pompuj co najmniej 3x objętość wody obecnej w otworze lub kontynuuj pompowanie, aż parametry fizykochemiczne się ustabilizują, aby zapewnić pobranie próbek świeżej wody gruntowej.

4. Czyszczenie systemu filtrującego przed pobieraniem próbek

1. Otwórz zawory gałęzi pobierania próbek oraz główny zawór systemu filtracyjnego. Następnie zamknij zawór obejściowy.
   UWAGA: Pozwól wodzie przepływać przez system filtrujący przez odpowiedni czas, aby zapewnić skuteczne płukanie, co może zależeć od szybkości pompowania. Podczas czyszczenia należy zdjąć siatki nośne i filtry filtrów.

 5. Wkładanie filtrów

1. Najpierw otwórz zawór obejściowy, a potem zamknij główny.
2. Otwórz komorę filtra i sprawdź, czy są czyste. Jeśli trzeba, spłuknij wodą ultraczystą.
3. Włóż ekran wsparcia filtra.
4. Przepłucz filtr o pożądany rozmiar porów wodą ultraczystą i umieść go na sitku podtrzymującym filtr.
5. Zamknij komorę filtra.
6. Powtórz ten proces dla wszystkich gałęzi.
   UWAGA: Kilka filtrów o zmniejszających się porach można wstawiać kolejno dla filtracji kaskadowej. Dodatkowe komory filtracyjne z filtrami o tych samych porach co filtry próbkowania mogą być następnie instalowane. Jest to wymagane przez Załącznik Delegowanej Decyzji Komisji (UE) 2024/1441 z dnia 11 marca 2024 r., uzupełniający dyrektywę (UE) 2020/2184 Parlamentu Europejskiego i Rady dotyczącą pobierania próbek MP w wodzie pitnej, która nakazuje stosowanie filtrów 100 μm i 20 μm, a następnie kolejnych zestawów filtrów 100 μm i 20 μm (jako puste elementy do celów kontroli jakości).

6. Zbieranie próbek

1. Odczytać i zapisać wodomierz lub zresetować go do zera.
2. Otwórz główny zawór, zamknij zawór obejściowy i zaznacz czas rozpoczęcia próbki.
3. Monitoruj manometr podczas pobierania próbek, aby upewnić się, że ciśnienie nie przekracza czterech barów, aby uniknąć uszkodzenia urządzenia i minimalizować fragmentację MP.
4. Zatrzymaj pobieranie próbek, gdy planowana objętość wody zostanie przefiltrowana lub gdy filtry zaczną się zapychać, co jest widoczne przez wzrost ciśnienia lub znaczący spadek przepływu.
5. Aby zatrzymać pobieranie próbek, najpierw otwórz zawór obejściowy, a następnie zamknij zawór główny oraz zawory na gałęziach filtrujących.
6. Wyłącz pompę.
7. Zarejestruj czas i końcowe odczyty z wodomierza.
   UWAGA: Aby uzyskać reprezentatywną próbkę wód gruntowych w punkcie pobierania próbek, zaleca się pobieranie próbek z większych objętości, np. co najmniej 1 m³/replikacja.
   Niezbędne jest ciągłe monitorowanie całego systemu pobierania próbek, w szczególności wodomierza i manometru, przez cały proces pobierania próbek. Wzrost ciśnienia wraz ze spadkiem przepływu wody wskazuje, że filtr zaczyna się zapychać. Gdy tak się dzieje, zaleca się wyłączenie systemu i wymianę używanych filtrów na nowe. Poprzez zbieranie próbki przez wiele filtrów w ten sposób, pożądana objętość filtrowanej wody nadal może być efektywnie osiągnięta.

7. Zbieranie filtrów

1. Płucz szklaną miskę Petriego ultraczystą wodą.
2. Otwórz komorę filtra i ostrożnie przenieś filtr utrzymywany w pozycji poziomej do czystej szalki Petriego.
3. Zamknij szalkę Petriego folią uszczelniającą i oznacz ją nazwą próbki oraz datą pobrania.
4. Powtórz ten proces dla wszystkich komor filtrujących (Rysunek 2).
5. Po zebraniu próbki rozłóż system. Zawsze płucz system wodą słodką i wysuszaj przed przechowywaniem.
   UWAGA: Alternatywnie, przechowaj cały komponent komory filtracyjnej systemu filtrującego do dalszego przetwarzania w laboratorium.

8. Separacja mikroplastików od próbek

UWAGA: Aby zapobiec zanieczyszczeniu w laboratorium, przed rozpoczęciem analizy próbek upewnij się, że laboratorium jest oczyszczone z kurzu, zamknij okno i użyj klimatyzacji z filtrem HEPA. Unikaj używania plastikowych narzędzi i pojemników. Szkło należy płukać ultraczystą wodą i sprawdzić pod mikroskopem przed użyciem. Używaj odzieży niesyntetycznej. Noś biały bawełniany fartuch laboratoryjny, aby zminimalizować zanieczyszczenie.

UWAGA: Stereomikroskop musi być wyposażony w aparat i oprogramowanie do analizy obrazu, które umożliwia dokładny pomiar rozmiaru cząstek.

1. Usuń folię uszczelniającą i otwórz szalkę Petriego.
2. Przenieś szalkę Petriego pod stereomikroskop z co najmniej 30-krotnym powiększeniem i szukaj potencjalnie plastikowych cząstek, koncentrując się na cechach takich jak kolor, kształt i inne widoczne cechy.
3. Przenieś każdą cząstkę, która wydaje się plastikowa, zrób zdjęcie i zmierz jej rozmiar. Dla każdej cząstki MP należy ocenić następujące właściwości: rozmiar (cząstki: feretmax lub średnica równoważna powierzchni; włókna: szerokość i długość), kształt (cząstki: fragment, film, pianka, pellet, granula; włókna), kolor oraz skład chemiczny (metodologia opisana poniżej) (Rysunek 3).
   UWAGA: Pamiętaj, że niektórzy posłowie będą łatwo rozpoznawalni po kolorze i kształcie, podczas gdy inni mogą być trudniejsi.
   Główne parametry identyfikacji MP opisano w protokole pobierania próbek MP na powierzchni morza oraz analizie próbek²⁶. Światło polaryzacyjne może być bardzo pomocne w oddzielaniu MP od osadów i cząstek organicznych. Izolując potencjalne cząstki MP od próbek, należy stosować ostrożne podejście, wybierając więcej, a nie mniej cząstek do szczegółowej analizy.

9. Identyfikacja chemiczna mikroplastików

UWAGA: Analiza chemiczna potencjalnych MP może być przeprowadzona dla dużych MP (1-5 mm) za pomocą ATR-FTIR oraz dla małych MP (<1 mm) za pomocą mikro-FTIR. Możliwe są także alternatywne metody, takie jak spektroskopia Ramana.
Oprogramowanie instrumentu FTIR powinno wspierać precyzyjną kontrolę parametrów pomiarowych oraz akwizycję danych spektralnych w czasie rzeczywistym, wraz z zaawansowanymi narzędziami przetwarzającymi, takimi jak korekcja tła i wygładzanie. Musi zawierać kompleksową bibliotekę polimerów oraz umożliwiać wiarygodną identyfikację substancji za pomocą porównań bibliotek spektralnych, aby wspierać dokładną analizę mikroplastików w próbkach środowiskowych, szczególnie w złożonych matrycach, takich jak wody gruntowe.

1. Spektroskopia ATR-FTIR
   1. Przed rozpoczęciem analizy dokładnie wyczyść kryształ ATR i prasator próbek, używając alkoholu 70% i ściereczki wolnej od kłaczków.
   2. Konfiguruj ustawienia pomiaru na typowo 16 skanów z liczbą falową od 4000 do 450 cm ^-1 i rozdzielczością 4 cm ^-1. Następnie zbierz spektrum tła. Umieszczaj cząstki jedna po drugiej na krysztale ATR, wywieraj nacisk i rozpocznij pomiary.
   3. Dopasuj uzyskane widma podczerwieni do tych z bibliotek referencyjnych, aby potwierdzić cząstki jako MP. Zazwyczaj korelacja 70% z widmami bibliotecznymi jest uznawana za wystarczającą do pozytywnej identyfikacji (Rysunek 4).
   4. Eksportuj uzyskane dane do dalszej analizy i raportowania.
2. Spektroskopia mikro-FTIR
   1. Upewnij się, że wszystkie istotne części instrumentu, takie jak stopień, są czyszczone alkoholem i ściereczką bez kłaczków, przed analizą.
   2. Jeśli pobieranie próbek nie zostało przeprowadzone bezpośrednio na powierzchni odpowiedniej dla wybranego trybu pomiaru, takiej jak ATR lub odbicie, umieść potencjalne cząstki plastiku na odpowiedniej powierzchni refleksyjnej, takiej jak membrany pokryte złotem lub aluminium albo szkiełka mikroskopowe.
   3. Wybierz ustawienia pomiaru na sesję, w tym liczbę skanów, zakres spektralny, rozdzielczość oraz nazwę sesji. Zlokalizuj próbkę i wykonaj mozaikowy obraz obszaru, w którym znajdują się wszystkie cząstki.
   4. Do pomiarów odbić najpierw zmierz tło, a następnie zmierz widma podczerwieni potencjalnych cząstek plastiku.
   5. Zidentyfikuj i zaznacz punkty, w których będą mierzone widma podczerwone wybranych cząstek. W razie potrzeby wybierz kilka punktów na każdej cząstce. Po wybraniu wszystkich punktów rozpocznij pomiar.
      UWAGA: Możliwe jest również uzyskanie obrazów w podczerwieni większych obszarów zainteresowania, szczególnie jeśli próbka jest pobierana bezpośrednio na odpowiedniej powierzchni pomiarowej podczerwieni.
   6. Porównaj zebrane widma podczerwieni z tymi z bibliotek referencyjnych. Wybierz wartość progową do ustalenia obecności posłów. Zazwyczaj wystarczy dopasowanie 70% do pozytywnej identyfikacji.
   7. Eksportuj uzyskane dane do dalszej analizy i raportowania.

Wyniki

Pierwszym wynikiem tego protokołu jest baza danych wszystkich MP znalezionych w każdej próbie (Tabela 2), która może być wykorzystana do dalszej analizy ilości MP i jego właściwości (kolor, rozmiar, kształt w składzie materiału).

Głównym celem próbkowania MP i analizy próbek jest określenie ilości cząstek MP na próbkę (Rysunek 5). Dane te można następnie znormalizować na metr sześcienny (^{m 3}). Wzór normalizacyjny wygląda następująco:
MP cząstek na m³ na próbkę = N / V

Gdzie:
N = suma cząstek MP na próbkę
V = objętość próbki (m³)

Rysunek 1: Schemat systemu próbkowania używanego w protokole. System pobierania próbek składa się z rury wlotowej z trzema odnogami, w której jedna noga jest podłączona do pompy, druga do jednostki dystrybucyjnej, a trzecia do zapewnienia obejścia wody obok jednostek pobierania. Jednostka rozdzielcza składa się z czterech symetrycznie ułożonych gałęzi do połączenia z odpowiadającą jednostką próbkowania, gdzie w centrum jednostki rozdzielczej zainstalowane jest urządzenie do pomiaru ciśnienia. Każda jednostka próbkowania wyposażona jest w zawór, trzy uchwyty filtrów oraz przepływomierz zainstalowany za uchwytem filtra, aby zapobiec zanieczyszczeniu próbki. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 2: Przykład filtrów po 1 m³ pobranej próbce wód gruntowych. Po lewej: nylonowy filtr siatkowy o porach 100 μm, po prawej: nylonowy filtr siatkowy o porach 20 μm. Filtry mogą różnić się ilością osadów i cząstek organicznych, w zależności od miejsca pobierania próbek. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 3: Przykłady reprezentatywnych cząstek o różnych kształtach. (A) fragmenty; (B) włókna. Na obrazach pokazano paski skali. Cząstki mogą mieć różne kolory, kształty i rozmiary. Rozmiar fragmentów mierzy się jako średnicę fereta lub średnicę równoważną powierzchni, natomiast włókna mierzy się ich długością i szerokością. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 4: Przykładowe widma mierzone na wybranej cząstce z oznaczonymi pikami i ich długościami fal [^cm-1], w porównaniu z biblioteką spektralną. Spektrum próby powinno wykazywać co najmniej 70% korelacji ze spektrami odniesienia w bibliotece. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 5: Przykładowe wyniki liczby mikroplastików na^{m 3} na miejsce pobierania próbek. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego wykresu.

Lokalizacja: Otwór 1		Data: 1 kwietnia		Badacz(e): badacz 1, badacz 2, badacz 3
Współrzędne GPS: 46.056946 N 14.505751 E
Projekt: Pobieranie próbek wód gruntowych
Warunki pogodowe: Słonecznie
Temperatura (°C): 20
Próbki
Przykładowy identyfikator	GW1.1		GW1.2		GW1.3		GW1.4
Pozycja filtracji	1		2		3		4
Typ filtra	Nylon - 100 μm, 20 μm		Nylon - 100 μm, 20 μm		Nylon - 100 μm, 20 μm		Nylon - 100 μm, 20 μm
Głębokość próbkowania (m)	25		25		25		25
Czas rozpoczęcia	10.00		10.00		10.00		10.00
Wodomierz START (m3)	437.4199
Koniec czasu	10.45
Wodomierz KONIEC (m3)	438.421
Pobrana objętość wody (m3)	1.001
Inne

Tabela 1: Przykładowa karta danych próbek, zawierająca parametry takie jak lokalizacja, data, warunki środowiskowe oraz dane związane z filtracją wody.

Lokalizacja

Przykład

ID cząstek

Kształt

Rozmiar (mm)

Kolor

Skład chemiczny

% dopasowania

Polimery priorytetowe

Instrument

Spektrum

Inne

Otwór 1

Borehole1_1_20242204

1

Cząstki

0.54

Politetrafluoroetylen

80.2

PTFE

Spektrum dwa

abc1111

Otwór 1

Borehole1_1_20242204

2

Światłowód

0.98

niebieski

Terafalan polietylenu

91.9

PET

RaptIR

abc1112

Otwór 1

Borehole1_2_20242204

1

Światłowód

1.54

niebieski

Poliamid

75.0

PA

RaptIR

abc1113

Otwór 1

Borehole1_2_20242204

2

Światłowód

2.87

czerwony

Terafalan polietylenu

98.0

PET

RaptIR

abc1114

Otwór 1

Borehole1_2_20242204

3

Światłowód

3.04

czerwony

Terafalan polietylenu

71.3

PET

RaptIR

abc1115

Otwór 1

Borehole1_2_20242204

4

Światłowód

1.27

niebieski

Terafalan polietylenu

83.6

PET

RaptIR

abc1116

Otwór 1

Borehole1_3_20242204

1

Cząstki

1.93

biały

Polietylen

85.3

WF

Spektrum dwa

abc1117

Otwór 1

Borehole1_3_20242204

2

Cząstki

0.96

niebieski

Polietylen

89.4

WF

Spektrum dwa

abc1118

Otwór 1

Borehole1_3_20242204

3

Światłowód

0.54

niebieski

Poliamid

73.2

PA

RaptIR

abc1119

Tabela 2: Przykładowa baza danych wszystkich izolowanych mikroplastikowych cząstek na próbkę, w tym parametry takie jak kształt, rozmiar, kolor i materiał dla każdej cząstki.

Dyskusja

Analiza laboratoryjna posłów w tym protokole jest następstwem Załącznika do Delegowanej Decyzji Komisji (UE) 2024/1441 z dnia 11 marca 2024 r., uzupełniającego Dyrektywę (UE) 2020/2184 Parlamentu Europejskiego i Rady poprzez ustanowienie metodologii pomiaru MP w wodzie przeznaczonej do spożycia przez ludzi (Załącznik Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441) oraz Wytycznych dotyczących monitorowania śmieci morskich w morzach europejskich³¹ opracowana do realizacji Dyrektywy Ramowej Strategii Morskiej (MSFD). Po zakończeniu tego protokołu każda cząstka lub światłowód MP o własnym identyfikatorze jest dokumentowana obrazem, widmami i wszystkimi nabytymi właściwościami. Każda cząstka MP jest opisywana pod względem kształtu, rozmiaru, koloru, przezroczystości oraz składu chemicznego (typ polimeru).

Zgodnie z Aneksem do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441, posłowie dzielą się na dwa typy kształtów: cząsteczki i włókna. Cząstki można dodatkowo klasyfikować na fragmenty, folie, pianki, pellety i granulki. Ta klasyfikacja jest wykorzystywana do monitorowania MP dla MSFD. Rozróżnienie między różnymi rodzajami kształtów MP opisane jest w wytycznych MSFD³¹ oraz w protokole wideo do pobierania próbek MP na powierzchni morza³². Rozmiar każdej cząstki mierzy się jako maksymalną średnicę Fereta³¹ lub średnicę równoważną powierzchni (Załącznik do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441), natomiast wymiary włókien są rejestrowane w ich długości i szerokości³¹. Chociaż kolor i przezroczystość nie są uwzględnione w danych uzyskanych zgodnie z Aneksem do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441, są one uwzględnione na liście nieruchomości MP zebranych dla MSFD. Klasyfikacje te zostały przedstawione odpowiednio w tabelach 7.3 i 7.4 wytycznych MSFD³¹.

Na podstawie wyników wyszukiwania widma w bibliotece widm, cząstki MP są klasyfikowane w jednej z priorytetowych grup polimerów wymienionych w załączniku do Komisji Delegowanej Decyzji (UE) 2024/1441, sekcja 1, punkty (14) i (15), lub klasyfikowane jako inne materiały zgodnie z sekcją 1, punkt (15). Skład chemiczny włókien powinien być analizowany tylko wtedy, gdy ich wymiary i możliwości instrumentu pozwalają na pozytywną identyfikację typu polimeru; w przeciwnym razie będą oznaczane jako niezidentyfikowane włókna.

Monitorowanie MP w wodach gruntowych ogranicza się do niewielkiej liczby badań o różnych metodach, które mogą wpływać na ostateczne wyniki¹⁴. Kluczowe czynniki to: 1) płukanie przed pobraniem próbek, 2) typ pompy, 3) system filtracji, 4) materiał filtracyjny i rozmiar porów, 5) objętość próbki, 6) obróbka próbki, 7) wykrywanie i ilościowe wykrywanie MPs oraz 8) kontrola jakości. Czynniki te i ich cechy są omówione bardziej szczegółowo poniżej.

W większości istniejących badań nie wspomina się o prepompowaniu (spłukiwaniu) przed pobieraniem próbek. Jednak informacje na ten temat powinny być również udostępnione³³, ponieważ czystki mają znaczący wpływ na koncentrację²⁸ posłów. Nasz protokół obejmuje wstępne wypompowanie, ponieważ ten proces jest kluczowy dla pobierania próbek świeżych wód gruntowych z warstwy wodonośnej, a nie stojącej wody gromadzącej się w otworze. Aby skutecznie oczyścić odwiert, konieczne jest wypompowanie 2-3 razy większej objętości otworu wiertniczego lub kontynuowanie, aż parametry fizykochemiczne wody ustabilizują^{się na poziomie 14}. Próbkę wody należy pobrać około 1 m powyżej górnej krawędzi sita filtracyjnego, aby zapobiec napływowi osadów i zapewnić jednorodną próbkę.

Pobieranie próbek wód gruntowych z odwiertów wymaga użycia pompy. Przepływ jest silnie zależny od głębokości pobierania próbek, rodzaju użytej pompy oraz stanu otworu, który jest ściśle powiązany z specyficznymi cechami wody w danym miejscu – takimi jak zawartość osadów – a także z panującymi i niedawnymi warunkami pogodowymi w czasie pobierania próbek.

Zazwyczaj większość pomp zawiera plastikowe części, które mogą potencjalnie zanieczyścić próbki, jednak większość badań nie precyzuje rodzaju użytej pompy. Zalecane są pompy ze wszystkimi komponentami wykonanymi ze stali nierdzewnej. Jeśli nie jest to możliwe, materiały należy określić pod względem ich składu chemicznego za pomocą analizy FTIR. Widma użytych materiałów muszą być uwzględnione w bibliotece, a cząstki próbek muszą być porównywane z nimi, aby uwzględnić potencjalne skażenie.

W przypadku pomp wyposażonych w wirniki większe cząstki MP mogą ulec uszkodzeniu lub nawet fragmentacji podczas przechodzenia przez pompę. Aby nie przeceniać obecności MP, należy ocenić, czy pompa próbkowania przyczynia się do fragmentacji cząstek plastiku. Można to sprawdzić, wprowadzając znaną liczbę dobrze scharakteryzowanych cząstek MP do wcześniej oczyszczonej wody i pompując ją przez system filtracyjny. Po pompowaniu cząstki należy ponownie scharakteryzować, aby ustalić, czy zaszły jakiekolwiek zmiany fizyczne – takie jak fragmentacja lub zmiana powierzchni. Ten etap walidacji pomaga zapewnić, że proces pobierania próbek nie zwiększa sztucznie liczby MP z powodu degradacji mechanicznej.

Aby dostarczyć dużą objętość pobranej wody, potrzebny jest system filtrujący odpowiedni do użytku w terenie. W naszym protokole, aby uniknąć skażenia, system filtrujący (system pobierania próbek jest opatentowany zgodnie z SLO-P-202300155 i jest objęty patentem EPO-EP24217168.4) wykonany jest ze stali nierdzewnej, ze wszystkimi elementami spawanymi i nie zawiera teflonu (PTFE) ani żadnej innej taśmy izolacyjnej wykonanej z tworzyw sztucznych. Ponieważ filtry mogą się bardzo szybko zapychać, opcjonalnie stosuje się filtrację kaskadową, która pozwala również na bezpośrednie rozdzielenie cząstek w pożądane klasy wielkości. Zazwyczaj stosuje się filtry o porach 100 μm oraz 20 μm lub 10 μm. Można dodać dodatkowe filtry, aby rozwiązać możliwe problemy z zatkaniem (np. dodatkowy filtr z porami o średnicy od 100 μm do 20 μm). Załącznik do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441 zaleca filtrację kaskadową w czterech etapach: pierwszy filtr ma pory o średnicy 100 μm, drugi 20 μm, trzeci 100 μm, a czwarty 20 μm. Dwa pierwsze filtry służą do analizy MPs, a trzeci i czwarty do oceny poziomu zanieczyszczenia MPs (kontrola jakości próbek) oraz do zapewnienia, że wszystkie cząstki zostały przefiltrowane przez pierwsze dwa filtry.

Przepływomierz (szczególnie jeśli jest mechaniczny) powinien być zainstalowany po kaskadzie filtrów do pobierania próbek w celu dokładnego pomiaru objętości pobranej wody. Podczas pobierania próbek niezbędne jest monitorowanie ciśnienia systemowego. Jeśli ciśnienie przekracza 4 bary, oznacza to zatkanie filtra i system musi zostać natychmiast wyłączony, aby zapobiec uszkodzeniu filtra lub systemu. Aby uniknąć dodatkowej fragmentacji MP, pobieranie próbek powinno być przeprowadzane przy najniższym możliwym ciśnieniu.

Jak wspomniano, Decyzja Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441 proponuje stosowanie filtrów 100 μm i 20 μm. W tym badaniu zastosowano filtry nylonowe. Jednak w takim przypadku konieczne jest zebranie cząstek MP z filtrów i bezpośrednie przeniesienie ich do ATR-FTIR lub szkiełek refleksyjnych odpowiednich do pracy w trybie odbicia z mikroskopią FTIR lub Ramana. Nylonowe filtry siatkowe są skuteczne do filtrowania przez filtry o porach o średnicy 100 μm, ponieważ cząstki tego rozmiaru można ręcznie obsługiwać. Jednak przy użyciu filtrów 20 μm zaleca się filtry silikonowe lub pokryte aluminium, aby ułatwić pomiary w trybie transmisji lub odbicia za pomocą mikroskopii FTIR lub Ramana.

Literatura sugeruje pobieranie próbek co najmniej 500 litrów wody, aby nie zaniżać obecności MPs³⁴. Zgodnie z Aneksem Komisji Delegowanej Decyzji (UE) 2024/1441, należy pobrać 1 m³ wody. Zalecana objętość należy uwzględnić, aby uniknąć zawyżania stężenia MP w próbce. Ta duża ilość wody zwiększa ryzyko zatkania filtrów, dlatego filtracja kaskadowa jest bardzo zalecana.

Próbki z prezentowanego systemu są natychmiast przygotowywane do analizy MPs za pomocą stereomikroskopu. To bardzo efektywna pod względem czasu i kosztów metoda. Wiele badań opisuje kroki wstępnego usuwania piasku i materii organicznej; Jednak te procedury są czasochłonne i mogą obejmować użycie toksycznych chemikaliów. Takie etapy wstępnego zabiegu mogą również negatywnie wpływać na wyniki, ponieważ prowadzą do dodatkowej fragmentacji lub utraty cząstek, zwłaszcza mniejszych (< 100 μm)³⁵. Dlatego lepiej unikać tych kroków, chyba że jest to konieczne. Takie instrukcje są również opisane w Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441, gdzie proponuje się, aby analiza próbek za pomocą mikrospektroskopii FTIR była przeprowadzana bezpośrednio na oryginalnych filtrach zbierania, jeśli są one zgodne z zastosowaną metodą analityczną, a w razie potrzeby zastosowano etap flotacji.

Najpierw próbki filtrów są analizowane za pomocą stereomikroskopów, gdzie każda cząstka jest dokumentowana fotograficznie, oznaczona ID, mierzona pod kątem rozmiaru i oceniana pod kątem kształtu. Określenie kształtu jest istotne, ponieważ może dostarczyć informacji o źródle MP. Włókna zazwyczaj pochodzą z mycia tekstyliów i pochodzą z oczyszczalni ścieków, natomiast fragmenty zazwyczaj powstają w wyniku degradacji dużych cząstek plastiku w środowisku. W drugiej części analizy skład chemiczny każdej cząstki określa się za pomocą mikroskopii ATR-FTIR lub FTIR/Ramana. Zazwyczaj wszystkie cząstki z filtra do szkiełek refleksyjnych są przenoszone w celu przeprowadzenia analizy w trybie refleksyjnym z mikroskopią FTIR. Jeśli próbka jest pobierana na filtrze silikonowym o średnicy 20 μm, można przeprowadzić bezpośrednią analizę mikroskopem Ramana lub FTIR, pod warunkiem że filtr nie jest nadmiernie pokryty cząstkami piasku. Jeśli cząstki są osadzone w piasku, można zastosować separację gęstości i/lub zabiegi chemiczne lub enzymatyczne, aby zmniejszyć obecność materiałów nietworzywowych, takich jak minerały, tlenki metali i naturalna materia organiczna. Cząstki MP muszą być suszone przed pomiarem, ponieważ woda silnie pochłania promieniowanie podczerwieni.

Aby zapewnić wiarygodność wyników, należy uwzględnić następujące elementy kontroli jakości: Po pierwsze, zapobieganie zanieczyszczeniu powietrza: aby zapobiec zanieczyszczeniu atmosfery podczas pobierania próbek, niezbędny jest zamknięty system filtrów. Aby uniknąć zanieczyszczeń powietrznych podczas analizy, wymagany jest biały bawełniany fartuch laboratoryjny oraz filtracja powietrza przez filtr HEPA. Po drugie, zapobieganie zanieczyszczeniom przez system filtracyjny: jedynym elementem systemu, w którym polimery są nieuniknione, są węże. Zaleca się stosowanie węży silikonowych i należy je wymieniać w przypadku widocznych uszkodzeń. Należy znać elementy pompy i przetestować ją pod kątem potencjalnego skażenia próbek, jeśli zostanie wykazana obecność polimerów. Po trzecie, zapobieganie skażeniu podczas pracy laboratoryjnej: do analizy MPs nadaje się wyłącznie sprzęt laboratoryjny wykonany ze szkła i myty ultraczystą wodą. Po czwarte, próbki równoległe dla zapewnienia powtarzalności i istotności statystycznej wyników: ten system filtracji umożliwia jednoczesne pobieranie próbek z czterech gałęzi. Należy uzyskać co najmniej trzy równoległe próbki, aby zapewnić takie same warunki dla wszystkich próbek i zaoszczędzić czas. Po piąte, próbki puste muszą być uwzględnione we wszystkich etapach pobierania próbek i procesów laboratoryjnych. Podczas pobierania próbek w terenie instalowane są puste filtry 100 μm i 20 μm po filtrach próbek 100 μm i 20 μm, zgodnie z propozycją załącznika do Decyzji Komisji Delegowanej (UE) 2024/1441. Puste próbki uzyskane podczas procesu pobierania próbek muszą być brane pod uwagę we wszystkich etapach analitycznych, stosując tę samą procedurę.

Protokół przedstawiony w niniejszym dokumencie spełnia wszystkie wymagania określone przez Decyzję Delegowaną Komisji (UE) 2024/1441 i dlatego stanowi doskonałe źródło dla wszystkich badaczy badających lub monitorujących MP w wodach gruntowych. Opisany system filtracji może być również stosowany w wodach słodkich lub morskich, ponieważ umożliwia pobieranie próbek MP na różnych głębokościach. Metoda pobierania próbek jest prosta, przyjazna dla użytkownika i w większości przypadków zapewnia szybkie oraz dokładne wyniki bez konieczności wcześniejszej obróbki próbki.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Spektrometr ATR-FTIR	PerkinElmer	L160000F	SpectrumTwo
Mikroskop FTIR	ThermoFischer Scientific	IQLAADGAAGFARMMBMN	RaptIR
Szklane szalki Petriego	Marka	455717	60 mm średnicy
Nylonowe błony siatkowe	Merck	NY1H04700	Hydrofilowy, 100  &mikro; m, 47  mm, 100
Nylonowe błony siatkowe	Merck	NY2004700	Hydrofilowy, 20  &mikro; m, 47  mm, 100
Precyzyjne kleszcze	BraunB	BD335R	Mikroforcep
Folia uszczelniająca	Amcor Flexibles North	PM992	Parafilm M
Stereomikroskop	Zeiss	495015-9880-010	StereoDiscovery V8
Pompa zanurzalna	Grundfoss	96510217	SQ 5-70
Miernik poziomu wody	Hydrotechnik	/	Typ 010