Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nieinwazyjne podanie lipopolisacharydu przez endotchawicę w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u gryzoni

771 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68700

⸱

5 grudnia 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Pharmacology Division, CSIR-Indian Institute of Integrative Medicine, 2Academy of Scientific and Innovative Research (AcSIR), Ghaziabad-201002, India

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W tym badaniu wykazano, że nieinwazyjna technika instylacji tchawicy pozwala na rozwój ALI u szczurów za pomocą podstawowego laryngoskopu, aby zapewnić precyzyjne dostarczanie LPS do płuc. LPS jest wprowadzany za pomocą rurki tchawicowej za pomocą laryngoskopu. Skala uszkodzenia płuc jest oceniana w wielu punktach czasowych.

Streszczenie

Ostre uszkodzenie płuc (ALI) to zagrażająca życiu choroba zapalna, charakteryzująca się hipoksemią tętnic, obrzękiem pęcherzyka płucnego, osłabioną integralnością bariery naczynowowłoso-śródbłonkowej, a następnie infiltracją komórek zapalnych do tkanki płucnej, często przechodzącą w poważniejszą postać, czyli ostry zespół niedociągania oddechowego (ARDS), który często kończy się ostrą niewydolnością oddechową. Modele myszy ALI, głównie indukowane przez lipopolisacharyd (LPS), są kluczowym narzędziem badań mających na celu zrozumienie mechanizmów zapalenia płuc i jego terapii. Modele bezpośrednich i pośrednich urazów płuc u gryzoni oferują wyraźne zalety, ale także ograniczenia, zwłaszcza pod względem wskaźnika przeżycia, czasu trwania fazy ustępującej stanu zapalnego, ryzyka urazów chirurgicznych i infekcji. W niniejszym badaniu zastosowano nieinwazyjną technikę instylacji endotchawicowej do opracowania bezpośredniego modelu ALI u szczurów. Technika ta zapewnia wyspecjalizowane dostarczanie LPS lub materiału testowego do płuc drogą endotchawiczną przy użyciu podstawowego laryngoskopu. Zabieg rozpoczyna się od znieczulenia szczura i ustawienia go w półleżącej pozycji. Następnie roztwór LPS podaje się w pobliżu otworu tchawicy za pomocą strzykawki podłączonej do rurki endotchealnej szczura. W momencie zakończenia eksperymentu pobierane są próbki płuc lub płukania w celu oceny parametrów zapalnych i architektury płuc. Technika ta przewyższa inne modele pod względem szybkości, swoistości i niezawodności, zapewniając precyzyjne celowanie przy minimalnych uszkodzeniach tkanek, niskim ryzyku śmiertelności i znikomym zapaleniu poza miejscem. Metoda ta jest szczególnie cenna w przedklinicznych badaniach ALI, ARDS oraz pokrewnych schorzeń, takich jak anafilaksja czy zatrzymanie akcji serca. Dla porównania, ta metoda integruje się bardziej z zaawansowanymi technikami obrazowania, takimi jak mikroskopia śródwitalna, umożliwiająca monitorowanie dystrybucji leków i postępu choroby w czasie rzeczywistym.

Wprowadzenie

Ostre uszkodzenie płuc (ALI) to zagrażająca życiu choroba zapalna charakteryzująca się hipoksemią tętnic, obrzękiem płuc, osłabioną integralnością bariery śródbłonkowo-nabłonkowej oraz masywną infiltracją komórek odpornościowych do płuc1. Patofizjologia ALI jest złożona i obejmuje wzajemne oddziaływanie oraz zakłócanie wielu nakładających się i oddziałujących szlaków, takich jak krzepnięcie, uszkodzenie tkanek oraz zarówno zapalenie płuc, jak i ogólnoustrojowych. Szybkie tłumienie tej reakcji zapalnej jest kluczowe dla przywrócenia homeostazy tkanek. Jeśli nie zostanie leczone, to szybko postępujące zaburzenie często eskaluje do Zespołu Ostrego Niedożywienia Oddechowego (ARDS), poważniejszego stanu charakteryzującego się oporną hipoksemią. Patogeneza ALI wiąże się z uszkodzeniem płuc oraz uszkodzeniem lub śmiercią komórek nabłonka pęcherzykowego i komórek śródbłonka mikronaczyniowego 1,2,3,4.

Etiologia odpowiedzialna za ALI/ARDS obejmuje szeroki zakres czynników zakaźnych i niezakaźnych, pochodzących zarówno z bezpośrednich, jak i pośrednich źródeł uszkodzenia płuc5. Bezpośrednie przyczyny to zapaleniepłuc 6, bliskie utonięciu7, zachłanianie zawartości żołądka8, wdychanie toksyn, takie jak gaz chlorowy9, infekcja bakteryjna10 oraz infekcje wirusowe, takie jak SARS-CoV-2 11,12,13,14. Przyczyny pośrednie wynikają z procesów ogólnoustrojowych, które wtórnie oddziałują na płuca, w tym sepsa15, uraz16, zapalenie trzustki17, przedawkowanie leków oraz transfuzje krwi18.

Głównym celem tej metody jest ustanowienie powtarzalnego i nieinwazyjnego modelu ALI u gryzoni poprzez endoksynę endotoksynę za pomocą tchawic. Uzasadnienie opracowania tej techniki wynika z ograniczeń konwencjonalnych metod podawania. Technika ta została zademonstrowana z celem precyzyjnego bezpośredniego podawania do pęcherzyków płucnych, minimalizowania ogólnoustrojowej ekspozycji i czynienia jej obiecującym podejściem do przyszłych ukierunkowanych terapii płucnych. Instylacja donośna stawia przed sobą kilka wyzwań, z których niektóre mogą znacząco wpływać na wyniki badań, takie jak słabe ukierunkowanie na głębokie obszary płuc oraz zmienność oddechowa u zwierząt19. Inne czynniki, takie jak ograniczona objętość dawki i potencjalne podrażnienie nosa, są mniej istotne, ale mogą wpływać na spójność. Dla porównania, podanie endotrachealnym zapewnia dokładniejsze i bezpośrednie podanie do dolnych dróg oddechowych, zapewniając lepsze celowanie i równomierność dawkowania płuc przy minimalnej zmienności między zwierzętami, co czyni tę drogę skuteczniejszą i bardziej niezawodną przy ekspozycji płuc20. Metoda inhalacji jest klinicznie istotna ze względu na nieinwazyjny charakter, ale wiąże się też z pewnymi ograniczeniami badań przedklinicznych, takimi jak utrata leków w górnych drogach oddechowych oraz zmniejszona skuteczność w celowaniu w dalsze obszary płuc. Te ograniczenia stają się bardziej widoczne w ciężkich modelach, w tym w przypadku urazów podwójnych lub modelach genetycznie zmodyfikowanych z myszami knock-in lub knock-out. Natomiast podawanie endotrachealnej zapewnia większą spójność bezpośredniego podawania leku do dolnych dróg oddechowych, minimalizując straty i umożliwiając skuteczne celowanie w złożonych modelach przedklinicznych21. Inną istotną metodą podawania stosowaną w badaniach przedklinicznych jest inwazyjne podanie intratchealne. Choć jest skuteczny, wiąże się z ryzykiem stresu chirurgicznego, infekcji, zmienności odczytu oraz konieczności utrzymania temperatury22. Natomiast metoda endotrahealna stanowi niezawodną, nieinwazyjną alternatywę, co czyni ją idealną do badań obejmujących powtarzające się oceny przez dłuższe okresy obserwacji.

Metoda ta może być stosowana w modelach zwierzęcych poza ALI, w tym astmie, włóknieniu płuc, POChP, zapaleniu płuc oraz zakaźnych chorobach płuc. Jest również istotny w obszarach badań przedklinicznych, takich jak anafilaksja, zatrzymanie akcji serca i arytmie serca. Warto zauważyć, że metoda endotrachealna jest już ugruntowana w praktyce klinicznej do podawania niektórych leków, w zależności od pilności i sytuacji klinicznej 23,24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Przestrzegano wszystkich wytycznych instytucjonalnych i CPCSEA dotyczących opieki i użytkowania zwierząt. Zwierzęta były nieustannie monitorowane po zabiegu, aby zapewnić ich dobrostan i spełnić wytyczne etyczne dotyczące zwierząt CSIR-Indian Institute of Integrative Medicine w Dżammu, zgodnie z numerem zatwierdzenia Instytucjonalnego Komitetu Etyki Zwierząt (IAEC): 468/87/8/2025. Protokół ten określa nieinwazyjną instylację lipopolisacharydu (LPS) endotrachealną metodą dostarczania wzrokowego, jak wcześniej wykazano, z pewnymi udoskonaleniami metodologicznymi wprowadzonymi w obecnym badaniu 26,27,28. Technika ta jest zoptymalizowana tak, aby indukować ALI w kontrolowany i konsekwentny sposób, zapewniając solidne wyniki eksperymentalne przy jednoczesnym zachowaniu wysokich standardów opieki nad zwierzętami. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie do znieczulenia i LPS

  1. Pomiar masy zwierzęcia i obliczanie dawki LPS
    1. Waż każde zwierzę za pomocą skalibrowanej wagi, aby obliczyć dokładną dawkę LPS. Wybrane szczury Wistar ważące od 140 do 160 g do badania.
    2. Przygotować roztwór LPS poprzez rozcieńczenie liofilizowanej Escherichia coli LPS w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS), aby osiągnąć pożądane stężenie. Stosuje się świeżo przygotowany roztwór LPS (5 μg/g masy ciała) 29,30.
  2. Indukcja znieczulenia i krytyczny moment
    1. Znieczulanie zwierząt za pomocą iniekcji otrzewnowej świeżo przygotowanego koktajlu ketaminy i ksylazyny (ketamina: 75 mg/kg i ksylazyna: 10 mg/kg) przy użyciu 1 ml strzykawki. Po wstrzyknięciu należy poczekać około 2-5 minut, aby znieczulenie zaczęło działać, nie przeszkadzając zwierzętom.
    2. Potwierdź odpowiednią znieczulenie, zapewniając brak spontanicznych ruchów i negatywny odruch szczypania palców. LPS podaje się za pomocą instutacji endotchawicznej 5-8 minut po indukcji znieczulenia. W dniu zakończenia eksperymentu wykonaj zabiegi takie jak tracheotomia i torakotomia 4-7 minut po indukcji znieczulenia.
      UWAGA: Prawidłowa głębokość znieczulenia jest kluczowa dla skutecznej instancji endotrachealnej. Nadmierne znieczulenie może tłumić odruch wymiotny, natomiast niedostosowywanie może powodować dyskomfort lub ruchy podczas zabiegu. Używaj świeżo przygotowanego LPS, aby zachować spójność między eksperymentami. Uważnie obserwuj zwierzęta podczas i po zabiegu, aby zapewnić odpowiedni dobrostan.

2. Indotractwa LPS przez tchawicę

  1. Ocena odpowiedniości znieczulenia: Po podaniu koktajlu znieczulenia oceń głębokość znieczulenia, stosując mocne uszczypnięcie palców lub szczypcami lub palcami. Jeśli nastąpi reakcja, potrzebna jest głębsza anestezja. Po potwierdzeniu stanu znieczulenia należy przystąpić do protokołu instucyjności. Ustaw szczura w pozycji półleżącej, zawieszonej na siekaczach na solidnej platformie podtrzymującej.
  2. Wizualizacja tchawicy: Otwórz pysk zwierzęcia po znieczuleniu, delikatnie chwyć język za pomocą kleszczy i ostrożnie włóż laryngoskop, precyzyjnie go ustawiając dla maksymalnej wizualizacji otworu tchawicy. Upewnij się, że światło jest odpowiednio skierowane tak, aby oświetlić okolice krtani, ułatwiając niezakłócony dostęp.
  3. Manipulacja językiem: Użyj zakrzywionych, tępych szczypiec, aby delikatnie chwycić język i delikatnie go cofnąć w kierunku górnym i bocznym.
    UWAGA: Używaj ręcznych lup, aby poprawić przejrzystość anatomii krtani i zapewnić precyzyjne ustawienie aparatu instylacyjnego dla większej precyzji.
  4. Podawanie LPS: Pobieranie 100 μL roztworu LPS do strzykawki i podłączanie go do rurki z płucami szczura o pojemności 16 G; podaj roztwór LPS w pobliżu otworu tchawicy. Bezpośrednio po instylacji delikatnie zatkaj nozdrza przez 2-4 sekundy, używając szczypiec z tępym końcem, aby wspomóc aspirację roztworu LPS do płuc przez tchawicę. Nieustannie monitoruj poród za pomocą laryngoskopu z filtrem światła, aby potwierdzić dokładność i kompletność podania.
  5. Monitorowanie po zabiegu: Ostrożnie przestaw język do normalnej orientacji anatomicznej po udanym urodzeniu LPS. Przenieś zwierzę do klatki i uważnie obserwuj objawy zaburzeń oddechowych lub zadławienia się przez co najmniej 1 minutę.
  6. Kluczowe kwestie do zastanowienia
    1. Ostrość wzroku: Zadbaj o optymalne ustawienie laryngoskopu dla dokładnego wydania LPS. Używaj narzędzi powiększania, aby zwiększyć precyzję i skuteczność.
    2. Chwyć język ostrożnie i przyłóż go do dolnej szczęki lub krawędzi ust, aby go ustabilizować.

3. Zbieranie próbek

  1. Wykonanie płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) opisanego we wcześniejszych badaniach, z drobnymi modyfikacjami 31,32,33. Po tracheotomii delikatnie wstrzyknij do płuc 2 mL zimnego PBS i pobierz płyn.
  2. Wirówka zebranego płynu płukującego w ilości 5000 x g przez 5 minut w 4 °C i używa supernatantu do wykrywania markerów zapalnych. Pobierz płuca do badania histopatologicznego lub ujednolic aktywność mieloperoksydazy (MPO). Podczas pobierania próbek trzymaj je na lodzie, aby zachować integralność.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model został zweryfikowany poprzez pomiar markerów zapalnych, w tym poziomu IL-1β, aktywności MPO, całkowitej zawartości białka oraz histopatologii po 24 i 120 godzinach po instylacji LPS. Badanie obejmowało trzy grupy eksperymentalne: grupę kontrolną (nieleczoną) oraz dwie grupy poddane inscenacji LPS, z których jedna została uśpiona po 24 godzinach, a druga po 120 godzinach (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).

W porównaniu z grupą kontrolną, grupa narażo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda instytucji endotchealnej zapewnia nieinwazyjne, powtarzalne i ukierunkowane podejście do podawania płuc, skutecznie omijając konieczność interwencji chirurgicznej. Ta metoda znacząco zmniejsza ryzyko związane z urazem chirurgicznym, takim jak uszkodzenie tkanek, jednocześnie minimalizując ryzyko infekcji pooperacyjnych i niezamierzonych uszkodzeń narządów, które mogą powstać w wyniku zabiegów inwazyjnych. Dostarczając środki bezpośrednio do płuc, droga endotrachealna zapewnia precyzyjne, lokalizowane leczenie, zwi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają konkurujących ze sobą interesów finansowych.

Podziękowania

Autor korespondencyjny, SR, wyraża wsparcie finansowe ze stypendium Ramalingaswami (Ref. No. BT/RLF/Re-entry/13/2019), Departament Biotechnologii, rząd Indii. Autorzy są wdzięczni dr Govindowi Yadavowi, dr Ramajayanowi Pandianowi oraz personelowi domu dla zwierząt CSIR-IIIM za ich wsparcie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
  Prism 8Grafpadhttps://www.graphpad.com/features
Bradford Reagent Himedia, IndieML106-500 ML         
DL-DitiothreitolHimedia, Indie RM525-25G
Eosin Loba Chemie, Indie3660
Kwas octowy etylendiaminowo-tetraoctowy (EDTA)Loba Chemie, Indie6381926
Kleszcze  -
Formalina 10% Sigma Aldrich, USA HT501320
HematoksylynaSDFCL74108G05
HEPESHimedia, IndieMB016
Nadtlenek wodoru & nbsp;  Avra, Indie7722841
Ketamina i nie przesadza;Neon Laboratories Ltd, Indie- 
LaryngoskopMedical Sources Co., Ltd., Chiny  MS-LA500FV 
Lipopolisacharyd z Escherichia coli O55:B5         Sigma Aldrich, USAL2880         
o-dianizydyna dihydrochlorkowa Sigma Aldrich, USAD3252-5G 
Fosforanowa sól fizjologiczna (PBS)  Invitrogen, USA3002
Ortofosforan dihydrogenu potasuHimedia, IndieIN26185530500
Koktajl inhibitorów białekSigma AldrichP8340
Rat IL-1β ELISA Kit Thermofisher, USABMS630
Chlorek soduHimedia, IndieTC046M
Fluorek soduHimedia, IndieGRM7502
Ortowanadat soduSigma Aldrich, USAS6508
Pirofosforan soduMerck, USAMA3M722243
Kwas siarkowySigma Aldrich, USA339741
Triton X-100Thermofisher, USAT8787
Xylazyna Indian Immunologicals Ltd, Indie-

Bibliografia

  1. Rayees, S., et al. Macrophage TLR4 and PAR2 signaling: Role in regulating vascular inflammatory injury and repair. Front Immunol. 18 (11), 2091(2020).
  2. Bernard, G. R., et al. The American-European Consensus Conference on ARDS. Definitions, mechanisms, relevant outcomes, and clinical trial coordination. Am J Respir Crit Care Med. 149 (3), 818-824 (1994).
  3. Banavasi, H., Nguyen, P., Osman, H., Soubani, A. O. Management of ARDS - What works and what does not. Am J Med Sci. 362 (1), 13-23 (2021).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  5. Rubenfeld, G. D., et al. Incidence and outcomes of acute lung injury. N Engl J Med. 353 (16), 1685-1693 (2005).
  6. Aliberti, S., Dela Cruz, C. S., Amati, F., Sotgiu, G., Restrepo, M. I. Community-acquired pneumonia. Lancet. 398 (10303), 906-919 (2021).
  7. Gregorakos, L., et al. Near-drowning: clinical course of lung injury in adults. Lung. 187 (2), 93-97 (2009).
  8. Hu, X., Lee, J. S., Pianosi, P. T., Ryu, J. H. Aspiration-related pulmonary syndromes. Chest. 147 (3), 815-823 (2015).
  9. Wang, L., Wu, D., Wang, J. Chlorine gas inhalation manifesting with severe acute respiratory distress syndrome successfully treated by high-volume hemofiltration: A case report. Medicine. 97 (30), e11708(2018).
  10. Sung, P. S., Peng, Y. C., Yang, S. P., Chiu, C. H., Hsieh, S. L. CLEC5A is critical in Pseudomonas aeruginosa-induced NET formation and acute lung injury. JCI Insight. 7 (18), e156613(2022).
  11. Al-Kuraishy, H. M., Al-Gareeb, A. I., Alblihed, M., Cruz-Martins, N., Batiha, G. E. COVID-19 and risk of acute ischemic stroke and acute lung injury in patients with type II diabetes mellitus: The anti-inflammatory role of metformin. Frontiers Med. 19 (8), 644295(2021).
  12. Al-Kuraishy, H. M., Al-Gareeb, A. I., Al-Niemi, M. S., Alexiou, A., Batiha, G. E. Calprotectin: The link between acute lung injury and gastrointestinal injury in Covid-19: Ban or boon. Curr Protein Peptide Sci. 23 (5), 310-320 (2022).
  13. Al-Kuraishy, H. M., et al. COVID-19 and phosphodiesterase enzyme type 5 inhibitors. J Micros Ultrastruc. 8 (4), 141-145 (2020).
  14. Al-Kuraishy, H. M., Al-Gareeb, A. I., Qusty, N., Alexiou, A., Batiha, G. E. Impact of sitagliptin on non-diabetic COVID-19 patients. Current Mol Pharmacol. 15 (4), 683-692 (2022).
  15. Yu, X., et al. Loss of PADI2 and PADI4 ameliorates sepsis-induced acute lung injury by suppressing NLRP3+ macrophages. JCI Insight. 9 (22), e181686(2024).
  16. Calfee, C. S., et al. Acute respiratory distress syndrome network, national heart, lung, and blood institute. Trauma-associated lung injury differs clinically and biologically from acute lung injury due to other clinical disorders. Crit Care Med. 35 (10), 2243-2250 (2007).
  17. Zhou, M. T., Chen, C. S., Chen, B. C., Zhang, Q. Y., Andersson, R. Acute lung injury and ARDS in acute pancreatitis: mechanisms and potential intervention. World J Gastroenterol. 16 (17), 2094-2099 (2010).
  18. Roubinian, N. TACO and TRALI: biology, risk factors, and prevention strategies. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 1, 585-594 (2018).
  19. Fernandes, C. A., Vanbever, R. Pre-clinical models for pulmonary drug delivery. Expert Opin Drug Deliv. 6 (11), 1231-1245 (2010).
  20. Yu, P., et al. Non-invasive intratracheal lipopolysaccharide instillation in mice. J Vis Exp. (193), e65151(2023).
  21. Price, D. N., Muttil, P. Delivery of therapeutics to the lung. Methods Mol Biol. 1809, 415-429 (2018).
  22. Driscoll, K. E., et al. Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: uses and limitations. Toxicol Sci. 55 (1), 24-35 (2000).
  23. Hendrix, J. M., Regunath, H. Intubation endotracheal tube medications. [Updated 2025 Jan 19]. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2025).
  24. DeMasi, S. C., Casey, J. D., Semler, M. W. Evidence-based emergency tracheal intubation. Am J Respir Crit Care Med. 211 (7), 1156-1164 (2025).
  25. Greenberg, M. I. The use of endotracheal medication in cardiac emergencies. Resuscitation. 12 (3), 155-165 (1984).
  26. Rayees, S., et al. PAR2-Mediated cAMP generation suppresses TRPV4-dependent Ca2+ signaling in alveolar macrophages to resolve TLR4-induced inflammation. Cell Rep. 27 (3), 793-805 (2019).
  27. Arfath, Y., et al. TRPV4 facilitates the reprogramming of inflamed macrophages by regulating IL-10 production via CREB. Inflamm Res. 73 (10), 1687-1697 (2024).
  28. Rochford, I., et al. Evidence for reprogramming of monocytes into reparative alveolar macrophages in vivo by targeting PDE4b. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 321 (4), L686-L702 (2021).
  29. Liu, F., Li, W., Pauluhn, J., Trübel, H., Wang, C. Lipopolysaccharide-induced acute lung injury in rats: comparative assessment of intratracheal instillation and aerosol inhalation. Toxicology. 8 (304), 158-166 (2013).
  30. Hagawane, T. N., Gaikwad, R. V., Kshirsagar, N. A. Dual hit lipopolysaccharide and oleic acid combination induced rat model of acute lung injury/acute respiratory distress syndrome. J Med Res. 143 (5), 624-632 (2016).
  31. Rayees, S., et al. Protease-activated receptor 2 promotes clearance of Pseudomonas aeruginosa infection by inducing cAMP-Rac1 signaling in alveolar macrophages. Front Pharmacol. 20 (13), 874197(2022).
  32. Rayees, S., et al. Therapeutic effects of R8, a semi-synthetic analogue of Vasicine, on a murine model of allergic airway inflammation via STAT6 inhibition. Int Immunopharmacol. 26 (1), 246-256 (2015).
  33. Joshi, J. C., et al. SPHK2-Generated S1P in CD11b+ Macrophages blocks STING to suppress the inflammatory function of alveolar macrophages. Cell Rep. 30 (12), 4096-4109 (2020).
  34. Balzer, C., Cleveland, W. J., Jinka, T. R., Riess, M. L. Video laryngoscopic oral intubation in rats: A simple and effective method. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (5), L1032-L1035 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Podawanie lipopolisacharyduinstylacja endotrachealnagryzoni model płucnydostarczanie nieinwazyjnepłukanie bronchoalveolarnemarkery zapalnehistopatologia płucaktywność mieloperoksydazycelowane dostarczanie leków
Nieinwazyjne podanie lipopolisacharydu przez endotchawicę w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.