Artykuł metodologiczny

Przecięcie/Szycie Nerwu Podudzia Mysiego w Badaniu Naprawy Nerwów i Odzyskiwania Funkcji

DOI:

10.3791/68724

⸱

16 stycznia 2026

 , 
1Barshop Institute for Longevity and Aging Studies, University of Texas Health Science Center at San Antonio, 2Department of Cell Systems and Anatomy, University of Texas Health Science Center at San Antonio, 3Department of Molecular Medicine, University of Texas Health Science Center at San Antonio

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje model przecięcia i zszycia nerwu kulszowego u myszy w celu badania regeneracji nerwów obwodowych z wykorzystaniem dorosłych neuronów zwojów nerwów rdzeniowych. Umożliwia in vivo analizę odrastania aksonów, reinnerwacji mięśni i odzyskiwania funkcji po uszkodzeniu nerwu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Naprawianie nerwów jest kluczowe dla przywrócenia funkcji po uszkodzeniu aksonów. Jednak dojrzałe neurony w centralnym układzie nerwowym (CNS) mają ograniczoną zdolność do regeneracji aksonów po uszkodzeniu z powodu zmniejszonej właściwej zdolności wzrostu i nieprzyjaznego środowiska. W przeciwieństwie do nich, neurony w obwodowym układzie nerwowym (PNS) wykazują mocne potencjały regeneracyjne. Wśród nich, dorosłe neurony zwojowe korzeni grzbietowych (DRG) są szczególnie dobrze znane z ich zdolności do efektywnej regeneracji po urazach nerwów obwodowych, co czyni je idealnym modelem do badania mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw naprawy nerwów. Tutaj opisano zmodyfikowaną technikę mikrosuturki, nazywaną "pętla przed przecięciem", do generowania modelu przecięcia i ponownego zsucia nerwu udowego u myszy, z następującą analizą regeneracji aksonów. Wykonano również oceny behawioralne i ponowne unerwienie mięśni, aby ocenić powrót do pełnej czynności. Po przecięciu i ponownym zeszciu nerwu udowego zwierzęta początkowo wykazują niedobory behawioralne, ale pełne powrót do zdrowia jest zazwyczaj obserwowany po 30 dniach od urazu. Stosowanie leków, które wspierają scalanie aksonów w miejscu urazu, znacznie przyspiesza powrót do pełnej czynności. Ten system modelowy oferuje potężne narzędzie do badania mechanizmów rządzących naprawą nerwów u ssaków in vivo.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uraz aksonomiczny jest częstym i poważnym skutkiem uszkodzenia mózgu i rdzenia kręgowego, często spowodowanym urazami traumatycznymi, neurotoksynami lub zaburzeniami neurologicznymi, które zakłócają połączenia neuronalne i upośledzają regenerację aksonów1,2. Nie wszystkie neurony posiadają właściwą zdolność regeneracyjną, która jest niezbędna do naprawy odciętych aksonów. Szybkość regeneracji aksonów jest wpływ wielu czynników, w tym wewnętrznego potencjału wzrostu neuronu, wydajności syntezy białka, dynamiki cytoszkieletu, usuwania resztek mieliny i dostępności czynników wzrostu3,4.

W dorośle ssaczy ośrodkowym układzie nerwowym (OUN), uszkodzenie aksonów prowadzi do zmniejszonej zdolności regeneracyjnej, głównie z powodu braku wewnętrznych czynników wspierających wzrost i obecności hamujących czynników zewnętrznych1,5. Natomiast aksony w obwodowym układzie nerwowym (OUN) posiadają silną zdolność do regeneracji po urazie, dzięki wewnętrznym mechanizmom samonaprawy obwodowych neuronów i szybkiej reaktywacji programów proregeneracji. Po urazie, dalszy segment aksonu zostaje odłączony od ciała neuronu i ulega zwyrodnieniu Wallera, charakteryzującemu się rozpadem aksonu i fragmentacją6,7. Skuteczne usuwanie resztek aksonów i mieliny przez komórki gleju jest niezbędne do udanej regeneracji, ponieważ zapobiega tworzeniu blizny, która może utrudniać wzrost aksonów3,8. Ten proces, wraz z remodelacją cytoszkieletu uszkodzonych aksonów, wspiera odrost zakończenia proksymalnego i ułatwia reinerwację docelowej tkanki. Zdarzenia te zachodzą w częściowo nakładających się fazach, podczas których indukowane urazem aktywacja czynników transkrypcyjnych, takich jak ATF3 i c-Jun, promuje ekspresję genów proregeneracji4,9,10.

Fuzja aksonów regeneracyjnych reprezentuje wydajny mechanizm przywracania łączności neuronowej po uszkodzeniu aksonu11. Proces ten został po raz pierwszy opisany u raki słodkowodnego Procambarus clarkii w 1967 roku12 i od tego czasu został udokumentowany w wielu gatunkach13,14,15,16, w tym Caenorhabditis elegans17. Chociaż bezpośrednie dowody na fuzję aksonów u ssaków są ograniczone, strategie indukujące fuzję zostały z powodzeniem zastosowane w celu poprawy naprawy nerwów11. Warto zauważyć, że chemiczny fusogen polietylenoglikol (PEG) promuje ponowne zamknięcie błony i został pokazany jako ułatwiający odzyskiwanie funkcji po urazach nerwów obwodowych i rdzenia kręgowego w modelach ssaków18,19,20,21,22,23,24. Ostatnie odkrycia wskazują, że wyczerpanie peroksydazy glutationowej (GPX) jest wystarczające do promowania fuzji aksonów w C. elegans25. Podobnie, myszy z warunkowym wyłączeniem Gpx4 lub te traktowane inhibitorem GPX ML162 wykazywały przyspieszoną odzyskiwanie funkcji po przecięciu nerwu udowego, potencjalnie poprzez zwiększoną fuzję aksonów25.

Nerwo udowy jest mieszanym nerwem składającym się z aksonów sensorycznych, ruchowych somatycznych i autonomicznych26. Powstaje on z segmentów kręgowych L4 i L5 u szczurów27, a z segmentów L3 i L4 u myszy28. Ze względu na dostępność i anatomiczną spójność, uraz nerwu udowego stał się jednym z najczęściej stosowanych modeli do badania regeneracji nerwów obwodowych29,30. Modele te umożliwiają badanie zarówno wewnętrznych mechanizmów neuronowych, jak i zewnętrznych czynników środowiskowych, które wpływają na wzrost aksonów i odzyskiwanie funkcji3,4,9. Zastosowanie przecięcia nerwu udowego jako paradygmatu eksperymentalnego w naukach o mózgu sięga końca XIX wieku29. Oprócz modeli przecięcia nerwu, przecięcie nerwu jest szeroko stosowane do badania regeneracji aksonów i odzyskiwania funkcji. Jednak klasyczne przecięcie nerwu udowego po przecięciu i szyciu u myszy jest często mniej powtarzalne i niezawodne niż u szczurów, z powodu małej wielkości i kruchej struktury nerwu31.

Za pomocą

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Instytucjonalnymi i ich Wykorzystywania (IACUC) w University of Texas Health Science Center w San Antonio (Numer Protokołu: 20200082AR). Do przeprowadzenia opisywanych tu eksperymentów JoVE użyto dorosłych myszy FVB (8-10 tygodni życia, 20-25 g) obu płci. Myszy C57BL/6 (8-10 tygodni życia, 20-25 g) używano jedynie w wstępnych ćwiczeniach operacyjnych przeprowadzanych przed formalnymi eksperymentami w celu optymalizacji technik obsługi i precyzji szycia. Te ćwiczenia potwierdziły, że procedura "pętla przed przecięciem" dała porównywalne wyniki w obu szczepach; dlatego wszystkie dane prezentowane w niniejszej publikacji pochodzą od myszy FVB. Początkowo do przecięcia nerwu kulszowego z następującym leczeniem ML162 + PEG włączono dziesięć myszy FVB (pięć samic i pięć samców). U jednego zwierzęcia stwierdzono wrodzoną odmianę anatomiczną, w której nerw kulszowy rozdwajał się na dwie główne gałęzie przed miejscem przecięcia, co spowodowało niekompletną operację i wykluczyło je z analizy. Dlatego analizy behawioralne i histologiczne przeprowadzono na dziewięciu zwierzętach (n = 9). Obie płcie wykazywały porównywalną regenerację i powrót do pełnej sprawności behawioralnej, a nie zaobserwowano żadnych różnic między płciami. Dodatkowa mysz przeszła podwójne przebicie szwem bez przecięcia nerwu (kontrola fikcyjna) w celu oceny potencjalnego wpływu samego zabiegu szycia na wyniki behawioralne. Nie zaobserwowano znaczących różnic w reakcji regeneracyjnej między płciami. Zwierzęta były trzymane w standardowych warunkach przy cyklu 12-godzinnym światło/ciemność, w temperaturze 24 °C i 40%-60% wilgotności względnej, z dostępem ad libitum do pokarmu i wody. Używano myszy obu płci, a nie zaobserwowano znaczących różnic między samcami i samicami. Zabiegi chirurgiczne przeprowadzano pod znieczuleniem izofluanem z systemu znieczulenia niskiego przepływu SomnoSuite. Testy behawioralne przeprowadzano począwszy od drugiego dnia pooperacyjnego, a następnie powtarzano je w dniach 4, 7, 10, 14, 18, 22 i 27, jak wskazano na odpowiednich rysunkach. Użyte reagenty i sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przecięcie/ponowne przeszycie nerwu kulszowego i leczenie lekami

  1. Umieść zwierzę na podgrzanym podkładzie, gdzie nerw kulszowy można byłoby obserwować pod mikroskopem stereoskopowym (Rysunek 1A).
  2. Znieczulić mysz za pomocą systemu znieczulenia niskiego przepływu SomnoSuite.
    UWAGA: Przed rozpoczęciem operacji potwierdź głębokość znieczulenia brakiem reakcji odruchowych, takich jak reakcja na zaciśnięcie palca, następnie nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysychaniu rogówki.
  3. Ogolić sierść na udzie i wokół.
    UWAGA: Usunąć ostrzyżoną i spadłą sierść tak czysto, jak to możliwe. W przeciwnym razie włosy przylegną do szwu 10-0 nylon i zanieczyszczą nerw kulszowy. Pozostałą sierść można delikatnie usunąć za pomocą taśmy laboratoryjnej lub taśmy klejącej po goleniu, aby zapewnić czyste pole operacyjne. Zdezynfekować miejsce operacji, kolejno przecierając ogolony obszar 70% etanolem, betadynem i końcowym przetarciem 70% etanolem za pomocą autoklawizowanych bawełnianych wacików.
  4. Zlokalizować kość udową i wykonać małe nacięcie skóry o długości około 1,0 cm (zakres 0,8-1,2 cm) na środku uda, około ~1 mm powyżej i równolegle do kości udowej za pomocą drobnych nożyczek chirurgicznych.
    1. Delikatnie odstąpić mięsień pośladkowy większy, aby odsłonić leżący pod nim mięsień dwugłowy uda. Następnie użyć końcówek nożyczek, aby delikatnie oddzielić głowę przednią i tylną mięśnia dwugłowego uda, bez przecinania, aby odsłonić nerw kulszowy pod wyrostkiem kości krzyżowej. Te kroki wykonuje się pod bezpośrednią obserwacją wzrokową, a nie pod mikroskopem.
  5. Wyciągnąć nerw kulszowy z ciała za pomocą mikrochirurgicznych kleszczy, aby ułatwić operację nerwu kulszowego (Rysunek 1A).
    UWAGA: Zabezpieczyć kleszcze taśmą, aby zapobiec ich rozchylaniu się poza określony poziom, aby zminimalizować uszkodzenie nerwu kulszowego. Umieścić końcówkę kleszczy pod nerwem kulszowy i uniesiść nerw kulszowy w górę, używając uda myszy jako dźwigni. Dba się o to, aby unieść nerw tylko tak bardzo, jak to konieczne, aby ułatwić przeszycie, i unikać wywierania siły lub wyciągania go na zewnątrz, ponieważ nadmierne rozciąganie może uszkodzić aksony lub otaczające struktury.
  6. Skupić mikroskop na odsłoniętym nerwie kulszowym. Od tego kroku postępuj zgodnie z krokiem 15 za pomocą mikroskopu

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poprzedni protokół fuzji PEG18 został zmodyfikowany w celu utrzymania spójnych wyników chirurgicznych i minimalizowania uszkodzeń nerwów spowodowanych szyciem25. Przez umieszczenie szwu przenikającego przez nerw przed przecięciem, minimalizowano uszkodzenia spowodowane ściśnięciem pincetą lub nakłuciem igłą po przecięciu. Aby przetestować wpływ wiązania szwu przenikającego nerw na jego funkcję, szew przeprowadzono przez nienaruszony nerw dwa razy i zawiązano (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania nad regeneracją nerwów przy użyciu modeli przecięcia nerwów są powszechnie przeprowadzane na nerwie kulszowy myszy31,39. Jednak ze względu na małą wielkość i miękką konsystencję, nerw kulszowy myszy jest trudny do delikatnego potraktowania za pomocą narządów chirurgicznych, a tkanka jest podatna na rozerwanie podczas szycia. Proces mikrouszycia, często wiążący się z nadmierną manipulacją, może prowadzić do odkształcenia nerwu i urazu. Nawet gdy minimalizu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych sporów interesów do ujawnięcia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To dzieło było wspierane przez NIA R01AG070214 dla L.C., NIA R01AG071591 dla L.C., i NIA 1R01AG085545 dla L.C. Treść jest wyłączną odpowiedzialnością autorów i niekoniecznie reprezentuje oficjalne poglądy NIH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#55 ForcepsDumostar-Biology11295-51Jeden w każdej ręce. Potrzebujesz dwóch, aby uchwycić szycie nylonowe 10-0.
10-0 nylon sutureDemeTECHNL761000,4F0P
4-0 nylon sutureMatrix Wizard0197
Anti-beta-tubulinR&D SystemsMAB1195
Anti-NF-200Millipore SigmaN4142
Austerlitz size 000Do testu Pinprick
CF488 conjugated-alpha-bungarotoxinBiotium00005
Nożyczki do sekcjonowaniaKent Scientific 
Nożyczki do precyzyjnego szyciaKent Scientific 
Pęsety do tęczówkiKent Scientific 
K&H Small Animal Heated PadK&H pet products
ML162Millipore SigmaSML2561
Zestaw chirurgiczny dla myszyKent Scientific 
Uchwyt do igiełKent Scientific 
Polietylen glikol (PEG)Millipore SigmaP5413
SCG10Novus BiologicalsNBP1-49461
SomnoSuiteKent Scientific Do znieczulenia izofluranem
Pinzeta do rozdzielaniaSłuży do ekspozycji nerwu kulszowego.

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Akram, R., et al. Axonal Regeneration: Underlying molecular mechanisms and potential therapeutic targets. Biomedicines. 10 (12), 10123186(2022).
  2. Sutherland, T. C., Geoffroy, C. G. The influence of neuron-extrinsic factors and aging on injury progression and axonal repair in the central nervous system. Front Cell Dev Biol. 8, 190(2020).
  3. Farah, M. H., et al. Reduced BACE1 activity enhances clearance of myelin debris and regeneration of axons in the injured peripheral nervous system. J Neurosci. 31 (15), 5744-5754 (2011).
  4. Mahar, M., Cavalli, V. Intrinsic mechanisms of neuronal axon regeneration. Nat Rev Neurosci. 19 (6), 323-337 (2018).
  5. He, Z., Jin, Y. Intrinsic control of axon regeneration. Neuron. 90 (3), 437-451 (2016).
  6. Tsao, J. W., George, E. B., Griffin, J. W. Temperature modulation reveals three distinct stages of Wallerian degeneration. J Neurosci. 19 (12), 4718-4726 (1999).
  7. Vargas, M. E., Barres, B. A. Why is Wallerian degeneration in the CNS so slow. Annu Rev Neurosci. 30, 153-179 (2007).
  8. Gaudet, A. D., Popovich, P. G., Ramer, M. S. Wallerian degeneration: Gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury. J Neuroinflammation. 8, 110(2011).
  9. Hussain, G., et al. Current status of therapeutic approaches against peripheral nerve injuries: A detailed story from injury to recovery. Int J Biol Sci. 16 (1), 116-134 (2020).
  10. Raivich, G., Makwana, M. The making of successful axonal regeneration: genes, molecules and signal transduction pathways. Brain Res Rev. 53 (2), 287-311 (2007).
  11. Neumann, B., Linton, C., Giordano-Santini, R., Hilliard, M. A. Axonal fusion: An alternative and efficient mechanism of nerve repair. Prog Neurobiol. 173, 88-101 (2019).
  12. Hoy, R. R., Bittner, G. D., Kennedy, D. Regeneration in Crustacean Motoneurons: Evidence for axonal fusion. Science. 156, 251-252 (1967).
  13. Birse, S. C., Bittner, G. D. Regeneration of giant axons in earthworms. Brain Res. 113, 575-581 (1976).
  14. Murphy, A. D., Kater, S. B. Specific reinnervation of a target organ by a pair of identified molluscan neurons. Brain Res. 156, 322-328 (1978).
  15. Deriemer, S. A., Elliott, E. J., Macagno, E. R., Muller, K. J. Morphological evidence that regenerating axons can fuse with severed axon segments. Brain Res. 272, 157-161 (1983).
  16. Bedi, S. S., Glanzman, D. L. Axonal rejoining inhibits injury-induced long-term changes in aplysia sensory neurons in vitro. J Neurosci. 21 (24), 9667-9677 (2001).
  17. Neumann, B., Nguyen, K. C., Hall, D. H., Ben-Yakar, A., Hilliard, M. A. Axonal regeneration proceeds through specific axonal fusion in transected C. elegans neurons. Dev Dyn. 240 (6), 1365-1372 (2011).
  18. Bittner, G. D., et al. effective, and long-lasting behavioral recovery produced by microsutures, methylene blue, and polyethylene glycol after completely cutting rat sciatic nerves. J Neurosci Res. 90 (5), 967-980 (2012).
  19. Bamba, R., et al. A novel therapy to promote axonal fusion in human digital nerves. J Trauma Acute Care Surg. 81, S177-S183 (2016).
  20. Borgens, R. B., Shi, R., Bohnert, D. Behavioral recovery from spinal cord injury following delayed application of polyethylene glycol. J Exp Biol. 205, 1-12 (2002).
  21. Kim, C. Y., et al. Accelerated recovery of sensorimotor function in a dog submitted to quasi-total transection of the cervical spinal cord and treated with PEG. Surg Neurol Int. 7 (Suppl 24), S637-S640 (2016).
  22. Kim, C. Y., Oh, H., Hwang, I. K., Hong, K. S. GEMINI: Initial behavioral results after full severance of the cervical spinal cord in mice. Surg Neurol Int. 7 (Suppl 24), S629-S631 (2016).
  23. Liu, Z., et al. Restoration of motor function after operative reconstruction of the acutely transected spinal cord in the canine model. Surgery. 163 (5), 976-983 (2018).
  24. Shi, R., Borgens, R. B. Acute repair of crushed cuinea pig spinal cord by polyethylene glycol. Am Physiol Soc. 81 (5), 2406-2414 (1999).
  25. Ko, S. H., et al. GPX modulation promotes regenerative axonal fusion and functional recovery after injury through PSR-1 condensation. Nat Commun. 16 (1), 1079(2025).
  26. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anat Rec. 215 (1), 71-81 (1986).
  27. Swett, J. E., Torigoe, Y., Elie, V. R., Bourassa, C. M., Miller, P. G. Sensory neurons of the rat sciatic nerve. Exp Neurol. 114 (1), 82-103 (1991).
  28. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: Implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  29. Savastano, L. E., et al. Sciatic nerve injury: A simple and subtle model for investigating many aspects of nervous system damage and recovery. J Neurosci Methods. 227, 166-180 (2014).
  30. Bozkurt, A., et al. Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis. Behav Brain Res. 219 (1), 55-62 (2011).
  31. Lee, J. I., et al. A novel nerve transection and repair method in mice: histomorphometric analysis of nerves, blood vessels, and muscles with functional recovery. Sci Rep. 10 (1), 21637(2020).
  32. Moosmayer, D., et al. Crystal structures of the selenoprotein glutathione peroxidase 4 in its apo form and in complex with the covalently bound inhibitor ML162. Acta Crystallogr D Struct Biol. 77 (Pt 2), 237-248 (2021).
  33. Ma, C. H., et al. Accelerating axonal growth promotes motor recovery after peripheral nerve injury in mice. J Clin Invest. 121 (11), 4332-4347 (2011).
  34. Britt, J. M., et al. Polyethylene glycol rapidly restores axonal integrity and improves the rate of motor behavior recovery after sciatic nerve crush injury. J Neurophysiol. 104 (2), 695-703 (2010).
  35. Bittner, G. D., Schallert, T., Peduzzi, J. D. Degeneration, trophic interactions, and repair of severed axons: A reconsideration of some common assumptions. Neuroscientist. 6 (2), 88-109 (2000).
  36. Bittner, G. D., Ballinger, M. L., Raymond, M. A. Reconnection of severed nerve axons with polyethylene glycol. Brain Res. 367 (1-2), 351-355 (1986).
  37. Spaeth, C. S., Robison, T., Fan, J. D., Bittner, G. D. Cellular mechanisms of plasmalemmal sealing and axonal repair by polyethylene glycol and methylene blue. J Neurosci Res. 90 (5), 955-966 (2012).
  38. Spaeth, C. S., Boydston, E. A., Figard, L. R., Zuzek, A., Bittner, G. D. A model for sealing plasmalemmal damage in neurons and other eukaryotic cells. J Neurosci. 30 (47), 15790-15800 (2010).
  39. Félix, S. P., Pereira Lopes, F. R., Marques, S. A., Martinez, A. M. Comparison between suture and fibrin glue on repair by direct coaptation or tubulization of injured mouse sciatic nerve. Microsurgery. 33 (6), 468-477 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Regeneracja akson wuraz nerwu obwodowegozwoje rdzenia grzbietowegotechnika mikroszyciareinnerwacja mi nifuzja aksonalnaocena behawioralna

Powiązane artykuły