Artykuł metodologiczny

Monitorowanie wychwytu i lokalizacji związków organicznych w tkankach roślinnych za pomocą hydroponicznego testu znakowania radioaktywnego 14C i obrazowania luminoforowego

DOI:

10.3791/68735

⸱

10 października 2025

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule przedstawiono metodę badania remediacji za pośrednictwem roślin przy użyciu 14zanieczyszczeń organicznych znakowanych C. Opisano w nim hydroponiczne przygotowanie roślin, wychwyt radioznacznika i obrazowanie luminoforem w celu śledzenia wchłaniania, translokacji i metabolizmu zanieczyszczeń. Technika ta stanowi cenne narzędzie do oceny potencjału fitoremediacji w odniesieniu do różnych gatunków roślin i zanieczyszczeń środowiska.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fitoremediacja, czyli wykorzystanie roślin do łagodzenia zanieczyszczeń środowiska, oferuje zrównoważone i opłacalne podejście do oczyszczania zanieczyszczonych terenów. Opracowanie metod, które pomogą w wyjaśnieniu mechanizmów stojących za pobieraniem i metabolizmem zanieczyszczeń przez rośliny, ma kluczowe znaczenie dla poprawy praktyk fitoremediacji. W artykule opisano metodę oceny pobierania i przekształcania zanieczyszczeń organicznych przez rośliny przy użyciu związków znakowanych radioizotopem. 14Związki organiczne znakowane C, takie jak kwas C-naftenowy model 14, są wykorzystywane do śledzenia ich wchłaniania, translokacji, lokalizacji i metabolizmu w tkankach roślinnych. Wcześniej stosowaliśmy tę metodę z wieloma gatunkami roślin, w tym Elymus trachycaulus i Salix interior. Obserwacje te zostały tutaj potwierdzone przez modelową roślinę, Arabidopsis thaliana, uprawianą hydroponicznie w zmodyfikowanych roztworach Hoaglanda. Wychwyt znakowanego radioaktywnie monitorowano za pomocą zliczania scyntylacyjnego cieczy i obrazowania luminoforem, co pozwala na wizualizację i kwantyfikację związków znakowanych radioaktywnie w tkankach roślinnych. Metoda ta szczegółowo opisuje przygotowanie materiałów roślinnych, zastosowanie związków znakowanych radioaktywnie oraz proces analizy rozmieszczenia i losów zanieczyszczeń w roślinach. Metoda obejmuje również strategie oceny wysięku złożonego i pozwala na ocenę zarówno pobierania przez rośliny, jak i translokacji zanieczyszczeń środowiskowych. Podejście to zapewnia wgląd w procesy remediacji za pośrednictwem roślin i może być stosowane do badania szerokiego zakresu zanieczyszczeń środowiskowych i gatunków roślin.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bioremediacja to technologia remediacji, w której pośredniczą jednostki biologiczne, takie jak rośliny i mikroorganizmy. Fitoremediacja, która wykorzystuje rośliny lub produkty roślinne do usuwania zanieczyszczeń ze środowiska, może uzupełniać lub służyć jako alternatywa dla remediacji opartej na mikroorganizmach, pokonując niektóre ograniczenia związane ze stosowaniem samych mikroorganizmów 1,2,3,4. Fitoremediacja jest opłacalna ze względu na procesy zachodzące w roślinach napędzane energią słoneczną, w których zanieczyszczenia są wchłaniane przez ich korzenie lub pędy i transportowane między komórkami i tkankami, gdzie mogą być metabolizowane, sekwestrowane lub ulatniające się5. Najskuteczniejszymi roślinami do fitoremediacji są zazwyczaj odporne, odporne na stres gatunki o wysokim współczynniku transpiracji, szybkiej produkcji biomasy i głębokich systemach korzeniowych, takich jak te występujące w rodzajach Populus i Salix 6. Jako organizmy siedzące, rośliny wyewoluowały różne szlaki metaboliczne, aby radzić sobie z toksycznymi związkami w swoim środowisku1. To wyposaża je w szeroki zakres genów i procesów biochemicznych, które zwiększają ich zdolność do radzenia sobie z zanieczyszczeniami.

Ramy fitodegradacji, po raz pierwszy zaproponowane przez Sandermanna i in. (1977)7, nakreślają trójfazowy proces detoksykacji zanieczyszczeń za pośrednictwem roślin: transformację, koniugację i kompartmentalizację. W każdej fazie zanieczyszczenia poddawane są modyfikacjom enzymatycznym, które zwiększają ich hydrofilowość, zmniejszają toksyczność i sprawiają, że są bardziej podatne na sekwestrację lub dalszą mineralizację4. Ponieważ jednak rośliny polegają głównie na atmosferycznym dwutlenku węgla do wiązania węgla, ich zdolność do pełnej mineralizacji zanieczyszczeń organicznych jest potencjalnie ograniczona. Zanieczyszczenia mogą być zamiast tego sekwestrowane w wakuolach lub ścianach komórkowych (fitoswestracja) lub ulatniane do atmosfery (fitowolatilizacja)1.

Kluczowym wyzwaniem w badaniach nad fitoremediacją jest ustalenie, czy rośliny są w stanie pobierać i przekształcać zanieczyszczenia organiczne ze swojego środowiska1. Tradycyjne metody wykrywania często nie są w stanie dokładnie prześledzić ścieżek wchłaniania i przemieszczania zanieczyszczeń, co utrudnia ocenę zdolności zakładu do remediacji określonych zanieczyszczeń 1,5. Znakowane radioaktywnie związki organiczne węgla-14 (14C) oferują potężne rozwiązanie tego problemu. Wystawiając rośliny na działanie 14zanieczyszczeń znakowanych izotopem C, naukowcy mogą śledzić wprowadzanie węgla znakowanego radioaktywnie do tkanek roślinnych, zapewniając precyzyjny wgląd w wchłanianie, translokację i transformację zanieczyszczenia. Technika ta umożliwia identyfikację gatunków roślin zdolnych do remediacji określonych zanieczyszczeń organicznych i oferuje wiarygodny sposób oceny zaangażowanych ścieżek fizjologicznych. Ostatecznie, zastosowanie 14związków znakowanych metodą C pogłębia naszą wiedzę na temat potencjału fitoremediacji, wspierając rozwój bardziej skutecznych, ukierunkowanych strategii remediacji środowiska.

W artykule opisano metodę wykorzystującą 14radioznakowanych C-radioaktywnie zanieczyszczeń organicznych do monitorowania wchłaniania, translokacji i losu tych zanieczyszczeń z roztworu hydroponicznego przez rośliny. Niedawna publikacja opisała podobną metodę śledzenia losu 14herbicydów znakowanych znakiem C po zastosowaniu dolistnym8. Jednak opisana tutaj metoda nakreśla, w jaki sposób można ocenić usuwanie i przemieszczanie zanieczyszczeń znakowanych radioaktywnie z roztworu hydroponicznego, wraz z uwagami na temat sposobu dostosowania tej metody do wykorzystania gleby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Przed przystąpieniem do stosowania niniejszego protokołu ważne jest, aby zapoznać się z odpowiednimi instytucjonalnymi i krajowymi wytycznymi i przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa izotopów promieniotwórczych. Krótko mówiąc, z każdym materiałem radioaktywnym lub czymkolwiek, co mogło mieć kontakt z izotopami promieniotwórczymi, należy obchodzić się w podwójnych rękawicach, fartuchu laboratoryjnym i okularach ochronnych. Zabieg został przeprowadzony w wydzielonym miejscu w laboratorium z taśmą do oznaczania odcinków zawierających radioizotopy. Ponadto, po wszystkich procedurach, należy natychmiast wyczyścić szkło i narzędzia, a następnie pobrać wymaz i przetestować je na obecność zanieczyszczających izotopów promieniotwórczych za pomocą zliczania scyntylacyjnego. Wszystkie materiały i płyny użyte w tych testach zostały również zutylizowane w dedykowanych pojemnikach na odpady radioaktywne i odpowiednio zutylizowane zgodnie z wytycznymi Uniwersytetu w Calgary i Kanadyjskiej Komisji Bezpieczeństwa Jądrowego.

1. Przygotowanie roztworu Hoaglanda

  1. Przygotować 0,5x (o połowie mocy) roztwór Hoaglanda z mieszaniny handlowej lub przygotować pożywkę od podstaw, składającą się z 0,5 mM NH4H2PO4, 3 mM KNO3, 2 mM Ca(NO3)2, 1 mM MgSO4, 23 μM H3BO3, 5 μM MnCl2•4H2O, 400 nM ZnSO4•7H2O, 200 nM CuSO4•5H2O, 70 nM H2MnO4•1H2O, 45 μM FeSO4•7H2O.
  2. Dodać MES lub inny odpowiedni bufor, aby osiągnąć końcowe stężenie 10 mM.
  3. Dostosuj pH do żądanej wartości (tutaj pH wynosiło 5,0).

2. Przygotowanie roztworu do znakowania radioaktywnego

  1. Przenieść wymaganą objętość 0,5 x roztworu Hoaglanda (50 ml na kontrpróbę) do czystej kolby.
  2. Dodać 0,1-0,26 kBq/ml znakowanego radioaktywnie związku do roztworu Hoaglanda.
    UWAGA: W tym badaniu użyto 14C-AdCA (kwas adamantano-1-karboksylowy) rozpuszczony w metanolu.
  3. Dokładnie wymieszać, obracając kolbę przez 2-3 minuty.
  4. Porcję 50 ml roztworu do znakowania promieniotwórczego rozlać na 125 ml kolby Erlenmeyera dla każdej kontrpróby.

3. Arabidopsis ( Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.) Przygotowanie roślin

UWAGA: Protokół hydroponicznej uprawy Arabidopsis thaliana jest szczegółowo opisany w Conn et al. (2013)9.

  1. Dla każdej rośliny zdejmij nożyczkami nakrętkę ze standardowej probówki do mikrofugi o pojemności 1,7 ml i przebij otwór o średnicy 3 mm w środku nakrętki za pomocą skórzanego dziurkacza.
  2. Tymczasowo uszczelnij górne części nakrętek taśmą i napełnij nakrętki stopionymi 0,5 x pożywką Hoagland zawierającą 0,8% agaru, a następnie umieść w pokrywie zmodyfikowanego pudełka na końcówki (zbiornik do kiełkowania) (Rysunek 1A).
  3. Nasiona rzodkiewnika sterylizować powierzchniowo przez kolejne mycie w 70% etanolu przez 10 minut, a następnie 5 minut i wysuszyć w okapie przepływowym na sterylnej bibule filtracyjnej.
  4. Wysiewaj nasiona do podłoża agarowego przez otwór wybity w górnej części nasadki mikrowirówki.
  5. Rozwarstwiać nasiona w stojaku na końcówki w temperaturze 4 °C przez 2-4 dni.
  6. Przenieś zbiornik do kiełkowania do komory wzrostowej w warunkach długiego dnia (16 godzin światła, 8 godzin ciemności przy ~150 μmol/m2s światła i 22 °C).
  7. Napełnij stojaki na końcówki 0,5x roztworem Hoaglanda.
    UWAGA: Upewnij się, że roztwór dotyka agaru, aby zapobiec wysuszeniu.
  8. Uprawiaj rośliny przez 2-3 tygodnie, uzupełniając roztwór w razie potrzeby (co 3-4 dni), aby agar pozostał w kontakcie z roztworem hydroponicznym.
  9. Przeszczep nakrętki i sadzonki do otworu o średnicy 10 mm wyciętego w środku pokrywki tubki Falcon o pojemności 50 ml za pomocą wiertła i wiertarki (Rysunek 1B).
  10. Wywierć 12 otworów w plastikowej pokrywie o pojemności 10 l za pomocą wiertła o średnicy 30 mm (zbiornik do dojrzewania).
  11. Umieść pokrywki tubki Falcon nad otworami w górnej części torby, tak aby korzenie przeszły do pojemnika poniżej.
  12. Przymocuj kamienie napowietrzające do dna zbiornika do dojrzewania i napełnij roztworem Hoaglanda, aż korzenie będą w większości zanurzone.
  13. Umieść rośliny z powrotem w komorze wzrostowej i rosnąć przez kolejne 6-8 tygodni (16 godzin światła, 8 godzin ciemności przy ~150 μmol/m2s światła i 22 °C), aż rozety osiągną średnicę około 10 cm.

figure-protocol-1
Rycina 1: Zbiorniki hydroponiczne do kiełkowania i dojrzewania rzodkiewnika oraz 14naczyń do leczenia C-AdCA. (A) Zbiornik do kiełkowania używany do kiełkowania nasion Arabidopsis do wzrostu hydroponicznego. (B) Rośliny rzodkiewnika w zbiorniku do dojrzewania gotowe do eksperymentów. (C) Roślina Arabidopsis z korzeniami zanurzonymi w roztworze 14C-AdCA podczas eksperymentów. Kolby o pojemności 50 ml (naczynie do badania 14C) są zwykle przykrywane folią aluminiową (nie pokazano) podczas ekspozycji, aby zapobiec rozwojowi glonów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Sitowie bałtyckie (Juncus balticus Willd. ) Przygotowanie roślin

  1. Rozwarstwić nasiona między dwoma wilgotnymi kawałkami bibuły filtracyjnej na szalce Petriego w temperaturze 4 °C przez 1-2 tygodnie.
  2. Usuń górną bibułę filtracyjną i umieść naczynie w komorze wzrostowej w warunkach długiego dnia (16 godzin światła, 8 godzin ciemności przy ~150 μmol/m2s światła i 22 °C) przez 1 tydzień.
  3. Przesadzaj sadzonki do zmodyfikowanych stojaków na końcówki, zgodnie z opisem dla Arabidopsis (kroki 3.1-3.4).
  4. Rośliny uprawiać przez 2-3 tygodnie (16 h światła, 8 h ciemności przy ~150 μmol/m2s światła i 22 °C) lub do momentu, gdy korzenie osiągną 3-4 cm długości.
  5. Przesadzić rośliny do zmodyfikowanej 10-litrowej torby z kamieniami napowietrzającymi, napełnić roztworem Hoaglanda, aż korzenie będą w większości zanurzone i rosnąć przez dodatkowe 6-8 tygodni (16 godzin światła, 8 godzin ciemności przy ~150 μmol/m2s światła i 22 °C).

5. Przygotowanie sadzonek wierzby piaskowej (Salix interior Rowlee)

UWAGA: Protokół uprawy sadzonek wierzby piaskowej opisano w Alberts et al. (2021)10.

  1. Wytnij 10 cm sadzonki łodyg (o średnicy 5 mm) i zanurz je na noc w temperaturze pokojowej w diH2O, aby nawodnić i pobudzić ukorzenianie.
  2. Przenieś uwodnione sadzonki do napowietrzonych zbiorników hydroponicznych z 10 litrami 0,5x roztworu Hoaglanda i rosnąć przez 1 miesiąc (16 godzin światła, 8 godzin ciemności w temperaturze ~150 μmol/m2s światła i 22 °C), aby ustalić wzrost korzeni i pędów.
    UWAGA: Odświeżaj roztwór Hoagland co 2 tygodnie, aby zapobiec niedoborowi składników odżywczych podczas rozwoju sadzonek.

6. Znakowanie izotopami promieniotwórczymi

  1. Po przygotowaniu roztworu do znakowania promieniotwórczego należy pobrać podwielokrotność 100 μl z roztworu do zliczania scyntylacji cieczy w celu określenia początkowego stężenia izotopów.
  2. Delikatnie osuszyć korzenie roślin i przenieść zespół nasadki probówki Falcon do kolb Erlenmeyera o pojemności 125 ml (naczynie do obróbki 14C) zawierających 0,5 x roztwór Hoaglanda z 14związkami organicznymi znakowanymi C z kroku 2.4.
  3. Zaznaczyć poziom roztworu na kolbie, aby upewnić się, że można go uzupełnić do objętości początkowej podczas eksperymentu, biorąc pod uwagę ewapotranspirację.
  4. Owinąć kolby folią aluminiową i wstrząsnąć z prędkością 40-60 obr./min pod światłami do uprawy na czas trwania testu lub do momentu, gdy oznakowane rośliny zostaną przeniesione do 0,5 x roztworu Hoaglanda bez znakowania radioaktywnego na okres pościgu.
  5. Uzupełniać objętość w kolbie co 1-2 godziny do linii wykonanej w kroku 6.3 roztworem Hoaglanda bez radioznacznika przed pobraniem 100 μl podwielokrotności. Upewnij się, że mierzysz objętość Hoaglanda dodanego do każdej kolby, aby porównać szybkość ewapotranspiracji z każdego roztworu. Po pierwszych 6-8 godzinach czas pobierania próbek może wydłużyć się do co 12-24 godzin.
    UWAGA: Ten krok może trwać kilka dni, jeśli zajdzie taka potrzeba, ale należy pamiętać o codziennym monitorowaniu radioaktywności w porcjach w miarę postępu eksperymentu.
  6. Opcjonalnie: W celu monitorowania wysięku w okresie pościgu należy przenieść roślinę i zespół nasadki probówki Falcona do kolby z 50 ml świeżego roztworu Hoaglanda (niezawierającego 14związków znakowanych C) i usunąć podwielokrotność 100 μl co 2 godziny przez pierwsze 6-8 godzin, a następnie w odstępach 24 godzin od rozpoczęcia doświadczenia.
    UWAGA: Aby odróżnić bierny dyfuzję od aktywnego wysięku związku z korzeniami roślin, można dodać aktywny inhibitor transportu, taki jak cyklosporyna A, w stężeniu 20 μM.
  7. Zmierzyć liczbę promieniotwórczą każdej podwielokrotności pobranej między etapami 6.1-6.6 za pomocą licznika scyntylacyjnego cieczy.

7. Obrazowanie fosforowe roślin

  1. Płucz korzenie przez 15 minut w 0,5-krotnym roztworze Hoaglanda bez radioznacznika, aby usunąć luźno związany radioizotop.
  2. Zebrać 100 μl roztworu płuczącego do zliczania scyntylacji cieczy.
  3. Zważ rośliny lub niezdrewniały materiał roślinny, aby określić świeżą masę.
  4. Wysuszyć materiał roślinny za pomocą suszarki żelowej na kawałku oznakowanej bibuły filtracyjnej w temperaturze 50 °C w próżni przez 2 godziny, a następnie pozostawić do wyschnięcia na noc w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Po wysuszeniu rośliny mogą być przechowywane przez dłuższy czas (4-6 miesięcy), a obrazowanie może nastąpić w późniejszym terminie przy minimalnym spadku sygnału radioaktywnego.
  5. Wyczyść ekran luminoforowy, wystawiając go na działanie silnego światła na gumce luminoforowej przez 15 minut.
  6. Dozować 2-10 μl roztworu znakowanego radioaktywnie o znanej radioaktywności na kawałek bibuły filtracyjnej i pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez noc.
    UWAGA: Tutaj stosowane są normy z radioaktywnością: 67, 33, 17, 8, 4 i 2 Bq, ale można to zmienić, aby dostosować się do intensywności sygnału z próbek roślinnych.
  7. Umieścić ekran luminoforowy na wysuszonych próbkach roślin i wzorcach promieniotwórczych w ciemności lub w zamkniętym nieprzezroczystym pojemniku i wystawić je na działanie promieniotwórczych substancji przez co najmniej 24 godziny.
    UWAGA: Jeśli obraz jest niedoświetlony lub prześwietlony, odpowiednio dostosuj czas ekspozycji.
  8. Obrazuj ekrany za pomocą laserowego systemu obrazowania luminoforowego ze skaningiem w rozdzielczości 50 μm.
  9. Analizuj intensywność i rozkład sygnału obrazu luminoforowego za pomocą oprogramowania ImageJ11.
    1. Kroki ImageJ: Otwórz obraz, wybierając Plik> Analizuj > ustaw pomiary...Wybierz opcję Obszar i Średnia wartość szarości > OK. Wybierz narzędzie do zaznaczania kształtów , które najlepiej pasuje do tkanki. Kliknij i przeciągnij obraz, aby podświetlić obszar zainteresowania. Naciśnij Ctrl + M. Skopiuj obszar i średnią wartość szarości do arkusza kalkulacyjnego.
  10. Przelicz średnie wartości szarości na Bq, używając wzorców promieniotwórczych w krzywej standardowej.
  11. Obliczyć całkowitą aktywność w tkance roślinnej (gęstości zintegrowane) za pomocą następującego równania:
    Gęstość zintegrowana (Bq) = (Średnia Bq tkanki (Bq/cm2) - Tło (Bq/cm2)) * Powierzchnia (cm2)
    1. Opcjonalnie: Przekonwertuj obraz w skali szarości na skalę intensywności kolorów za pomocą oprogramowania ImageJ11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura absorpcji 14na etykiecie C ma zastosowanie do różnych gatunków roślin poza rzodkiewnikiem, w tym Salix interior, Elymus trachycaulus (Link) Gould ex Shinners oraz gatunków podmokłych, takich jak Juncus balticus10,12. Jednak w celach reprezentatywnych przedstawiamy wyniki z ekotypu Arabidopsis Columbia-7 (Col-7). Wcześniej wykazaliśmy, że zanieczyszczenia środowiska, takie jak kwasy n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fitoremediacja zyskała na popularności w ostatnich dziesięcioleciach jako pasywna, ekonomiczna i przyjazna dla środowiska metoda oczyszczania odpadów przemysłowych i zanieczyszczonych terenów1. Identyfikacja gatunków roślin o zwiększonym wchłanianiu zanieczyszczeń i zrozumienie procesów molekularnych rządzących wchłanianiem cząsteczek organicznych może udoskonalić strategie fitoremediacji. W przeciwieństwie do innych metod pośrednich, opisana tutaj technika wychwytu radioaktywnego i obrazowania lu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez Genome Canada w ramach grantu Large Scale Applied Research Project (LSARP) (#18207) we współpracy z Genome Alberta i Genome Quebec. Współfinansowanie zostało zapewnione przez rząd Alberty za pośrednictwem Alberta Innovates oraz Ministerstwa Pracy, Gospodarki i Handlu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Modyfikowana mieszanina soli bazowej HoaglandLaboratoria FitotechnologiiZobacz materiał H353Zawiera siarczan żelazawy
AgarSklep BioShopAGR001 powiedział:
MES (kwas 2-(N-morfolino)etanosulfonowy)Sklep BioShopZobacz materiał MES555
pH-metrMettler ToledoFiveEasy (Pięć)
MetanolSklep BioShopMET302 powiedział:
12C-Adamantan karboksylowySigma Aldrich106399
Kwas karboksylowy 14C-AdamantanViTrax (Język Gwiezdny)Synteza niestandardowa
Kolby Erlenmeyera o pojemności 125 mlFirma VWR30623-174
Probówki Falcon 50 mlFirma VWRCA21008-940
Rurki mikrocentyfugoweFirma VWR87003-294
Komory wzrostu roślinKonwir
Pudełka na napiwkiDiaMedDIATEC530-8376
Torba na buty Rubbermaid Roughneck 3 galonyAmazonkaB0B3345MYH
Bibuła filtracyjnaFirma VWRCA28320-020
szalka PetriegoFirma VWR11019-566
Shaker z uchwytami na kolbyForma Scientificnr wzoru 4516
Koktajl scyntylacyjnyMiędzynarodowe produkty badawcze111195
Fiolki scyntylacyjneFirma VWR10014-296
Licznik scyntylacyjnyBeckman CoulterLS 6000ICUżyte fiolki będą zależeć od licznika scyntylacyjnego
Suszarka do żeluBio-Radwzoru 583
Laserowy skaningowy imager fosforowyBio-RadKamera molekularna FX

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kafle, A., et al. Phytoremediation: mechanisms, plant selection and enhancement by natural and synthetic agents. Environ Adv. 8, 100203(2022).
  2. Reis, P. C. J., et al. Microbial degradation of naphthenic acids using constructed wetland treatment systems: metabolic and genomic insights for improved bioremediation of process-affected water. FEMS Microbiol Ecol. 99 (12), fiad153(2023).
  3. Saleem, M. H., Zhu, H., Liu, L. Synergistic and sustainable impact of reducing nitrogen fertilizer on growth, yield, and quality of ramie (Boehmeria nivea L.). Plant Prod Sci. 25 (3), 289-297 (2022).
  4. Kamal, A., et al. Ball-milled synthesis of maize biochar-ZnO nanocomposite (MB-ZnO) and estimation of its photocatalytic ability against different organic and inorganic pollutants. J Saudi Chem Soc. 26 (3), 101445(2022).
  5. Abhilash, P. C., Jamil, S., Singh, N. Transgenic plants for enhanced biodegradation and phytoremediation of organic xenobiotics. Biotechnol Adv. 27 (4), 474-488 (2009).
  6. Isebrands, J. G., Richardson, J. Poplars and willows: trees for society and the environment. , CAB International and FAO. Boston, USA. (2014).
  7. Sandermann, H., Diesperger, H., Scheel, D. Metabolism of xenobiotics by plant cell cultures. Plant tissue culture and its biotechnological application. , (1977).
  8. Mendes, K. F., Martins, B. A. B., Reis, F. C., Dias, A. C. R., Tornisielo, V. L. Methodologies to study the behavior of herbicides on plants and the soil using radioisotopes. Planta Daninha. 35, e017154232(2017).
  9. Conn, S. J., et al. Protocol: optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9 (1), 4(2013).
  10. Alberts, M. E., et al. Detection of naphthenic acid uptake into root and shoot tissues indicates a direct role for plants in the remediation of oil sands process-affected water. Sci Total Environ. 795, 148857(2021).
  11. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  12. Alberts, M. E., et al. The effect of rhizosphere pH on removal of naphthenic acid fraction compounds from oil sands process-affected water in a willow hydroponic system. Sci Total Environ. 948, 174720(2024).
  13. Leishman, C., et al. The effect of oil sands process-affected water and naphthenic acids on the germination and development of Arabidopsis. Chemosphere. 93 (2), 380-387 (2013).
  14. Widdup, E. E., et al. Identification of detoxification pathways in plants that are regulated in response to treatment with organic compounds isolated from oil sands process-affected water. Chemosphere. 139, 47-53 (2015).
  15. Alberts, M. E., Chua, G., Muench, D. G. Exposure to naphthenic acids and the acid extractable organic fraction from oil sands process-affected water alters the subcellular structure and dynamics of plant cells. Sci Total Environ. 651, 2830-2844 (2019).
  16. Martinière, A., et al. Uncovering pH at both sides of the root plasma membrane interface using noninvasive imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (25), 6488-6493 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

PhytoremediationPlant UptakeOrganic ContaminantsRadiolabeled CompoundsHydroponic AssayPhosphor ImagingLiquid ScintillationPlant MetabolismCompound TranslocationEnvironmental Remediation
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły