Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

547 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

21 listopada 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj metodę oceny aktywacji i blokady aksonów czuciowych w nerwach obwodowych w ostrych, znieczulonych, in vivo eksperymentach na szczurach z użyciem dwóch typów elektrofizjologicznych pomiarów rdzenia, które pozwalają rozróżnić aktywność podtypów włókien nerwowych: lokalnych potencjałów pola oraz zapisów pojedynczego neuronu o szerokim zakresie dynamicznym.

Streszczenie

Rejestry elektrofizjologiczne in vivo z okolicy lędźwiowej kręgosłupa szczura mogą być wykorzystywane do badania aktywacji sensorycznych sygnałów nerwowych w kończynach tylnych, a także skuteczności interwencji terapeutycznych przerywających sygnały bólu wznoszącego.

Tutaj opisujemy procedury chirurgiczne (laminektomia i ekspozycja nerwu kulszowego), zbieranie danych oraz analizę dwóch komplementarnych sygnałów elektrofizjologicznych: lokalnych rejestrów potencjału pola oraz szerokiego zakresu dynamicznego nagrań pojedynczych neuronów. Oba różnicują aktywację podklas włókien nerwowych na podstawie prędkości przewodzenia względem impulsu stymulacji elektrycznej.

Lokalne potencjały pola (LFP) mogą rozróżnić włókna nerwowe A α/β i C, ale nie wykrywają aktywności Aδ. Dostarczają informacji o globalnej aktywacji całej rwy kulszowej. Po bezpośredniej stymulacji elektrycznej nerwu kulszowego za pomocą elektrody bipolarnej w stylu mankietu J, oblicza się powierzchnię pod krzywymi pomiarami dwóch dołów odpowiadających każdemu składnikowi.

Rejestry pojedynczego neuronu w szerokim zakresie dynamicznym (WDR) oceniają aktywność podzbioru aktywacji rwy kulszowej i mogą rozróżnić typy włókien Aα/β, Aδ i C. Stymulację elektryczną można stosować bezpośrednio do rwy kulszowej, jak w przypadku LFP, lub za pomocą elektrod igiełkowych umieszczonych w powierzchni podeszwowej tylnej łapy. Ten sygnał o wyższej częstotliwości powoduje wysokie skoki potencjału działania sygnał-szum. Liczba skoków w ramach zdefiniowanych okien opóźnień odzwierciedla poziom aktywności różnych typów światłowodów.

Do tej pory techniki te zostały wykorzystane do oceny właściwości czasowych trzech różnych metod blokowania bólu: blokady nerwu elektrycznego prądem stałym za pomocą specjalnie wykonanej elektrody interfejsu nerwowego z rozdzielonym węglem (CSINE), prądu przemiennego o częstotliwości kilohercowej oraz fotobiomodulacji z użyciem lasera 830 nm. To przygotowanie chirurgiczne było stosowane do interwencji blokady nerwowej trwające do 5 godzin.

Wprowadzenie

Bezpośrednie blokowanie sygnałów bólu w nerwach obwodowych przed dotarciem do rdzenia kręgowego ma potencjał do wielu zastosowań w terapii bólu, takich jak choroba zwyrodnieniowa stawów kolana czy zespół fantomowej kończyny po amputacji 1,2,3,4. Ogólnie rzecz biorąc, takie interwencje terapeutyczne zmniejszają/eliminują ogólnoustrojowe skutki uboczne zaobserwowane w obecnych lekach znieczulającychi przeciwbólowych 1,2.

Dwa typy komplementarnych pomiarów elektrofizjologicznych można rejestrować z lędźwiowego rdzenia kręgowego w celu oceny aktywacji sensorycznej obwodowej: lokalne potencjały pola (LFP)3,4 oraz szeroki zakres dynamiczny (WDR)5,6,7 pojedynczych neuronów. LFP można rejestrować z kręgosłupa grzbietowego. Służą do pomiaru aktywacji całego nerwu kulszowego; LFP reprezentuje odpowiedzi wielu komórek, w tym pobudzające potencjały postsynaptyczne w dendrytach oraz potencjały czynnościowe zarejestrowane z końcowców soma i aksonów. Zostały one wykorzystane do badań neuroplastyczności rdzenia kręgowego3 oraz łagodzących ból dzięki elektrycznej stymulacji rdzenia kręgowego8. Z sygnałów LFP można zmierzyć amplitudę dużych, mielinizowanych Aα/β a amplitudę niemielinizowanych włókien C3. Neurony WDR występują w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego L4 i L5. Te neurony są wielorecepcyjne; otrzymują i wiernie przekazują sygnały ze wszystkich podklas neuronów sensorycznych: nocyceptywnych włókien Aδ- i C oraz nienocyceptywnych włókien Aα/β-7,9,10,11. Dlatego, na podstawie opóźnienia względem bodźca sensorycznego, aktywność neuronów WDR dostarcza szczegółowych informacji o peryferyjnej aktywności sensorycznej5. Takie nagrania były wcześniej wykorzystywane do oceny bloku sensorycznego przy użyciu prądu stałego (DC)9 oraz częstotliwości kilohercowej prądu przemiennego (KHFAC)10. Obie techniki wykorzystują opóźnienie zarejestrowanych sygnałów do rozróżniania różnych podklas czuciowych włókien nerwowych obwodowych; Wynika to z różnych prędkości przewodzenia podklas włókien nerwowych12. Sygnały te są uzupełniające, ponieważ nagrania LFP odzwierciedlają aktywność całego nerwu kulszowego, ale potrafią odróżnić tylko Aα/β od włókien C i nie wykrywają Aδ13,14. Jednocześnie zapisy WDR odzwierciedlają aktywność subpopulacji włókien nerwu kulszowego, ale mogą rozróżniać Aα/β, Aδ i C-włókna 7,9,10,11. Tę wadę można przezwyciężyć dzięki wielokontaktowym matrycom elektrod, które jednocześnie rejestrują wiele neuronów WDR15.

Różne podtypy włókien nerwowych obwodowych przekazują różne rodzaje sygnałów sensorycznych lub ruchowych. Na przykład duże, mielinizowane włókna czuciowe przekazują sygnały dotykowe, podczas gdy mniejsze, niemielinizowane włókna przekazują sygnały bólowe 16,17,18. Przy ocenie technologii blokady nerwowej ważne jest, aby zrozumieć, które podtypy włókien są najbardziej dotknięte, ponieważ klinicznie korzystne byłoby blokowanie sygnałów bólu przy jednoczesnym zachowaniu dotykowego odczucia. Ponadto zaobserwowano złożone właściwości skroniowe blokady nerwów obwodowych. Na przykład miejscowa znieczulenie lidokaina początkowo blokuje tylko niemielinizowane włókna C, a następnie blokuje włókna mielinizowane po19 roku. Po całkowitym zablokowaniu wszystkich włókien nerwowych lidokainą, zaobserwowano również różnice w typach włókien podczas rekonwalescencji po bloku20. Opisana tutaj technika elektrofizjologiczna pozwala badaczom wyjaśnić właściwości czasowe metodologii blokady nerwów obwodowych na różnych podpopulacjach włókien nerwowych czuciowych. Do tej pory stosowaliśmy tę metodę do oceny bloku prądu stałego przy użyciu bloku elektrycznegoprądu stałego 21,22, bloku elektrycznego prądu przemiennego o częstotliwości kilohercowej23 oraz fotobiomodulacji przy użyciu długości fal w bliskim podczerwieni24,25. Techniki te byłyby również odpowiednie do badania innych interwencji działających lokalnie na nerw obwodowy, takich jak zimno, ciepło i zastrzyki chemiczne 26,27,28.

Ocena terapii nerwów obwodowych często wykorzystuje modele chorobowe bóluzapalnego 29 lub bólu neuropatycznego30 , połączone z testami behawioralnymi nadwrażliwości mechanicznej i termicznej31. Opisane tutaj metody elektrofizjologiczne mogą ilościowo określić zmiany aktywności nerwowej, które przyczyniają się do zmniejszenia odczuwania bólu. Ponadto mogą dostarczyć przydatnych danych na temat niepożądanych skutków blokady nerwów obwodowych, takich jak blokowanie dużych włókien czuciowych zaangażowanych w odczucia dotykowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół ten dotyczący eksperymentów na zwierzętach został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Uniwersytetu Case Western Reserve (CWRU). Case Western Reserve University jest instytucją akredytowaną przez AAALAC i przestrzega odpowiednich przepisów federalnych, stanowych i lokalnych, a także polityk instytucjonalnych. Nasza grupa badawcza została przeszkolona i certyfikowana przez pracowników CWRU. Pracując nad protokołami zatwierdzonymi przez IACUC, przestrzegamy polityki Public Health Service oraz Przewodnika po opiece i wykorzystaniu zwierząt laboratoryjnych (wydanie 8)32. Ten prokudur jest terminalny, a eutanazja zostałaby wywołana (za pomocą protokołu zatwierdzonego przez IACUC) po zakończeniu planowanych badań lub degradacji sygnałów elektrofizjologicznych kręgosłupa.

UWAGA: Parametry wentylacji, znieczulenia i innych leków opisane tutaj zostały skutecznie zastosowane dla dorosłych szczurów obu płci w zakresie wagowym 350-500 g. Wentylacja dodatniego ciśnienia i wsparcie termiczne pozwalają utrzymać zwierzęta do 6 godzin przy dobrym tętnie i perfuzji obwodowej. Taka ilość czasu jest niezbędna do zebrania danych elektrofizjologicznych kręgosłupa podczas wielu randomizowanych badań. Dzięki praktyce zabieg chirurgiczny można zakończyć w 90 minut.

1. Znieczulenie i wentylacja

  1. Indukuj znieczulenie w szczelnym akrylowym pudełku z 5% izofluranem. Gdy szczur stanie się całkowicie nieprzytomny, przenieś zwierzę do stożka nosowego i dawkować izofluran w zakresie 1-3%, aby utrzymać odpowiedni poziom znieczulenia. Nakładaj maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszaniu rogówki. Do golenia użyj elektrycznej maszynki do cięcia i usuń futro z tyłu oraz lewej tylnej łapy od grzebienia biodrowego do stawu kolana. Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu uszczypnięcia palca u stóp i mrugania okiem oraz monitoruj powierzchnię znieczulenia co 15 minut.
    UWAGA: Szczur jest gotowy do intubacji, gdy samoistnie oddycha w tempie 15-30 oddechów na minutę. Zapewniaj i utrzymuj wsparcie termiczne przez cały zabieg.
  2. Intubuj szczura w pozycji leżącej za pomocą pochwy z cewnika angiocath IV 14 G (cewnik 16 G może być bardziej odpowiedni dla mniejszych zwierząt) oraz laryngoskopem z ostrzem Miller 0 lub 00.
  3. Aby poprawić widoczność strun głosowych, delikatnie podtrzymaj język za pomocą niemiażdżących kleszczy. Zweryfikować intubację na podstawie wychylenia klatki piersiowej i tempa wentylacji, które pokrywają się z tempem unoszenia klatki piersiowej.
  4. Stosuj wentylację dodatniego ciśnienia z częstotliwością ruchu 60/min i objętością ruchu 3-5 cc/ruch, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 1%-3%.
  5. Cewnik załóż boczną żyłę ogonową za pomocą cewnika dożylnego o pojemności 22 G. Aby poprawić widoczność, oczyść żyłę ogonową po bocznej stronie ogona letnią wodą i 70% alkoholem izopropanowym.
  6. Wstrzyknij około 1 ml bezpłodnej soli fizjologicznej, dokładnie monitorując przepływ przez cewnik. Każdy obrzęk wskazuje na nieprawidłowe umieszczenie cewnika.
  7. Za pomocą rurki polietylenowej podłącz cewnik do strzykawki z roztworem rokuronia (2 mg/mL) zamontowanej w sterowniku strzykawki. Nie rozpoczynaj infuzji, dopóki nie będziesz gotowy do wykonania badań kręgosłupa.

2. Chirurgia

UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane na podstawie aparatu stereotaksyjnego małego zwierzęcia. Resztę sprzętu stereotaksyjnego można składać etapami w miarę postępu operacji.

  1. Chirurgia kręgosłupa
    1. Dla praworęcznego chirurga ustaw szczura z ogonem po prawej stronie i głową po lewej. Leworęczny chirurg może woleć ustawić szczura z głową po prawej stronie.
    2. Dotknij najbardziej ogonowego żebra po lewej stronie szczura i podążaj nim aż do kręgosłupa. Skalpelem wykonaj nacięcie środkowe o długości około 60 mm, wyśrodkowane na tym punkcie.
    3. Użyj skalpela, aby zeskrobać tkanki z wyrostków kolczastych. Użyj nożyczek, aby odsłonić żebra i zlokalizować najbardziej ogonowe żebro.
    4. Stosując technikę tępego rozwarstwiania (włóż nożyczki zamknięte, a potem otwarte nożyczki do oddzielenia tkanki), potwierdzić żebro ogonowe wizualnie i dotykowo. Na tym etapie używaj mikroskopu chirurgicznego (3,5x-45x powiększenie). Żebro ogonowe łączy się z rostralną częścią kręgu T13. Zaznacz kolczasty wyrostek T13 markerem permanentnym.
    5. Stabilizuj kręgosłup za pomocą zacisków kręgowych na kręgach T11 i L4. Aby to osiągnąć, użyj tępego rozwarstwienia, aby utworzyć kieszenie po obu stronach każdego kręgu.
    6. Wsuwaj dwa pionowe słupy z mocowaniem podstawowym do ścieżki T-track na platformie stereotax, wyrównuj się z kręgami T11 i L4, ale nie dokręcaj. Włóż cylindryczne wały zacisków kręgowych do zacisków słupa, ale nie dokręcaj.
    7. Zaczynając od T11, trzymaj kręgosłup za pomocą kleszczy zębatych, wkładaj szczęki zacisków kręgowych po obu stronach kręgów, pod kątem około 45° od kręgu T13, i zaciskaj szczęki zacisku kręgowego. Następnie dokręć trzonek zacisku grzbietowego w zacisku na słupku. Powtórz ten proces dla kręgu L4.
    8. Podnieś oba zaciski słupa, aby podnieść kręgosłup tak, aby tułów szczura był podparty przez zaciski kręgosłupa (Rysunek 1A). Zmniejsza to artefakty ruchu związane z oddychaniem w rejestrach elektrofizjologicznych.
    9. Oznacz pozycję rostro-ogonową wyrostków kolczastych T13 i L1 za pomocą pojedynczych szwów na powierzchni mięśnia bocznej od kręgosłupa.
      UWAGA: Punkty orientacyjne wyrostka kolczastego zostaną usunięte podczas laminektomii.
  2. Laminektomia
    1. Tymczasowo ustaw stereotaksyjną ramę w kształcie litery U tak, aby pozioma lina mogła służyć do podpierania pięt dłoni podczas wykonywania tego delikatnego zabiegu (rysunek 1B). Należy go usunąć przed operacją nerwu kulszowego.
    2. Usuń mięśnie i tkankę łączną z powierzchni błonki kręgowej między T12 a L3 za pomocą kleszczy zębatych, nożyczek i skrobania skalpelem. Pod mikroskopem chirurgicznym użyj Rongeursa Friedmana-Pearsona do usunięcia błonek kręgowych od L2 do T13.
    3. Na początek ustaw rongeury blisko poziomości i bierz małe kęsy z części ogonowej L2, gdzie zachodzą na L3. Przedłuż laminektomię na wyrost, aby odsłonić linię środkową rdzenia kręgowego, dbając o minimalizację nacisku na rdzeń kręgowy i regularnie usuwając fragmenty kości z rangers.
    4. Na koniec przedłuż laminektomię bocznie o 2 mm z każdej strony linii środkowej. Usuń oponę twardą z odsłoniętego rdzenia kręgowego za pomocą cienkich kleszczy i nożyczek sprężynowych.
    5. Zabezpiecz dura mater przed cięciem. Po pierwszym cięciu z mięśnia twardego wypływa niewielka ilość płynu mózgowo-rdzeniowego. Delikatnie nasącz to skręconą chusteczką bez kłaczków, zanim usuniesz pozostałą część opona twardego.
    6. Okryj laminektomię kawałkiem tkanki zwilżonej solą fizjologiczną aż do okresu rejestracji elektrofizjologicznej.
  3. Operacja nerwu kulszowego
    1. Usuń stereotaksową ramę w kształcie litery U, aby uzyskać dostęp do nogi zwierzęcia. Odsłonij nerw kulszowy na wysokości środkowej części uda, wykonując nacięcie skalpelem (Rysunek 1C). Usuń tkankę łączną z nerwu za pomocą tępego rozwarstwienia. Ilość odsłoniętego nerwu zależy od tego, czy nerw jest stymulowany elektrycznie.
    2. Umieść urządzenie jako blokadę nerwową obok odsłoniętego nerwu. Upewnij się, że elektroda stymulacyjna i urządzenie blokujące nerwy znajdują się blisko punktu rozgałęzienia, w którym rwa kulszowa dzieli się na nerw piszczelowy, nerwowy i brzuszny33. Wymień ramę stereotaksową i dodaj ramię stereotaksowe, aby przygotować się do rejestracji elektrofizjologicznych (Rysunek 1D).
    3. Stymulacja do rejestracji neuronów WDR należy wykonać na powierzchni podeszwowej łapy tylnej lub poprzez bezpośrednią stymulację rwy kulszowej za pomocą elektrody mankietowej nerwowej. W przypadku nagrań LFP należy stymulować go bezpośrednią stymulacją nerwu, ponieważ aktywacja przez stymulację stóp powoduje, że wcięcie na włóknie C staje się zbyt rozproszone, by go wykryć.
    4. Jeśli stymulacja sensoryczna jest bezpośrednio przyłożona do nerwu kulszowego, umieść specjalnie wykonaną elektrodę w formie mankietu typu J-cuff z platyny dwubiegunowej wokół nerwu34, o wymiarach styku 1 mm x 3 mm (porównywalne elektrody do mankietu nerwowego mogą być wykonywane na zamówienie przez MicroProbes for Life Science w Gaithersburg, MD lub World Precision Instruments w Sarasocie, FL).
    5. Aby uzyskać najskuteczniejszą bezpośrednią stymulację nerwową, upewnij się, że elektroda jest umieszczona blisko punktu rozgałęzienia, w którym rwa kulszowa dzieli się na nerwy piszczelowe, nerwowe i przyłożone33.
    6. Do stymulacji podeszwowej włóż dwie 13 mm elektrody igły ze stali nierdzewnej, wewnątrz 5. palca i poza 4. palcem, blisko powierzchni podeszwowej.

3. Stymulacja elektryczna

  1. Jeśli stosujesz stymulację nerwową, rozpocznij ogólnoustrojową infuzję roztworu rokuronia (2 mg/mL w tempie 1-1,4 mL/h). Ogólnoustrojowa infuzja rokuronia powinna zadziałać w ciągu 30-60 sekund. Szukaj ruchu związanego ze stymulacją w tylnej łapie i dostosuj tempo wlewu w razie potrzeby, aby upewnić się, że wszelkie ruchy zostaną wyeliminowane.
  2. Należy zastosować stymulację elektryczną kontrolowaną prądem do powierzchni podeszwowej stopy lub nerwu kulszowego za pomocą dwufazowego, prostokątnego izolowanego stymulatora impulsu, stosując parametry stymulacji: szerokość impulsu 1-5 ms, częstotliwość 0,1-0,2 Hz, amplituda 1-10 mA szczyt-szczyt.
  3. Dostosuj parametry stymulacji podczas pomiarów elektrofizjologicznych, opisanych w następnej sekcji, aby zapewnić maksymalną stymulację wszystkich podtypów włókien.
  4. Stymulator ma sygnał wyjściowy wyzwalający, oddzielny od impulsu stymulacyjnego sterowanego prądem. Podłącz to do urządzenia do akwizycji danych, aby zsynchronizować dane elektrofizjologiczne z impulsem stymulacyjnym. Zobacz kolejną sekcję, aby uzyskać więcej szczegółów.

4. Zapisy elektrofizjologiczne

  1. Wkładaj igły hipodermiczne (21 G, 1 1/2 cala) w mięsień po obu stronach kręgosłupa, równolegle do kręgosłupa. Podłącz iglicę uziemiającą do metalowej obudowy każdego z głównych stopni.
  2. Podłącz iglicę referencyjną do każdego wejścia referencyjnego na stopniach głowicowych. Każdy z 8 kanałów wzmacniacza ma własny port wyjściowy BNC, podłączony do osobnego kanału analogowo-cyfrowego na urządzeniu do akwizycji danych.
  3. Cyfrowa cyfrowość sygnałów w ciągu ciągu (częstotliwość próbkowania 20 kHz) i wyświetlanie (oprogramowanie Spike2). Za pomocą kabla BNC podłącz impuls wyzwalający (oznaczony jako 'TRIG OUT') z izolowanego stymulatora impulsu do jednego z cyfrowych kanałów wejściowych w urządzeniu do akwizycji danych.
  4. W oprogramowaniu ustaw kanał wyzwalający do rejestrowania zdarzeń. Pozwoli to na analizę sygnałów LFP lub WDR względem czasu każdej stymulacji elektrycznej.
    UWAGA: Nagrania LFP i WDR można wykonać z tą samą niestandardową matrycą mikroelektrod (1 x 8 matryca wieloelektrod, odstęp 500 μm między wałami, impedancja 1 MΩ, wykonana na zamówienie). Głębokość penetracji i ustawienia filtra pasmowego wzmacniacza to kluczowe różnice między typami sygnałów. Matryca była trzymana i podłączona do stereotaxu za pomocą niestandardowego złącza drukowanego 3D (Rysunek 2A). Dostępna jest jednak komercyjnie dostępna alternatywa (Rysunek 2B, Standardowy Uchwyt Elektrody [Tabela materiałów]).
  5. W przypadku LFP należy wprowadzić matrycę skierowaną w kierunku rostrocaudalnego, z najbardziej wysuniętą elektrodą na poziomie rostralnym, a szwem oznaczającym wyrostek kolczasty T13, jak najbliżej linii środkowej, nie uszkadzając naczyń krwionośnych linii środkowej. Najsilniejsze sygnały znajdują się między powierzchnią przewodu a głębokością 300 μm.
  6. Ustaw filtry pasmowe na wzmacniaczu na 10-100 Hz, z gainem 1000x. Dodaj filtr z wcięciem 60 Hz (lub 50 Hz, w zależności od lokalizacji), aby usunąć szumy zasilania sieciowego. Jakość siły sygnału będzie się różnić w zależności od układu. Wybierz najlepszy sygnał do dalszej analizy.
  7. Neurony WDR są rozmieszczone w całym powiększeniu lędźwia rdzenia kręgowego, w rogu grzbietowym na głębokości 600-1200 μm oraz 200-800 μm od linii bocznej do środkowej, po stronie bodźca. Ustaw filtry pasmowe na wzmacniaczu na 300-10 000 Hz, z wzmocnieniem 10 000x. Do tych nagrań używaj filtra z wycięciem, chociaż szum sieciowy jest zazwyczaj usuwany przez filtr pasmowy.
  8. Dostosowuj parametry stymulacji, obserwując sygnał elektrofizjologiczny. Dostosuj amplitudę i szerokość impulsu, aby zapewnić maksymalną aktywację wszystkich podtypów włókien nerwowych.
    UWAGA: Duże włókna mielinizowane (Aα/β) mają najniższy próg aktywacji, następnie małe włókna mielinizowane (Aδ). Niemielinizowane włókna C wymagają większej szerokości i amplitud impulsów stymulacyjnych, aby generować potencjały czynnościowe za pomocą stymulacji elektrycznej.
  9. Zaczynając od szerokości impulsu 1 ms, zwiększ amplitudę, aż wszystkie składniki sygnału będą widoczne. Jeśli włókna C o wyższym progu nie są widoczne, zwiększ szerokość impulsu stymulacyjnego.
  10. Do rejestracji LFP obserwuj krótką latencję i niski prog odpowiedzi światłowodu A w zakresie 40-100 ms oraz dłuższą latencję i wysoki prog odpowiedzi światłowodu C w zakresie 150-350 ms (Rysunek 3B)3,8.
  11. Do nagrań WDR użyj następujących opóźnień po bodźcu, aby zidentyfikować podtypy włókien nerwowych: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms oraz C: 100-500 ms (Rysunek 3C)5,6,7.

5. Blokada nerwu obwodowego

  1. Za pomocą elektrody rozdzielonej na węgiel nerwowy (CSINE)21 należy zastosować 0,1-5 mA katodowego prądu stałego do nerwu kulszowego, blisko mankietu stymulującego (jeśli dotyczy). Przykładowe próby blokowe nagrań LFP i WDR przedstawiono na Rysunkach 4 i 5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dane uzyskane za pomocą tego protokołu pozwalają ocenić względną ilość blokady dla podklas włókien nerwowych czuciowych. Pozwala także ocenić właściwości czasowe bloku; zarówno szybkość, z jaką blok jest indukowany, jak i tempo regeneracji po zakończeniu bodźca blokującego35. Dla pomiarów LFP aktywacja światłowodów jest określana przez obliczenie powierzchni pod krzywą dla konkretnego okresu odpowiadającego interesującemu się typowi włókna. Na Rysunku 4 prąd stały był...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda ta opisuje zbieranie dwóch komplementarnych sygnałów elektrofizjologicznych, które mogą być użyte do pomiaru skuteczności potencjalnie terapeutycznych interwencji blokujących sygnały czuciowe w nerwach obwodowych.

Lokalne potencjały pola (LFP) można rejestrować z kręgosłupa grzbietowego za pomocą mikroelektrod o wysokiej impedancji (1 MΩ). Służą do pomiaru aktywacji całego nerwu kulszowego; LFP reprezentuje odpowiedzi wielu komórek, w tym pobudzające potencjały postsynaptyczne w dendryt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez NIH NINDS R01NS116009.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1 x 8 matryc wieloelektrodowych, 500 i mikro; M odstępów między wałami MikrosondyProdukt niestandardowyNiestandardowa matryca mikroelektrod 
Cewnik angio 14 GBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
Biowzmacniacz 8-kanałowyŚwiatowe Precyzyjne InstrumentyISO-DAM8AStopień główny
Stereoskop stereo z serii AmScope SM-6T z trójkątnym zoomem 3,5-45x Powiększenie z ramieniem przesuwającym i światłem pierścieniowymAmscopeSM-8TW2-144SMikroskop chirurgiczny
urządzenie do akwizycji danych Cambridge Elektroniczne ProjektowaniePower1401-3A
Kleszcze Dumont #5Narzędzia Nauki Ścisłej11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (rozmiar miseczki 1 mm)Narzędzia Nauki Ścisłej16021-14
Respirator aparaturowy HarvarduHarvard Apparatus Model 683
Izofluran, unikalna cechaPiramel Intensywna Opieka Zdrowotna66794-017-25
LaryngoskopSarnova HC301-B802
Łopatka laryngoskopu Miller 00Sarnova HC301-B5100-20
Sparowane igły podskórneRhythmLinkRLSND121-1.013 mm igły ze stali nierdzewnej 
Rocuronium brom, unikalna cechaSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Elektroniczne Projektowanie
Stymulator impulsów z falą prostokątną, izolowany  AM-SystemyModel 2100Bifazowy, prostokątny, izolowany stymulator impulsu
Platforma stereotaksyczna  with  regulowane podstawy i nbsp; z kołkiem i zaciskiemDavid Kopf InstrumentsModel 982
SureSite IV 22G x 1" cewnik bezpieczeństwa MedlineDYNA2210022 g dożylnie cewniku 
Napęd strzykawkiCole ParmerModel 74900
Ultra precyzyjny mikromanipulator
rozdzielczość 10 mikronów		David Kopf InstrumentsModel 961
Uniwersalny posiadaczDavid Kopf InstrumentsModel 1772 Alternatywne złącze drukowane w 3D 
Stereotaksowa rama w kształcie litery U &David Kopf InstrumentsModel 1430
Nożyczki sprężynowe Vannas – krawędź tnąca 2 mmNarzędzia Nauki Ścisłej15000-03 
Zaciski na kręgi David Kopf InstrumentsModel 986C 

Bibliografia

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Blokada nerwu obwodowegorejestracja elektrofizjologicznastymulacja nerwu kulszowegopotencjał polowyszeroki zakres dynamicznyprocedura laminektomiiprzesyłanie sygnałów bólowychwęglowa elektroda nerwowablokada prądem stałymrdzeń kręgowy szczura
Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.