Artykuł metodologiczny

Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego

DOI:

10.3791/68775

⸱

25 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Cardio & Organ Systems (COST), Biomedical Research Institute, UHasselt

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat zoptymalizowanego protokołu wstrzykiwań domięśniowych pod kontrolą echokardiografii w szczurzych modelach zawału mięśnia sercowego przy użyciu igły 29 G x 88 mm. Technika ta zapewnia solidne, precyzyjne i powtarzalne dostarczanie środków terapeutycznych bezpośrednio do strefy okołozawałowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Iniekcja domięśniowa pod kontrolą echokardiografii (EGI) jest minimalnie inwazyjną techniką dostarczania terapii komórkami macierzystymi w przedklinicznych modelach zawału mięśnia sercowego (MI). W porównaniu z tradycyjnymi metodami z otwartą klatką piersiową, EGI oferuje lepszą translację kliniczną, zmniejszoną inwazyjność i zminimalizowany wpływ fizjologiczny na zwierzę. Podczas gdy EGI jest dobrze ugruntowana w modelach mysich, jej zastosowanie u szczurów pozostaje ograniczone ze względu na wyzwania anatomiczne i techniczne. W szczególności ścieńczenie przedniej ściany lewej komory (LVAW) w obszarach zawału i wokół zawału komplikuje bezpieczny i dokładny poród mięśnia sercowego, ponieważ grubość ścianki może spaść poniżej rozmiaru skosu igły powszechnie stosowanych igieł 27 G lub 28 G, zwiększając ryzyko perforacji komory lub nieudanego porodu. Aby rozwiązać ten problem, zoptymalizowaliśmy protokół EGI w modelach MI szczurów przy użyciu igieł Spinocan 29 G. Dłuższa igła o mniejszej średnicy umożliwia precyzyjne celowanie w cienką tkankę mięśnia sercowego, minimalizując uszkodzenia i zwiększając dokładność iniekcji, niezależnie od grubości LVAW. Technika ta jest kompatybilna ze standardowymi platformami echokardiografii przezklatkowej i eliminuje potrzebę torakotomii, umożliwiając badania podłużne na tym samym zwierzęciu. Nasza udoskonalona metoda umożliwia solidne, powtarzalne dostarczanie środków terapeutycznych do żywego mięśnia sercowego sąsiadującego ze strefą zawału, gdzie terapie regeneracyjne są najbardziej skuteczne. Poprawiając bezpieczeństwo i precyzję celowania, podejście to zwiększa znaczenie translacyjne przedklinicznych badań kardiologicznych i wspiera rozwój ustandaryzowanych protokołów w laboratoriach.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby układu krążenia pozostają główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności na całym świecie, a zawał mięśnia sercowego (MI) jest istotnym czynnikiem przyczyniającym się zarówno do ostrych, jak i przewlekłych chorób serca1. Pomimo postępów w leczeniu farmakologicznym i interwencyjnym, zdolność regeneracyjna serca dorosłego człowieka jest ograniczona, co często prowadzi do niekorzystnej przebudowy i progresji do niewydolności serca 2,3. W związku z tym terapie oparte na komórkach macierzystych zyskały uwagę jako potencjalne strategie naprawy uszkodzonego mięśnia sercowego, zachowania funkcji serca i poprawy wyników klinicznych4.

Solidne modele przedkliniczne są niezbędne do oceny bezpieczeństwa, skuteczności i strategii dostarczania tych terapii. Wśród małych modeli zwierzęcych szczury mają kilka zalet, w tym łatwą do opanowania wielkość serca, dobrze scharakteryzowane techniki zawału i translacyjnie istotne reakcje na przebudowę serca5. Konwencjonalnie podawanie komórek macierzystych do mięśnia sercowego w modelach MI szczurów odbywa się za pomocą torakotomii, co pozwala na bezpośrednią wizualizację miejsca wstrzyknięcia6. Podejście to jest jednak inwazyjne, wprowadza znaczne ryzyko proceduralne i utrudnia wielokrotne interwencje w badaniach podłużnych. Co więcej, nie jest on dostosowany do klinicznych metod podawania, takich jak wstrzyknięcie cewnika lub przezskórne7.

Iniekcja domięśniowa mięśnia sercowego pod kontrolą echokardiografii (EGI) jest minimalnie inwazyjną alternatywą, która umożliwia celowane dostarczanie środków terapeutycznych pod kontrolą obrazowania w czasie rzeczywistym. Chociaż jest dobrze ugruntowany w modelach mysich, zastosowanie EGI w modelach szczurzych jest ograniczone. EGI jest szerzej rozwijany u myszy niż u szczurów, przede wszystkim dlatego, że większość badań sercowo-naczyniowych historycznie koncentrowała się na myszach jako dominującym modelu przedklinicznym8. Dodatkowo, mniejszy rozmiar i anatomia serca myszy pozwoliły na optymalizację procedur pod kontrolą USG9. W przeciwieństwie do tego, szczury mają grubszą ścianę klatki piersiowej i większy ruch oddechowy, co komplikuje stabilne obrazowanie w wysokiej rozdzielczości podczas zabiegów10.

Postępy w technologii ultrasonografii o wysokiej częstotliwości umożliwiły zastosowanie EGI u szczurów, co zwiększa znaczenie kliniczne ich stosowania. Jednak ścieńczenie przedniej ściany lewej komory (LVAW) w regionach zawału pozostaje głównym wyzwaniem dla EGI u gryzoni. U szczurów grubość ścianki często zmniejsza się do mniej niż 1 mm, podczas gdy standardowe igły 27 G lub 28 G mają długość ukosu 1,25-1,5 mm, co zwiększa ryzyko perforacji komór lub źle ukierunkowanego dostarczania komórek. Aby rozwiązać to ograniczenie, udoskonaliliśmy technikę EGI u szczurów, wykorzystując igły Spinocan o wymiarach 29 G x 88 mm. Igły te mają długość skosu 1 mm, co umożliwia precyzyjne, atraumatyczne dostarczanie komórek do cienkiego mięśnia sercowego zawału i okolic okołozawałowych. Zabieg wykonywany jest za pomocą echokardiografii przezklatkowej o wysokiej rozdzielczości, umożliwiającej wizualizację zarówno anatomicznych punktów orientacyjnych, jak i trajektorii igły w czasie rzeczywistym.

Ten udoskonalony protokół EGI zapewnia minimalnie inwazyjną, powtarzalną metodę ukierunkowanego dostarczania środków terapeutycznych do mięśnia sercowego w okresie okołozawałowym w modelach szczurzych zarówno ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego, niezależnie od grubości LVAW. Ułatwia wstrzykiwanie do żywych stref granicznych - miejsc krytycznych dla osiągnięcia korzyści terapeutycznych - jednocześnie znacznie zmniejszając obciążenie chirurgiczne i czas rekonwalescencji w porównaniu z metodami otwartymi klatkami piersiowymi. Ponadto wspiera badania podłużne obejmujące wielokrotne wstrzyknięcia i obrazowanie uzupełniające, zmniejszając w ten sposób liczbę zwierząt zgodnie z zasadą 3R (Replacement, Reduction, Refinement)11. Protokół można dostosować do dostarczania środków farmakologicznych, terapii genowych, biomateriałów i różnych typów komórek macierzystych. Poprzez standaryzację EGI w modelach szczurzych i dostosowanie do klinicznych metod dostarczania, podejście to zwiększa odtwarzalność w różnych laboratoriach i wzmacnia znaczenie translacyjne przedklinicznych badań kardiologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną UHasselt (Komisja Etyczna ds. Doświadczeń na Zwierzętach, UHasselt, Diepenbeek, Belgia, ID202308 i ID202497) i przeprowadzone zgodnie z dyrektywą UE 2010/63/UE.

1. Konfiguracja sprzętu

  1. Włącz platformę obrazowania ultrasonograficznego, zintegrowaną podgrzewaną platformę, jednostkę do monitorowania fizjologii i podgrzewacz do żelu.
    UWAGA: Aby umożliwić wyraźną i wystarczająco szczegółową wizualizację przedniej ściany lewej komory podczas zabiegu EGI, zalecany jest system ultrasonograficzny wysokiej częstotliwości wyposażony w przetwornik liniowy ≥ 15 MHz zapewniający rozdzielczość osiową około 75 μm.
  2. Włącz poduszkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała szczura podczas depilacji klatki piersiowej.
  3. Wybierz odpowiedni przetwornik i zainicjuj silnik 3D, aby zapewnić pełny zakres ruchu przetwornika.
    UWAGA: Oprócz korzystania z mikromanipulatora systemu poręczy platformy zwierzęcia, silnik 3D pozwala na bardzo precyzyjną regulację przetwornika, co w razie potrzeby może ułatwić wyrównanie z igłą iniekcyjną. W razie potrzeby zabieg można wykonać również bez silnika 3D.
  4. Upewnij się, że system jest prawidłowo wyrównany przed obrazowaniem. Ustaw mikromanipulator sterujących platformą dla zwierząt w pozycji neutralnej (tj. wyśrodkowanej w pełnym zakresie ruchu). Wyśrodkuj samą platformę dla zwierząt na środku systemu balustrad. Ustaw system mocowania przetwornika tak, aby przetwornik znajdował się bezpośrednio nad środkiem platformy dla zwierząt.

2. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt

  1. Zważyć szczura i obliczyć wymaganą objętość buprenorfiny (0,04 mg/kg) do podania w celu uśmierzenia bólu.
  2. Umieść szczura w komorze indukcyjnej podłączonej do aparatu do znieczulenia. Wywołaj znieczulenie 2,5% izofluranem uzupełnionym tlenem o natężeniu przepływu 2 l/min.
  3. Po wywołaniu znieczulenia przenieś szczura na poduszkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 0,5 °C. Utrzymuj odpowiednie znieczulenie, umieszczając pysk szczura w stożku nosowym podłączonym do systemu znieczulającego, dostarczając stały przepływ 1-3% izofluranu uzupełnionego 1-1,5 l / min tlenu, dostosowanego w razie potrzeby, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia.
  4. Ogol klatkę piersiową szczura i usuń resztki włosów za pomocą kremu do depilacji. Po depilacji należy zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia, stosując naprzemiennie odpowiedni chirurgiczny środek peelingujący (np. powidon-jod) z 70% etanolem, wielokrotnie 3x. Nałóż żel okulistyczny na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Obliczoną dawkę buprenorfiny należy podawać domięśniowo w kończynę tylną, aby zminimalizować dyskomfort związany z EGI.
  6. Przenieś szczura z poduszki grzewczej na platformę zwierzęcą systemu obrazowania ultrasonograficznego. Zapewnij stałe dostarczanie znieczulenia przez zintegrowany stożek nosowy platformy, utrzymując stały przepływ 1-3% izofluranu w 1-1,5 l/min tlenu. Aby zapewnić odpowiednie znieczulenie, wykonaj uszczypnięcie palca u nogi, aby sprawdzić, czy nie ma odruchu bólowego. Przymocuj łapy szczura do elektrod platformy, nakładając niewielką ilość żelu do elektrod, aby zapewnić optymalną jakość sygnału. Włóż sondę temperatury doodbytniczą w celu ciągłego monitorowania temperatury ciała.
    UWAGA: Ciągłe monitorowanie parametrów fizjologicznych jest niezbędne podczas procedur obrazowania i iniekcji. Tętno (HR), częstość oddechów (RR) i temperatura ciała szczura muszą pozostawać w dopuszczalnych zakresach, aby uniknąć powikłań związanych ze znieczuleniem. Ogólnie rzecz biorąc, tętno powinno mieścić się w przedziale 250-400 uderzeń na minutę, podczas gdy RR powinno wynosić co najmniej 30 oddechów na minutę. Jeśli HR lub RR spadną poniżej tych progów, należy natychmiast zmniejszyć stężenie izofluranu (np. z 2-3% do 1-2%) i sprawdzić, czy zwierzę pozostaje prawidłowo ułożone i nie popada w hipotermię. Dostosowania powinny być dokonywane stopniowo, przy ścisłym monitorowaniu, aż parametry powrócą do poziomów docelowych.
  7. Na tym etapie należy uzyskać dowolne pożądane obrazy wyjściowe lub przed wstrzyknięciem. Ogólnie rzecz biorąc, obrazy przymostkowej osi długiej (PSLAX) i krótkiej osi (SAX) zarówno w trybie B, jak i M, wraz z obrazami czterokomorowymi, są zalecane do podstawowej oceny funkcjonalnej i anatomicznej.
    UWAGA: Obrazowanie ogólne można wykonać przy użyciu systemu skonfigurowanego tak, jak pokazano na rysunku 1A. W celu przeprowadzenia procedury wstrzykiwania konieczne będzie przemieszczenie platformy dla zwierząt i odpowiednie wyregulowanie przetwornika. Chociaż obrazowanie w trybie B PSLAX jest używane do prowadzenia podczas wstrzykiwania, obrazy te mogą nie być optymalne do analiz funkcjonalnych post-hoc ze względu na konieczność precyzyjnego wyrównania igły.

3. Zabieg iniekcji domięśniowej pod kontrolą echokardiografii

UWAGA: Od tego momentu do pomyślnego wykonania iniekcji potrzebnych jest dwóch operatorów. Operator A jest odpowiedzialny za manipulowanie platformą zwierzęcia i monitorowanie obrazu echokardiografii na żywo, podczas gdy operator B powinien ustawić się za uchwytem do wstrzykiwań, aby dokładnie ustawić igłę i przetwornik.

  1. Przygotować system do wstrzykiwań, podłączając sterylną igłę prowadzącą o masie 22 g do strzykawki o pojemności 1 ml. Umieścić strzykawkę z igłą prowadzącą na uchwycie do wstrzykiwań i zabezpieczyć zacisk do wstrzykiwań.
    UWAGA: Igła 29 G x 88 mm jest zbyt elastyczna, aby bezpośrednio nakłuwać warstwy skóry i mięśni; Igła prowadząca jest niezbędna do ułatwienia wstrzyknięcia.
  2. Wyrównać przetwornik z mocowaniem do wstrzykiwań, aby zapewnić wizualizację igły. Wyreguluj położenie przetwornika za pomocą mocowania przetwornika i zacisku przytrzymującego i, jeśli to konieczne, obróć mocowanie wtrysku wzdłuż jego szyny, aby uzyskać odpowiednie wyrównanie.
  3. Nie poruszając szczurem, obróć platformę zwierzęcia tak, aby wycięcie przetwornika wskazywało na prawe ramię szczura (Rysunek 1B-D). Taka konfiguracja pozwala na uzyskanie wyraźnego obrazu lewej komory w trybie PSLAX B. Sprawdź, czy igła prowadząca pozostaje w polu ruchu przetwornika. W przypadku nieprawidłowego ustawienia, wyreguluj położenie przetwornika za pomocą układu silnika 3D, zamiast zmieniać mocowanie wtrysku.
  4. Po uzyskaniu prawidłowego wyrównania igły i przetwornika, należy dostroić obrazowanie za pomocą mikromanipulatora w szynie platformy dla zwierząt. Utrzymuj pozycję przetwornika, aby zachować wyrównanie z igłą. Dodatkowy obrót lub przesunięcie platformy zwierzęcej może być konieczne w celu optymalizacji jakości obrazu.
  5. Wizualizuj obszar zawału. Oceń rozległość zawału, regionalny ruch ściany i ścieńczenie ściany, używając obrazowania w trybie PSLAX B i M, aby ocenić wykonalność miejsca wstrzyknięcia. Zastosuj 16-segmentowe podejście do oceny ruchu ściany, aby zidentyfikować obszary akinetyczne lub silnie hipokinetyczne, które reprezentują rdzeń zawału.
  6. Zidentyfikuj strefę okołozawałową i wybierz docelowe miejsce wstrzyknięcia. Należy wybrać obszar hipokinetyczny przylegający do rdzenia zawału o grubości ścianki końcoworozkurczowej większej niż 1 mm, co umożliwia całkowite wprowadzenie skosu igły 29 G pod płytkim kątem.
  7. Korzystając z systemu szyn, przesuń uchwyt wtrysku w kierunku platformy dla zwierząt. Dokładnie wyrównać igłę z dokładnym środkiem przetwornika za pomocą mikromanipulatora na uchwycie wtrysku.
    UWAGA: Precyzyjne wyrównanie ma kluczowe znaczenie. Jeśli igła nie jest wyśrodkowana w stosunku do przetwornika, nie będzie widoczna podczas wstrzyknięcia.
  8. Przesuwać igłę prowadzącą za pomocą mikromanipulatora do wstrzykiwania na uchwycie do wstrzykiwań, aż do nakłucia skóry. Upewnij się, że końcówka igły jest widoczna na obrazie ultrasonograficznym. Jeśli igła nie jest widoczna, ostrożnie wycofaj igłę za pomocą mikromanipulatora "do wstrzykiwania" i powtórz krok 3.7, aby ponownie wyrównać.
  9. Aktywuj funkcję prowadnicy igły w oprogramowaniu ultrasonograficznym, aby potwierdzić trajektorię igły. Przesuń igłę prowadzącą w kierunku wcześniej ustalonego obszaru docelowego, ustawiając igłę pod kątem około 1-2 mm od ściany przedniej lewej komory (LVAW) (Rysunek 2A).
    UWAGA: Unikaj nakłuwania mięśnia sercowego igłą prowadzącą, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu lub uszkodzeniu serca.
  10. Po umieszczeniu igły należy mocno ustabilizować igłę prowadzącą u podstawy operatora A, zapewniając stałą wizualizację igły na ekranie ultrasonograficznym. Jednocześnie należy poprosić operatora B o poluzowanie zacisku mocującego strzykawkę, wyjęcie strzykawki i przygotowanie strzykawki do wstrzykiwań. Poinstruuj operatora A, aby trzymał igłę prowadzącą nieruchomo.
  11. Założyć igłę 29 G x 88 mm na strzykawkę zawierającą wstrzyknięcie (Operator B) i przymocować strzykawkę do mocowania do wstrzykiwań. Ręcznie przeprowadź igłę 29 G x 88 mm przez nieruchomą igłę prowadzącą, dokonując w razie potrzeby drobnych regulacji mikromanipulatora w płaszczyźnie osi x (po lewej lub prawej stronie sondy). Przesuwaj ręcznie, aż skos igły stanie się widoczny w jamie klatki piersiowej w badaniu ultrasonograficznym.
    UWAGA: Ze względu na elastyczność igły 29 G może się ona zginać podczas wprowadzania do klatki piersiowej. Aby to zminimalizować, operator A może ustabilizować zewnętrzną część trzonka igły, podczas gdy operator B wsuwa igłę do jamy klatki piersiowej.
  12. Gdy igła o wymiarach 29 G x 88 mm przejdzie przez igłę prowadzącą i stanie się widoczna w badaniu ultrasonograficznym, wsuń ją do mięśnia sercowego LVAW za pomocą mikromanipulatora, aby zwiększyć precyzję i bezpieczeństwo. Upewnij się, że skos igły znajduje się całkowicie w mięśniu sercowym (Rysunek 2B).
    UWAGA: Ze względu na stosunkowo długi skos igły 29 G w porównaniu z grubością ścianki mięśnia sercowego, bardzo ważne jest, aby upewnić się, że cały skos jest osadzony w mięśniu sercowym. Użyj funkcji "Zamroź obraz", aby zweryfikować umieszczenie, jeśli to konieczne. Chociaż ultradźwiękowa kalibracja głębokości może pomóc w precyzji, w tym protokole zweryfikowaliśmy głębokość, wybierając miejsca wstrzyknięć o grubości ścianki końcoworozkurczowej >1 mm i wizualnie potwierdzając, że końcówka igły zbliża się - ale nie narusza - granicy wsierdzia (ryc. 2B).
  13. Wstrzyknąć wstrzykniętą wstrzykniętą powoli do mięśnia sercowego (operator B). Udane wstrzyknięcie do mięśnia sercowego potwierdza się wizualnie jasną/gęstą echogeniczną plamką w miejscu wstrzyknięcia, która powinna poruszać się synchronicznie z LVAW (ryc. 2C). Aby zminimalizować cofanie się wstrzykniętego wstrzykiwacza, należy odczekać około 10 s po zakończeniu wstrzyknięcia przed wycofaniem igły.
  14. W pierwszej kolejności należy wyjąć strzykawkę z igłą z uchwytu do wstrzykiwań, aby zminimalizować ryzyko zranienia igłą. Następnie ostrożnie usuń szczura z platformy dla zwierząt i pozwól mu dojść do siebie na poduszce grzewczej. Monitoruj parametry życiowe w sposób ciągły, aż do pełnego powrotu do zdrowia po znieczuleniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Walidacja dokładności iniekcji za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego in i ex vivo (BLI)
Aby ocenić sukces i skuteczność EGI, komórki macierzyste zostały najpierw transdukowane w celu ekspresji lucyferazy świetlików (Fluc) za pośrednictwem wektora lentiwirusowego, umożliwiając śledzenie in vivo za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego (BLI). BLI potwierdziło precyzyjne...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wraz z postępem badań przedklinicznych koncentrujących się na terapiach regeneracyjnych w celu przywrócenia serca po zawale mięśnia sercowego, nadal istnieją przeszkody w optymalnym dostarczaniu środków terapeutycznych12. Minimalnie inwazyjne techniki EGI są coraz częściej preferowane w stosunku do podejść z otwartą klatką piersiową, ponieważ lepiej naśladują kliniczne dostarczanie przezskórne, poprawiają dobrostan zwierząt i umożliwiają wielokrotne podawanie w badaniach po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Kim Nijsten za pomoc w obrazowaniu fluorescencyjnym. Prace te były wspierane finansowo przez Flandryjski Mandat Baekeland ds. Innowacji i Przedsiębiorczości (VLAIO) (HBC.2021.0811).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
21? Przetwornik MHz MX250FUJIFILM VisualSonics, Inc./Przetwornik ultradźwiękowy wysokiej częstotliwości kompatybilny z systemem Vevo 3100
Taśma chirurgiczna 3M Transpore3 mln1527Aby przymocować łapy zwierzęcia do platformy dla zwierząt
Aquasoniczne  100 Żel do transmisji ultradźwiękówParker Laboratories BV01-08Zapewnia prawidłowe sprzężenie akustyczne między przetwornikiem a skórą zwierzęcia w celu uzyskania optymalnej jakości obrazu
Bupaq 0,3 mg/ml roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotówRichter Pharma AG57446/4008Opioidowe leki przeciwbólowe (buprenorfina) podawane w celu leczenia bólu
ISOFLUTEK  1000Alivira powiedział:/Znieczulenie wziewne na bazie izofluranu 
Podgrzewacz do żelu na wiele butelek 230 VParker Laboratories BV83-03-20 CE (LCD)Podgrzewa żel ultradźwiękowy do temperatury ciała, aby zapobiec hipotermii lub dyskomfortowi zwierzęcia
Żel do elektrod SignagelParker Laboratories BV15-25Stosowany do elektrod EKG w celu poprawy przewodzenia sygnału do monitorowania fizjologicznego
SPINOCAN 29 G X 88 MMBbraun powiedział:4501900Drobna igła do precyzyjnego wstrzykiwania do mięśnia sercowego
3-częściowa strzykawka Terumo z podłączoną igłą podskórnąTerumo Europe N.V.MDSS01S2516ESłuży do montażu i zabezpieczenia igły prowadzącej 22 G i igły iniekcyjnej 29 G w celu kontrolowanego dostarczania do mięśnia sercowego.
Jednostka monitorowania fizjologicznego THM150FUJIFILM VisualSonics, Inc./Monitoruje parametry życiowe, takie jak tętno, częstość oddechów i temperatura ciała zwierzęcia podczas zabiegu
Veet Minima PureReckitt Benckiser/Krem do depilacji 
Vevo 3100 powiedział:FUJIFILM VisualSonics, Inc./System ultrasonograficzny o wysokiej rozdzielczości 
Vidisic carbomerum 980 2mg/g żel okulistycznyBausch + Lomb/Stosowany na oczy znieczulonego zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Martin, S. S., et al. heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association. Circulation. 151 (8), e41-e660 (2025).
  2. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: recent approaches, advancements, and future perspective. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  3. Fernandez-Avilés, F., et al. Global position paper on cardiovascular regenerative medicine. Eur Heart J. 38 (33), 2532-2546 (2017).
  4. Yan, W., et al. Stem cell-based therapy in cardiac repair after myocardial infarction: promise, challenges, and future directions. J Mol Cell Cardiol. 188, 1-14 (2024).
  5. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  6. Kanelidis, A. J., et al. Route of delivery modulates the efficacy of mesenchymal stem cell therapy for myocardial infarction: a meta-analysis of preclinical studies and clinical trials. Circ Res. 120 (7), 1139-1150 (2017).
  7. Khalili, M. R., et al. Navigating mesenchymal stem cell doses and delivery routes in heart disease trials: a comprehensive overview. Regen Ther. 29, 117-127 (2025).
  8. Nong, Y., et al. Echocardiography-guided percutaneous left ventricular intracavitary injection as a cell delivery approach in infarcted mice. Mol Cell Biochem. 476 (5), 2135-2148 (2021).
  9. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  10. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  11. The 3Rs of animal research. 76, EBioMedicine. 103900(2022).
  12. Sahoo, S., Kariya, T., Ishikawa, K. Targeted delivery of therapeutic agents to the heart. Nat Rev Cardiol. 18 (6), 389-399 (2021).
  13. Tang, X. L., et al. Repeated administrations of cardiac progenitor cells are superior to a single administration of an equivalent cumulative dose. J Am Heart Assoc. 7 (4), e007400(2018).
  14. Shazly, T., Smith, A., Uline, M. J., Spinale, F. G. Therapeutic payload delivery to the myocardium: evolving strategies and obstacles. JTCVS Open. 10, 185-194 (2022).
  15. Kato, K., et al. Different sensitivity to the suppressive effects of isoflurane anesthesia on cardiorespiratory function in SHR/IZM, WKY/IZM, and CRL:CD (SD) rats. Exp Anim. 65 (4), 393-402 (2016).
  16. Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. , 4th ed, Academic Press. London, United Kingdom. (2015).
  17. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  18. Bartunek, J., et al. Cardiopoietic stem cell therapy in ischaemic heart failure: long-term clinical outcomes. ESC Heart Fail. 7 (6), 3345-3354 (2020).
  19. Bartunek, J., Terzic, A. Optimized catheter system demonstrates utility for endomyocardial delivery of cardiopoietic stem cells in target patients with heart failure. Tex Heart Inst J. 50 (5), e238247(2023).
  20. Li, J., et al. All roads lead to Rome (the heart): cell retention and outcomes from various delivery routes of cell therapy products to the heart. J Am Heart Assoc. 10 (8), e020402(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wtryskiwanie domi niowemodel zawa u mi nia sercowegoszczurzy model sercaechokardiografia przezklatkowastrefa okozawa owaobrazowanie bioluminescencyjneciana lewej komorytechnika ma oinwazyjna

Powiązane artykuły