Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie oczu wieprzi do mikroskopii refleksyjnej konfokalnej w celu wizualizacji sieci włókien kolagenowych szklistych

648 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68823

⸱

17 października 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Utah, 2Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 3Department of Chemistry, University of Utah, 4Department of Mechanical Engineering, University of Utah

W tym artykule

Podsumowanie

Metoda ta wizualizuje rodzimą strukturę włókien kolagenowych w ciele szklistym za pomocą mikroskopii konfokalnej refleksji.

Streszczenie

Szkło szkliste to przezroczysty żel, który wypełnia przestrzeń między soczewką a siatkówką. Jego strukturę wspiera sieć włókien kolagenowych, co prawdopodobnie wpływa na właściwości lepkoelastyczne i przyczynia się do chorób siatkówki. Jednak organizacja tej sieci kolagenowej pozostaje słabo scharakteryzowana, ponieważ obrazowanie ciała szklistego w stanie natywnym jest trudne. Wiele technik obrazowania stosowanych na ciałie szklistym powoduje odwodnienie i zniekształcenia, a metody oparte na barwnikach mogą wprowadzać artefakty lub niespecyficzne oznakowanie, co utrudnia badanie sieci kolagenowej. W tym protokole przedstawiamy: 1) metodę rozcinania oczu wieprzi do obrazowania; 2) strategię montażu oczu na odwróconym mikroskopie; 3) wytyczne dotyczące obrazowania sieci kolagenowej szklistej w jej pierwotnym stanie za pomocą mikroskopii konfokalnej; oraz 4) instrukcje dotyczące ilościowej analizy obrazów cech sieci. Podkreślamy typowe pułapki i podkreślamy kluczowe kwestie techniczne. Raportujemy zastosowanie mikroskopii refleksyjnej konfokalnej na ciało szkliste. W porównaniu z wcześniejszymi strategiami obrazowania szklistego, to podejście zachowuje naturalną strukturę, orientację i rozmieszczenie włókien kolagenowych szklistych bez egzogennych barwników czy artefaktów odwodnienia. Mikroskopia refleksyjna konfokalna może badać strukturalne podstawy sztywności żelu szklistego w zdrowiu i chorobie.

Wprowadzenie

Ciało szkliste to zewnątrzkomórkowa macierz pomiędzy soczewką a siatkówką oka. Trakcja z ciała szklistego na siatkówkę odgrywa kluczową rolę w utracie wzroku w chorobach takich jak odwarstwienie siatkówki, otwór plamki żółtej oraz trakcja szklistaczka 1,2,3,4. Zdolność ciała szklistego do przenoszenia sił trakcyjnych na siatkówkę zależy od sztywności żelu, która z kolei zależy od właściwości głównych składników, kolagenui kwasu hialuronowego. Sztywność żelu ciała szklistego prawdopodobnie zależy od cech sieci włókien kolagenowych, ponieważ sztywność sztucznych żeli kolagenowych zależy od cech sieci, takich jak gęstość, wyrównanie i szerokość włókien6.

Sieć włókien kolagenowych szklistych jest trudna do obrazowania z powodu wysokiej zawartości wody i niskiego stężenia kolagenu7, co prowadzi do sztucznych zniekształceń podczas przetwarzania do mikroskopii lub transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Tradycyjna histologia i transmisyjna mikroskopia elektronowa wymagają obróbki w celu utwardzenia szklistości do cienkiego przekroju. Odwodnienie wymagane do osadzenia histologicznego powoduje, że włókna szkliste skupiają się w konfiguracji plastra miodu8, a powstawanie kryształów lodu podczas zamarzania zwiększa rozmiar porów w macierzy zewnątrzkomórkowej9. Na szkliście nałożono plastikowe osadzenie8 oraz szybkie zamrażanie10 , aby zminimalizować artefakty, choć prawdopodobnie pozostało coś pozostałego. Mikroskopia z kontrastem fazowym to metoda, która nie wymaga przekroju i została zastosowana na ciele szklistym, ale wymaga usunięcia niewielkiego kawałka szklistości z oka, tracąc tym samym pierwotną pozycję i orientację sieci11. Ostatnio mikroskopia ilościowego światła spolaryzowanego została wykorzystana do mapowania średniej orientacji włókien na grubo przeciętym oku wieprzowym, ale pojedynczych włókien nie udało się rozróżnić12. Dodatkowo, metody znakowania oparte na barwnikach (np. trypan blue, picrosirius red, 5-(4,6-dichlorotriazinyl) aminofluoresceina) mogą wprowadzać artefakty lub niespecyficzne oznakowanie, dlatego unikano ich w celu zachowania natywnej sieci kolagenowej.

Zastosowaliśmy metodę przygotowania próbki stosowaną przez Filasa i in. do badań w mikroskopii światła spolaryzowanego, czyli rozwarstwienie brutkowego w blokuagarozowym 12, i obrazowaliśmy preparat za pomocą mikroskopii konfokalnej refleksyjnej, która wcześniej nie była stosowana na szklistości. Dzięki tej metodzie uzyskaliśmy obrazy sieci włókien kolagenowych szklistych w stanie nawodnionym, niemal fizjologicznym. Daje to kilka zalet w porównaniu z wcześniejszymi metodami, w tym mniejszą liczbę artefaktów w porównaniu z podejściami opartymi na zamarzaniu i łamaniu lub odwodnieniu10,13. Protokół ten wymaga odwróconego mikroskopu konfokalnego z obiektywem immersyjnym o co najmniej 30-krotnym powiększeniu, aperturą numeryczną większą niż 0,9 oraz zasięgiem roboczym większą niż 200 μm. Zawieramy kluczowe wskazówki dotyczące przygotowania próbki i pozyskiwania obrazów, aby ułatwić wyraźną rozdzielczość włókien. Utrzymując niemal naturalny stan matrycy kolagenowej szklistości, podejście to umożliwia naukowcom ilościową analizę orientacji włókien, gęstości oraz parametrów rozmieszczenia przestrzennego, które prawdopodobnie są kluczowe dla zrozumienia sztywności ciała szklistego i jej zmian patologicznych. Technika ta jest szczególnie odpowiednia dla badaczy zainteresowanych siecią kolagenu szklistego, jej strukturą oraz patogenezą chorób szklistych i orówek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie i sekcja tkanek

UWAGA: Badania te zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. W naszej instytucji nie wymagała się zgody Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użycia Instytucjonalnego na przeprowadzanie eksperymentów na oczach świń ex vivo .

  1. Zdobądź ex vivo ocze wieprzowe z zakładu przetwórstwa mięsa. Użyj oczu w ciągu 48 godzin od śmierci.
    UWAGA: Chociaż wygląd szklistości nie zmienia się wraz z dłuższym okresem pośmiertnym, siatkówka i naczyniówka ulegają degradacji, co prowadzi do rozpraszania się komórek i pigmentowanych zanieczyszczeń podczas sekcji. Te zanieczyszczenia mogą zakłócać obrazowanie i analizę światłowodów.
  2. Usuń nadmiar mięśni i tkanki łącznej z globusa.
  3. Trzybolcowy podstawę umieść na podstawie formy kostkowej, takiej jak bardzo duża silikonowa forma do kostek lodu (Rysunek 1A i Rysunek 2).
  4. Umieść kulę na trójłobowym postumencie, tak aby limbus spoczywał na bolcach.
  5. Przygotuj żel agarozowy o stężeniu 3%, dodając 3 g agarozy ogólnego przeznaczenia do 100 ml wody destylowanej, a następnie podgrzewając roztwór aż do rozpuszczenia. Gdy roztwór ostygnie do około 37 °C, wlej go do formy, aż oko zostanie zanurzone w agarozie.
    UWAGA: To osadzi oko w żelu agarozowym, aby ustabilizować oko podczas sekcji.
  6. Schłodzić kostkę agarozy przez co najmniej 4 godziny.
    UWAGA: Zwiększa to przyczepność żelu do oka i zapewnia, że oko pozostaje nieruchome podczas sekcji
  7. Po schłodzeniu wyjmij kostkę agarozy z formy. Następnie usuń podstawę z sześcianu (rysunek 1B).
  8. Zbuduj trójstronną ramę o tych samych wymiarach co kostka agarozy, używając kombinacji klocków Lego 1 x 8, talerzy i kafelków (Rysunek 3).
    UWAGA: To zabezpieczy kostkę na miejscu i zapewni przewodnik dla ostrza podczas sekcji. Wysokość ramki Lego zdecyduje o miejscu, w którym zostanie wycięte oko. Można to zobrazować za pomocą półprzezroczystego żelu agarozowego.
  9. Umieść schłodzony kostkę agarozy w ramce Lego. Trzymaj wysokoprofilowe mikrotomowe ostrze za krawędzie i wyrównuj je z górną częścią ramki Lego. Delikatnie naciskaj w dół na górze sześcianu i delikatnie przeciągaj ostrze mikrotomu tam i z powrotem przez całą kostkę i wbudowane oko (rysunek 1C).
    UWAGA: Tworzy to fragment tkanki oka osadzony w agaroze, nazywany "ocznym zasłoną".

2. Montaż próbki do obrazowania

  1. Używając ostrza mikrotomowego, przytnij około 1 mm agarozy z całej powierzchni przeciętej sześcianu (Rysunek 4A).
    UWAGA: Pozostawi to mały fragment oczka wystający ponad wyciętą powierzchnię kostki agarozy
  2. Użyj chusteczki chusteczkowej lub małej trójkątnej gąbki celulozowej, aby wysuszyć przeciętą powierzchnię kostki agarozy, szczególnie w pobliżu krawędzi oczka.
  3. Dodaj około jednej łyżeczki uniwersalnego silikonowego uszczelniacza do małej plastikowej torebki na kanapki i wytnij 3 mm otwór w jednym z dolnych rogów worka, aby uzyskać worek do uszczelniania silikonu.
  4. Używając worka do oszy, nałóż cienką kropelkę silikonu na wyciętą powierzchnię kostki agarozy, tuż wzdłuż krawędzi oczka, tworząc wodoodporną ramkę wokół próbki (Rysunek 4B). To zapobiegnie wyciekowi żelu szklistego z nasadki oczu.
  5. Na nakładkę oczu załóż dużą szklankę z pokrywką i naciśnij tak, aby wycięta powierzchnia nakładki stykała się z pokrywką bez zatrzymania powietrza lub płynu (Rysunek 4C). Upewnij się, że silikonowa kulka tworzy ciągłe uszczelnienie z pokrywką.
    UWAGA: Jeśli silikonowa masa uszczelniająca nie tworzy ciągłego uszczelnienia, płyn szklisty może wyciekać i umożliwić przedostanie się powietrza do próbki. Ekspozycja na powietrze powoduje kurczenie się ciała szklistego, co skutkuje jaśniejszymi i gęstszymi włóknami, a także powstaniem obszaru bez włókien ciekłych. Jeśli ciało szkliste nie styka się z pokrywką, trudno będzie ją zobrazować.
  6. Trzymając kostkę agarozy, odwróć próbkę i umieść ją na dużym adapterze pokrywającym do obrazowania na odwróconym mikroskopie (Rysunek 4D i Rysunek 5).

3. Akwizycja obrazu

  1. Użyj odwróconego mikroskopu konfokalnego, który nie jest typem obrotowego dysku. Użyj obiektywu wodnego (z wodą lub żelem smarującym do oka jako sprzęgacza) lub obiektywu olejowego o co najmniej 0,90 aperturze numerycznej, powiększeniu od 30x-60x oraz odległości roboczej co najmniej 200 μm.
  2. Dostosuj ustawienia ścieżki światła w mikroskopie konfokalnym, aby uzyskać obrazy o odbiciu. Zamiast lustra dichroicznego używanego do przekierowywania wzbudzonego światła i przepuszczania emitowanego światła do obrazowania fluorescencyjnego, należy zapewnić lustro rozdzielające wiązkę, które przekierowuje część lasera oświetlającego i przepuszcza część światła odbitego.
    UWAGA: Sygnał odbicia z włókien kolagenowych szklistych jest dość słaby, więc szum tła może wpływać na zdolność obrazowania włókien. Zaobserwowano poprawę stosunku sygnału do szumu przy długości fali 473 nm, ale udało nam się obrazować włókna kolagenowe szkliste o długościach fal od 405 nm do 635 nm.
  3. Ustaw długości fal detekcji tak, aby uwzględniały długość fali lasera oświetlającego.
  4. Aby zorientować pozycję Z w próbce, zmniejsz moc lasera do najniższego możliwego ustawienia i zidentyfikuj błysk światła odbitego z pokrywy pokrywowej. Będzie to możliwe na dole i na górze slipu (rysunek 6).
    UWAGA: W pobliżu pokrywy znajduje się znaczny sygnał odbijający w tle. Z dala od slipu pokrywy sygnał odbitego światła od włókien kolagenowych maleje.
  5. Ustawij pozycję z tak, aby znajdowała się powyżej górnej części slipu i wewnątrz próbki.
  6. Zwiększ moc lasera do poziomu wyższego niż zwykle stosowany w aplikacjach fluorescencyjnych.
    UWAGA: W centrum pola obrazowania znajduje się artefakt pierścienia odbijającego. Połączenie powiększenia i odśrodkowania pola obrazowania może pomóc wykluczyć ten artefakt (rysunek 7).
  7. Stosuj uśrednianie liniowe i wydłuż czas zatrzymania pikseli w ustawieniach akwizycji obrazu, które są standardowymi metodami zwiększania stosunku sygnału do szumu w mikroskopach konfokalnych.

4. Analiza obrazów szerokości światłowodu z użyciem CT-FIRE 14

  1. Zainstaluj CT Fire zgodnie z instrukcjami na tej stronie: https://github.com/uw-loci/curvelets/wiki/Downloads-and-Installation-(CTF).
    UWAGA: Wersje użyte tutaj to "CT-FIRE V3.0 BetaWindows64-2018b" oraz środowisko uruchomieniowe MATLAB "MCR-2018b-win64". Oba muszą być pobrane, aby oprogramowanie działało.
  2. Przekonwertuj obrazy na 8-bitowe tif i otwórz 8-bitowe tif w CT-FIRE.
  3. Upewnij się, że oprogramowanie jest ustawione na CT-Fire w prawym górnym rogu, a następnie wybierz Uruchom.
  4. CT-FIRE automatycznie przesyła wyniki analizy do folderu o nazwie "ctfireout", znajdującego się w tym samym folderze co oryginalny obraz. Sprawdź jakość wyodrębnienia, porównując plik zaczynający się od nazwy "OL_ctFIRE" z oryginalnym obrazem. Aby stosować ten protokół, należy stosować domyślne ustawienia segmentacji obrazu (czyli identyfikację światłowodów): thresh_im2: 5; s_xlinkbox: 8; thresh_ext: 70; thresh_dang_L: 15; thresh_short_L: 15; s_fiberdir: 4; thresh_linkd: 15; thresh_linka: -150; thresh_flen: 15
    1. Jeśli światłowody nie są dokładnie zidentyfikowane, dostosuj parametry, klikając przycisk Aktualizuj w sekcji parametrów w prawym górnym rogu.
      UWAGA: Wytyczne dotyczące regulacji parametrów można znaleźć na stronie 20 w sekcji "3 Notatki" podręcznika CT-FIRE, który znajduje się w folderze aplikacji CTFIRE. Dodatkowe wskazówki można znaleźć w artykule Liu i in. w sekcji 3.5.215.
  5. W razie potrzeby dostosuj ustawienia wyjściowe, aby ograniczyć liczbę światłowodów widocznych na obrazach wyjściowych. Aby stosować ten protokół, należy stosować domyślne ustawienia: Minimalna długość światłowodu [pikseli]: 30; Rozdzielczość obrazu [dpi]: 300; Szerokość linii światłowodowej [0-2]: 0,5; Maksymalna szerokość światłowodu [pikseli]: 15
  6. Aby przeliczyć jednostki szerokości z piksela na μm, otwórz oryginalny obraz na Fidżi. Użyj wymiarów obrazu występującego w obu pikselach oraz μm w lewym górnym rogu okna wyświetlacza, aby obliczyć stosunek.

5. Analiza obrazów gęstości włókna, krzywizny, wyrównania, lakunarności, jednostki wzrostu strzępek oraz wymiaru fraktalnego z wykorzystaniem TWOMBLI16

  1. Pobierz TWOMBLI z https://github.com/wershofe/TWOMBLI.
  2. Postępuj zgodnie z instrukcjami zawartymi w pliku: TwombliDocumentation w sekcji "Installation and dependencies".
  3. Otwórz folder TWOMBLI_v1/programs i zastąp AnamorfProperties.xml plik AnamorfPropertiesEH.xml plikiem (Plik Uzupełniający 1).
  4. W folderze TWOMBLI_v1/programs zastąp plik Twombli_v1.ijm na Twombli_v2.ijm (Supplemental File 2).
  5. Stwórz folder z pustymi folderami o nazwach "test HDM", "test masks", "HDM" i "masks".
  6. Przekonwertuj obrazy na 8-bitowy tif.
  7. Włóż 3-5 obrazów do folderu "test set input".
  8. Umieść wszystkie obrazy do analizy w jednym folderze bez podfolderów o nazwie "elybilable".
  9. Na Fidżi kliknij Wtyczki | Makra | Run | wybierz Twombli_v2.ijm w twombli/Programs.
  10. Postępuj zgodnie z instrukcjami, aby uruchomić TWOMBLI. Aby stosować ten protokół, należy stosować następujące parametry: Nasycenie kontrastu, 0,35; Minimalna szerokość linii, 3; Maksymalna szerokość linii, 3; Minimalne okno krzywizny, 40; Okno maksymalnej krzywizny, 40; Minimalna długość gałęzi, 10; Maksymalny wyświetlacz HDM, 100; Minimalna średnica szczeliny, 0
    UWAGA: Parametry obrazów mogą wymagać korekty. Oprogramowanie poprowadzi użytkownika przez wybór parametrów, a dodatkowe instrukcje można znaleźć w pliku TwombliDocumentation.docx, który dołączony do programu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po jednym oku każdego z trzech młodych dorosłych świń (4-miesięcznej samicy, 5-miesięcznego samca i 6-miesięcznej samicy) sfotografowano po przecięciu oka w płaszczyźnie osiowej przez dolną limbusę. Uzyskano sześć lokalizacji obrazowania w płaszczyźnie przekroju X-Y, oddalonych od siebie o 4 mm. W każdym miejscu obrazowania uzyskano ciągłą siatkę 4 x 4 obrazów o wymiarach 70 μm x 70 μm (rysunek 8). Dla każdego świnia każdy obraz był analizowany osobno pod kątem kilku parametrów (Tabe...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wcześniejsze metody obrazowania szklistości wykazały sztuczne agregowanie włókien13, utratę organizacji włókien, orientację i lokalizację17, lub polegały na znacznie wyższej rozdzielczości przy mniejszym polu widzenia, co ograniczało wgląd w rozmieszczenie światłowodu10. Mikroskopia refleksyjna konfokalna ex vivo, grubo przekrojona świeża tkanka zapewnia obrazy włókien kolagenu szklistego w skali mikronowej, zachowując naturalną organizację, orientac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy nie zgłaszają istotnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Grant podstawowy Narodowych Instytutów Zdrowia EY014800; Nieograniczony grant z Research to Prevent Blindness, Nowy Jork, NY, dla Katedry Okulistyki i Nauk Wzrokowych Uniwersytetu Utah; NIH NEI K08 EY034549; Fundacja Szpitala Dziecięcego Podstawowego; Fundacja E. Matildy Ziegler; Dziękujemy dr Guillaume L. Hoareau i M. Austinowi Johnsonowi za oczy świńskie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Agarose IVWR0710-500G
Silikon uniwersalny – 1 uszczelnienie, przezroczysteGE2795576
Gąbka celulozowa (Włócznia Weck-Cel Eye)Beaver -Visitec000865
Niestandardowy podstawek z trzema bolcami NIENIE
Niestandardowy adapter do montażu dużych szyb pokrywającychNIENIE
Duże szkło pokrywkowe, 1,42" x  2,36" nr 1Ted Pella260460-100
Lego (klasyczna podstawa, 1 x 8 kafelków, 1 x 8 klocków, 1 x 6 płyt)Lego11023, 3008, 3666, 4162
Łopatki mikrotomowe (wysoki profil) Lieca Biosystems14035838926
Silikonowy obiektyw Olympus UPlanSApo 30xOlympusUPLSAPO30XS
Duża silikonowa tacka na kostki lodu (Samuelworld)Amazonka713243280060
chusteczki do chusteczek (Kimwipes) i nie wiadomo;Kimberly Clark34120

Bibliografia

  1. Sebag, J. Vitreous and vision degrading myodesopsia. Prog Retin Eye Res. 79, 100847(2020).
  2. Phillips, J. D., Hwang, E. S., Morgan, D. J., Creveling, C. J., Coats, B. Structure and mechanics of the vitreoretinal interface. J Mech Behav Biomed Mater. 134, 105399(2022).
  3. Seider, M. I., Conell, C., Melles, R. B. Complications of acute posterior vitreous detachment. Ophthalmology. 129 (1), 67-72 (2022).
  4. Ketkar, M., et al. Vitreomacular traction - a review. Eye. 39 (4), 710-717 (2025).
  5. Filas, B. A., Zhang, Q., Okamoto, R. J., Shui, Y. -B., Beebe, D. C. Enzymatic degradation identifies components responsible for the structural properties of the vitreous body. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (1), 55(2014).
  6. Taufalele, P. V., VanderBurgh, J. A., Muñoz, A., Zanotelli, M. R., Reinhart-King, C. A. Fiber alignment drives changes in architectural and mechanical features in collagen matrices. PLoS One. 14 (5), e0216537(2019).
  7. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Prog Retin Eye Res. 19 (3), 323-344 (2000).
  8. Los, L. I., van Luyn, M. J. A., Nieuwenhuis, P. Organization of the rabbit vitreous body: Lamellae, Cloquet's channel and a novel structure, the 'Alae canalis Cloqueti'. Exp Eye Res. 69 (3), 343-350 (1999).
  9. Voytik-Harbin, S. L., Brightman, A. O., Waisner, B. Z., Robinson, J. P., Lamar, C. H. Small intestinal submucosa: A tissue-derived extracellular matrix that promotes tissue-specific growth and differentiation of cells in vitro. Tissue Eng. 4 (2), 157-174 (1998).
  10. Bos, K. J., et al. Collagen fibril organisation in mammalian vitreous by freeze etch/rotary shadowing electron microscopy. Micron. 32 (3), 301-306 (2001).
  11. Bembridge, B. A., Crawford, G. N. C., Pirie, A. Phase-contrast microscopy of the animal vitreous body. Br J Ophthalmol. 36 (3), 131-142 (1952).
  12. Filas, B. A., et al. Quantitative imaging of enzymatic vitreolysis-induced fiber remodeling. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (12), 8626-8637 (2014).
  13. Los, L. I. The rabbit as an animal model for post-natal vitreous matrix differentiation and degeneration. Eye. 22 (10), 1223-1232 (2008).
  14. Bredfeldt, J. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers from second-harmonic generation images of breast cancer. J Biomed Opt. 19 (1), 016007(2014).
  15. Liu, Y., Keikhosravi, A., Mehta, G. S., Drifka, C. R., Eliceiri, K. W. Methods for quantifying fibrillar collagen alignment. Methods Mol Biol. 1627, 429-451 (2017).
  16. Wershof, E., et al. A FIJI macro for quantifying pattern in extracellular matrix. Life Sci Alliance. 4 (3), e202000880(2021).
  17. François, J., Victoria-Troncoso, V., Albarran, E. The histochemical structure of the vitreous fibers studied by phase-contrast microscopy. Am J Ophthalmol. 69 (5), 763-773 (1970).
  18. Hwang, E. S., Morgan, D. J., Sun, J., Hartnett, M. E., Toussaint, K. C., Coats, B. Confocal reflectance microscopy for mapping collagen fiber organization in the vitreous gel of the eye. Biomed Opt Express. 14 (2), 932(2023).
  19. Harris, J. R. Visualizing in vitro type I collagen fibrillogenesis by transmission electron microscopy. Methods Mol Biol. 1627, 367-383 (2017).
  20. Arevalo, R. C., Urbach, J. S., Blair, D. L. Size-dependent rheology of type I collagen networks. Biophys J. 99 (8), L65-L67 (2010).
  21. Raub, C. B., et al. Noninvasive assessment of collagen gel microstructure and mechanics using multiphoton microscopy. Biophys J. 92 (6), 2212-2222 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Siatka kolagenowa cia a szklistegosekcja oka winiobrazowanie elu cia a szklistegoorganizacja w kien kolagenowychmikroskop odwr conyzatapianie w agarozieodwarstwienie siatk wkianaliza sieci w kiensztywno elu
Przygotowanie oczu wieprzi do mikroskopii refleksyjnej konfokalnej w celu wizualizacji sieci włókien kolagenowych szklistych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.