Badania z udziałem ludzi zostały ocenione i zatwierdzone przez Komisję Etyczną Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Soochow (Zatwierdzenie nr 2019026). Komisja ds. oceny etycznej Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Soochow zatwierdziła lub przyznała zwolnienie z oceny etycznej tego wykorzystania danych. Dodatkowo uzyskano świadomą zgodę od wszystkich uczestników.
Analiza danych bioinformatycznych
Po dokładnym badaniu analizy ekspresji raka w bazach danych TCGA i Tumor IMmune Estimation Resource (TIMER), zbadano zachowanie LLT1 w różnych typach raka, ze szczególnym uwzględnieniem raka żołądka. Baza danych TISIDB została wykorzystana do zbadania korelacji między poziomami ekspresji LLT1 a różnymi podtypami molekularnymi raka żołądka. Korelacja między charakterystyką kliniczną pacjentów a ekspresją LLT1 była dalej analizowana za pomocą danych TCGA za pomocą programowania R. Analizy GO i KEGG wykorzystano do zbadania funkcjonalnej roli LLT1 w kancerogenezie żołądka. Algorytm ESTIMATE (Estimation of STromal and Immune cells in MAlignant Tumor tissues using Expression data) został dodatkowo wykorzystany do ilościowego określenia poziomów naciekania komórek immunologicznych i zrębowych w tkankach nowotworowych zgodnie ze wzorcami ekspresji LLT1. Przeprowadzono dalszą analizę z wykorzystaniem algorytmu CIBERSORT w celu oceny korelacji między poziomami ekspresji LLT1 a specyficznymi wzorcami infiltracji komórek odpornościowych w mikrośrodowisku guza. Przeprowadzono kompleksową analizę bioinformatyczną przy użyciu zestawów danych TCGA i programowania statystycznego R (v4.4.1) w celu zbadania potencjalnych korelacji między profilami ekspresji LLT1 a biomarkerami immunoregulacyjnymi. Na koniec wykorzystano bazę danych TCIA (The Cancer Immunome Atlas) do zbadania, czy ekspresja LLT1 może przewidywać odpowiedź na terapię blokującą immunologiczne punkty kontrolne PD-1/PD-L1.
Próbki GAC i budowa mikromacierzy tkankowych (TMA)
Wygenerowano dwa zestawy danych z mikromacierzy tkankowych w następujący sposób:
W pierwszym zestawie retrospektywnie przeanalizowano próbki od 268 pacjentów z GAC, którzy przeszli operację w 2011 roku. Patolodzy wybrali bloki parafiny, zidentyfikowali obszary rdzenia guza i skonstruowali je w mikromacierze tkankowe. Każdemu pojedynczemu miejscu próbki przypisano odrębny identyfikator w celu skrupulatnego monitorowania powiązanych parametrów klinicznych, takich jak płeć, wiek, wymiary nowotworu, stopień zróżnicowania nowotworu, faza progresji raka, głębokość inwazji, zajęcie limfy i obecność odległego rozprzestrzeniania się. Czas trwania przeżycia całkowitego (OS) zdefiniowano jako odstęp czasu od rozpoczęcia leczenia do wystąpienia śmiertelności lub daty granicznej grudnia 2017 r. Należy podkreślić, że kompleksowe dane dotyczące systemu operacyjnego były dostępne tylko dla podzbioru 198 uczestników.
Druga grupa obejmowała 115 nieleczonych wcześniej pacjentów z zaawansowanym GC, którzy przeszli chirurgiczną/endoskopową resekcję w Pierwszym Szpitalu Stowarzyszonym Uniwersytetu Soochow w latach 2016-2023. Patolodzy ocenili bloki parafiny i skonstruowali mikromacierze tkankowe ze ścisłym śledzeniem postępu choroby. Warto zauważyć, że wszystkie próbki zostały pobrane przed jakimkolwiek leczeniem przedoperacyjnym, a leczenie pooperacyjne składało się głównie z przeciwciał monoklonalnych PD-1 w połączeniu z chemioterapią.
Wszystkie wycinki z resekcji chirurgicznej pobrano z antrum żołądka. Wszystkie próbki utrwalono w obojętnej buforowanej formalinie i zatopiono w parafinie. Na podstawie oceny skrawków wybarwionych H&E dwóch starszych patologów niezależnie zidentyfikowało najbardziej reprezentatywne regiony tkanek z próbek zanurzonych w parafinie. Mikromacierze tkankowe (TMA) zostały zbudowane przy użyciu zautomatyzowanej macierzy tkankowej, z rdzeniami tkanek precyzyjnie umieszczonymi w blokach TMA zgodnie z predefiniowanymi modułami. Finalnie gotowe bloki TMA zostały przecięte na kawałki o grubości 4 μm przez doświadczonego histotechnologa.
Immunohistochemia (IHC) i immunofluorescencja multipleksowa (mIHC)
Testy immunohistochemiczne i immunofluorescencyjne multipleksowe przeprowadzono na skonstruowanej mikromacierzy tkankowej. Barwienie IHC przeprowadzono zgodnie z wcześniej ustaloną metodologią26. Pierwszy zestaw skrawków parafiny mikromatrycy przeniesiono na szkiełka podstawowe i wypalono w temperaturze 72°C przez 1 godzinę. Po odparafinowaniu skrawków ksylenem i ponownym uwodnieniu w kolejno zwiększających się rozcieńczeniach etanolu, aktywność endogennej peroksydazy została zablokowana przez zastosowanie roztworu blokującego peroksydazę na 30 minut. Pobieranie antygenu przeprowadzono przez gotowanie szkiełek w temperaturze 110 °C w roztworze do pobierania antygenu cytrynianowego (pH 6,0) przez 3 minuty. Po zablokowaniu 5% buforem blokującym BSA, skrawki inkubowano z mysim anty-ludzkim monoklonalnym CLEC2D, mysim anty-ludzkim monoklonalnym CD3 (gotowym do użycia), mysim anty-ludzkim monoklonalnym CD4 (gotowym do użycia), króliczym anty-ludzkim monoklonalnym CD8 (gotowym do użycia), mysim anty-ludzkim monoklonalnym CD11c (1:50) mysim anty-ludzkim monoklonalnym CD19 (gotowym do użycia), mysim anty-ludzkim monoklonalnym CD31 (gotowym do użycia), mysi anty-ludzki monoklonalny CD56 (gotowy do użycia), mysi anty-ludzki monoklonalny CD68 (gotowy do użycia), królik anty-ludzki monoklonalny Foxp3 (1:50), mysi anty-ludzki monoklonalny IL-17 (1:50), mysi anty-ludzki monoklonalny IFN-γ (1:50), mysi anty-ludzki monoklonalny Ki67 (1:50), mysi anty-ludzki monoklonalny PD-L1 (gotowy do użycia) w temperaturze 4 °C przez noc27,28. Szkiełka zostały następnie umyte i inkubowane z przeciwciałami drugorzędowymi znakowanymi peroksydazą chrzanową (anty-mysz i królik) w temperaturze pokojowej przez 30 minut. Po inkubacji próbki zostały umyte, a do immunodetekcji wykorzystano system detekcji EnVision. Pod mikroskopem, gdy na chipie zaczynają pojawiać się brązowe obszary, wymagana jest uważna obserwacja. Reakcję chromogenną należy zatrzymać, gdy brązowe obszary przestaną się powiększać. Szkiełka zostały wybarwione hematoksyliną Mayera i zamontowane za pomocą neutralnego kleju. W kontroli ujemnej zamiast przeciwciała pierwszorzędowego zastosowano mysią lub króliczą IgG. Kontrolą pozytywną była ludzka tkanka migdałków. Drugi zestaw skrawków mikromacierzy służy do immunohistochemii multipleksowej (mIHC). Wykorzystując wyżej wymienione warunki pobierania i blokowania antygenu, panel przeciwciał jest optymalizowany spektralnie w następujący sposób: PD-L1 (480 nm), CD161 (520 nm), LLT1 (570 nm), PD-1 (620 nm), CD8 (690 nm) i PAN-CK (780 nm). Przeciwciała pierwszorzędowe inkubowano w tych samych warunkach, co w pierwotnym protokole29 (z wyjątkiem PANCK i CD161, które zostały nowo wprowadzone), w zalecanym rozcieńczeniu 1:100, a następnie nastąpiło barwienie fluorescencyjne ze wzmocnieniem sygnału tyramidowego (TSA). Po każdej rundzie barwienia fluorescencyjnego przeprowadza się usuwanie przeciwciał, a następnie wielokrotne pobieranie antygenu, blokowanie endogennej peroksydazy i blokowanie nieswoistego celu przed inkubacją następnego przeciwciała pierwotnego. Podczas wykonywania immunohistochemii multipleksowej kluczowe są trzy punkty: należy przeprowadzić eksperymenty wstępne dla każdego barwnika fluorescencyjnego, silnie wyrażone przeciwciała powinny być sparowane ze słabymi sygnałami fluorescencyjnymi, podczas gdy słabo wyrażone przeciwciała powinny być sparowane z silnymi sygnałami fluorescencyjnymi, a po wybarwieniu każdego markera fluorescencyjnego wyniki barwienia należy obserwować pod mikroskopem w warunkach ochrony przed światłem. Po wybarwieniu6-tym barwnikiem fluorescencyjnym, do znakowania jąder komórkowych nakłada się barwienie przeciwstawne DAPI, a następnie montuje się szkiełka. Na koniec wszystkie mikromacierze tkankowe zostały zeskanowane za pomocą cyfrowego skanera patologicznego i przeanalizowane za pomocą oprogramowania do cyfrowej analizy obrazów patologicznych opartego na sztucznej inteligencji.
Ocena barwienia IHC/mIHC
Wyniki barwienia zostały zinterpretowane przez dwóch ekspertów patologów w sposób podwójnie ślepej próby. Zmierzyli głębokość barwienia za pomocą obiektywu o dużej mocy (200-krotne powiększenie) lub pasującego ustawienia fluorescencyjnego (200x), przypisując punkty w zakresie od 0 (brak barwienia) do 3 (intensywne barwienie). Frakcje komórek LLT1-dodatnich w próbkach raka żołądka podzielono na cztery stratyfikacje: 0 (<5%), 1 (5-25%), 2 (26-50%) i 3 (>50%). Wynik immunoreaktywności (IRS) uzyskano na podstawie iloczynu głębokości barwienia i proporcji komórek LLT1-dodatnich. Próbki, które uzyskały zero punktów, były uważane za negatywne, podczas gdy wyniki 1-4 wskazywały na słabą ekspresję, 5-7 na umiarkowaną i 8-9 na silną ekspresję; te same kryteria zastosowano do oceny ekspresji innych markerów, takich jak Ki67 i CD3. W oparciu o metodologię oceny i grupowania, próbki oznaczono jako mające silną (IRS8-9), umiarkowaną (IRS5-7), słabą (IRS1-4) lub bez ekspresji (IRS0). Pacjenci z najniższymi wynikami (IRS≤4) zostali przypisani do grupy o niskiej ekspresji, a ci z wyższymi wynikami (IRS≥5) zostali przypisani do grupy o wysokiej ekspresji.
Jednak w przypadku markera PD-L1 przyjęto inne podejście przy użyciu CPS. Wynik ten został określony na podstawie stosunku komórek PD-L1-dodatnich (w tym komórek nowotworowych, immunologicznych i zrębowych) do całkowitej liczby żywotnych komórek nowotworowych przeskalowanych 100-krotnie. Osoby z CPS przekraczającym pięć zostały umieszczone w kohorcie o wysokiej ekspresji, podczas gdy osoby z CPS wynoszącym pięć lub mniej zostały zgrupowane w kohorcie o niskiej ekspresji.
Grupowanie odpowiedzi na immunoterapię
Zgodnie z kryteriami oceny odpowiedzi w guzach litych w wersji 1.1 (RECIST 1.1), ocena docelowych zmian u pacjentów dzieli się na cztery odrębne kategorie: (a) Odpowiedź całkowita (CR): wszystkie zmiany docelowe całkowicie zniknęły, a krótka oś wszystkich patologicznych węzłów chłonnych (zarówno docelowych, jak i niedocelowych) musi mieć mniej niż 10 mm; b) Odpowiedź częściowa (PR): łączna średnica wszystkich możliwych do zmierzenia docelowych zmian chorobowych zmniejszyła się o co najmniej 30% w stosunku do pomiarów wyjściowych; c) postępująca choroba (PD): kategoria ta ma zastosowanie, gdy łączna średnica docelowych zmian chorobowych zwiększyła się o co najmniej 20 % w porównaniu z najmniejszą wartością zarejestrowaną podczas badania (przy użyciu linii podstawowej jako punktu odniesienia, jeśli reprezentuje ona najmniejszą wartość), przy czym bezwzględny wzrost wynosi nie mniej niż 5 mm; dodatkowo pojawienie się nowych zmian jest również klasyfikowane jako choroba postępująca (PD); (d) Stabilna choroba (SD): skumulowana średnica docelowych zmian chorobowych nie spełnia kryteriów redukcji PR ani kryteriów wzrostu PD w całym badaniu. Zastosowano dwie techniki stratyfikacji. Pierwsza metoda polegała na segregacji pacjentów na podstawie ich statusu odpowiedzi, przy czym pacjenci z PD (n=53) i SD (n=46) stanowili grupę nieodpowiadającą (n=99), podczas gdy pacjenci z PR (n=15) i CR (n=1) tworzyli grupę odpowiadającą (n=16). Drugie podejście polegało na kategoryzacji pacjentów według progresji choroby, przy czym pacjenci z CR, PR i SD zostali sklasyfikowani jako kohorta skuteczna w immunoterapii (n = 62), a pacjenci z PD jako kohorta nieskuteczna w immunoterapii (n = 53).
Analiza statystyczna
Oceny empiryczne przeprowadzono przy użyciu platformy obliczeniowej R (wersja 4.4.1) i pakietu oprogramowania SPSS Statistical (wersja 27.0). Rozbieżności między badanymi kohortami badano poprzez zastosowanie analizy tabeli kontyngencji chi-kwadrat. Technika korelacji nieparametrycznej Spearmana została wykorzystana do zbadania siły i kierunku powiązań między zmiennymi. Różnice w czasie przeżycia analizowano za pomocą konstrukcji estymatorów Kaplana-Meiera uzupełnionych testami logarytmicznymi dla istotności. Następnie wykorzystano modele regresji proporcjonalnego hazardu Coxa w celu zidentyfikowania czynników potencjalnie wpływających na wyniki przeżycia pacjentów. Istotność statystyczna została wstępnie zdefiniowana jako dwustronny próg wartości p wynoszący <0,05. Aby zapewnić wiarygodność wyników, przeprowadzono kompleksowe analizy wrażliwości w celu oceny potencjalnych zmiennych zakłócających, a następnie odpowiednio dostosowano modele wielowymiarowe. Ponadto przedstawiono wyraźne interpretacje współczynników ryzyka, aby ułatwić zrozumienie kliniczne, kładąc nacisk na praktyczne implikacje zidentyfikowanych czynników ryzyka dla rokowania pacjentów.