Artykuł metodologiczny

Wdrażana w terenie platforma obrazowania bez soczewek do szybkiej analizy aktywacji komórek NK bez użycia znaczników

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68834

⸱

8 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Electronics and Information Engineering, Korea University, 2Department of Biotechnology and Bioinformatics, Korea University, 3Metaimmunetech Inc., 4Department of Gastroenterology and Hepatology, Guro Hospital, Korea University College of Medicine, 5Department of Laboratory Medicine, Anam Hospital, Korea University College of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje bezznacznikową metodę szybkiej analizy liczby i aktywności komórek NK (Natural Cell ) bez użycia soczewek przy użyciu technologii obrazowania cieni bez soczewek. Metoda ta określa ilościowo zmiany morfologiczne w poszczególnych komórkach NK poprzez komputerową analizę ich wzorów dyfrakcyjnych.

Streszczenie

Komórki NK są ważnymi efektorami odporności wrodzonej, które eliminują komórki zakażone wirusem i złośliwe. Monitorowanie aktywności komórek NK jest niezbędne do oceny funkcji układu odpornościowego. Jednak konwencjonalne metody, takie jak cytometria przepływowa, są pracochłonne i czasochłonne. Protokół ten opisuje bezznacznikową technikę szybkiej analizy aktywności komórek NK (Natural Killer) przy użyciu technologii obrazowania cieni bez soczewek (LSIT). Komórki NK wyizolowane z krwi obwodowej i stymulowane autorskim aktywatorem analizowano za pomocą platformy LSIT w ciągu 5 minut. Platforma LSIT przechwytuje obrazy holograficzne, znane jako obrazy cieni, powstałe w wyniku interferencji światła z komórkami NK i monitoruje ich stan aktywacji poprzez analizę zmian parametrów cienia. Kluczowe parametry uzyskane z obrazów cieni, w tym odległość między szczytami (PPD) i odchylenie standardowe drugorzędnej maksymalnej szerokości (WSM-SD), ilościowo odzwierciedlały morfologię komórki i złożoność wewnętrzną. Parametry te zostały zintegrowane z połączonym parametrem cienia (CSP) i wskaźnikiem odporności wrodzonej (I3), aby zapewnić kompleksową ocenę i kwantyfikację aktywności komórek NK w oparciu o zmiany morfologiczne w komórkach. I3, obliczony jako procentowa zmiana CSP po aktywacji, służył jako bezpośrednia miara aktywności komórek NK. Komórki NK od osób zdrowych konsekwentnie wykazywały znacznie wyższe wartości I3 niż te od osób z obniżoną odpornością. Platforma LSIT umożliwia szybkie i ekonomiczne profilowanie immunologiczne, które jest odpowiednie do diagnostyki w miejscu opieki nad pacjentem.

Wprowadzenie

Morfologia komórek staje się kluczowym wskaźnikiem mechanizmów molekularnych. Zapewnia nie tylko wizualną reprezentację struktury komórki, ale także oferuje cenny wgląd w podstawowe procesy i funkcje poszczególnych komórek1. Analiza kształtu, wielkości i aktywności komórek odpornościowych na poziomie pojedynczej komórki dostarcza kluczowych informacji na temat ich zachowania, heterogeniczności i ról w zdrowiu i chorobie 2,3,4,5,6.

Wśród tych kluczowych komórek znajdują się komórki NK (natural killer), które są centralnym składnikiem wrodzonego układu odpornościowego 7,8. Eliminują komórki zakażone wirusem i nowotworowe oraz regulują adaptacyjną odpowiedź immunologiczną poprzez uwalnianie cytokin 9,10,11. Nowotwory, infekcje wirusowe i niedobory odporności często zmniejszają liczbę komórek NK i upośledzają ich funkcje 12,13,14. Dlatego aktywacja komórek NK służy jako ważny biomarker i dostarcza informacji o ogólnym stanie zdrowia układu odpornościowego. W związku z tym szybka jednokomórkowa ocena aktywacji komórek NK jest niezbędna do rokowania, diagnozy, monitorowania choroby i stratyfikacji pacjentów 15,16,17,18.

Obecnie aktywność komórek NK ocenia się na podstawie ich zdolności cytotoksycznej (zdolności do zabijania komórek docelowych) i produkcji cytokin 19,20,21,22. Konwencjonalne metody pomiaru cytotoksyczności za pośrednictwem komórek23, takie jak testy uwalniania chromu-51 (51Cr)24,25, testy cytometrii przepływowej26,27 i testy immunoenzymatyczne (ELISA) w celu ilościowego określenia interferonu gamma (IFN-γ) wydzielanego przez komórki NK po stymulacji 28,29,30 mają kilka ograniczeń. Należą do nich brak standaryzacji, długotrwałe protokoły (np. inkubacja ELISA przez noc), zależność od znakowania komórek oraz wysokie koszty sprzętu 31,32,33. Wyzwania te podkreślają potrzebę innowacyjnych metod, które oferują szybkie wyniki, opłacalność, analizę bez etykietowania i wysoką przepustowość. Ponadto ocena aktywacji komórek NK na poziomie pojedynczej komórki dostarcza szczegółowych informacji na temat niejednorodności populacji i indywidualnych odpowiedzi komórkowych na stymulację.

Wśród pojawiających się technologii mających na celu przezwyciężenie tych ograniczeń, szczególnie skutecznym rozwiązaniem jest technologia obrazowania cieni bez soczewek (LSIT) 34,35,36. LSIT, uproszczona cyfrowa holografia inline (DIH), umożliwia szybką, bezznacznikową, wysokoprzepustową analizę aktywacji komórek NK w rozdzielczościpojedynczej komórki 37,38,39. DIH rejestruje wzorce interferencyjne między rozproszonym światłem laserowym a współliniową wiązką odniesienia na czujniku cyfrowym w celu zrekonstruowania trójwymiarowych (3D) informacji o mikroskopijnych obiektach40,41. LSIT upraszcza to podejście, wykorzystując częściowo spójną diodę LED, mikrootworek i czujnik CMOS do przechwytywania wzorów dyfrakcyjnych (tj. obrazów cieni) komórek 42,43,44,45. Uzasadnienie tej techniki opiera się na obserwacji, że aktywacja komórek odpornościowych często powoduje zmiany morfologiczne, w tym zmiany w wielkości komórki, kształcie, ziarnistości cytoplazmatycznej i strukturze jądrowej 46,47,48,49,50. LSIT jest bardzo wrażliwy na te zmiany, które mają bezpośredni wpływ na wzory dyfrakcyjne 51,52,53.

Opierając się na wrażliwości LSIT na te zmiany morfologiczne i ich wpływie na wzory dyfrakcyjne, protokół ten przedstawia nową metodę szybkiego i dokładnego oznaczania ilościowego liczby komórek NK i aktywności funkcjonalnej na poziomie pojedynczej komórki przy użyciu platformy Cellytics NK, zwanej dalej platformą LSIT54. Jak pokazano na rysunku 1A, platforma LSIT integruje przetwarzanie, aktywację i obrazowanie w cieniu próbek w kompaktowy wielokanałowy przepływ pracy. Komórki NK wyizolowano z krwi pełnej, stymulowano specjalnie opracowanym koktajlem stymulatora aktywacji (ASC) i załadowano do dedykowanego chipa testowego. ASC indukuje zmiany morfologiczne w komórkach NK w ciągu 1 godziny od ekspozycji, takie jak zwiększony rozmiar komórek i złożoność wewnętrzna, które można precyzyjnie wykryć za pomocą platformy LSIT55,56.

Platforma LSIT wykorzystuje źródło światła LED i czujnik CMOS do uchwycenia wzorów DIH (cieni) poszczególnych komórek (rysunek 1B). Specjalny algorytm następnie analizuje te wzory cieni i wyodrębnia kluczowe parametry, takie jak odległość między szczytami (PPD), która koreluje z rozmiarem komórki, oraz odchylenie standardowe szerokości wtórnego maksimum (WSM-SD), które koreluje ze złożonością i nieregularnością cytoplazmy (Rysunek 1C, D). Porównując wartości przed i po stymulacji, platforma oblicza złożone wskaźniki: połączony parametr cienia (CSP = PPD × WSM-SD) oraz wskaźnik odporności wrodzonej (I³), które odzwierciedlają procentową zmianę CSP po aktywacji. Powodem wprowadzenia CSP jest to, że aktywacja immunologiczna obejmuje zarówno powiększenie komórek, jak i zwiększoną złożoność cytoplazmatyczną. Poleganie tylko na jednym z dwóch kryteriów może spowodować pominięcie aktywacji granicznej lub wpływ hałasu, takiego jak zanieczyszczenia lub nieregularne oświetlenie. CSP poprawia klasyfikację, wymagając spójnych zmian w obu metrykach. Wskaźniki te klasyfikują stany aktywacji różnych populacji komórek bez znakowania fluorescencyjnego lub złożonego przetwarzania próbek.

Protokół ten jest szczególnie przydatny dla badaczy i klinicystów, którzy wymagają szybkiej, ilościowej i bezznacznikowej metody monitorowania zmian morfologicznych w komórkach odpornościowych wywołanych aktywacją. Nadaje się do podstawowych badań immunologicznych, przedklinicznych badań przesiewowych leków i oceny immunoterapii i może być stosowany jako narzędzie diagnostyczne lub prognostyczne w warunkach klinicznych, w których niezbędna jest szybka ocena stanu odporności. Ta metoda wymaga izolowanych populacji komórek, dostępu do platformy LSIT i specyficznego koktajlu aktywacji komórek NK.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie badania były zgodne z wytycznymi instytucjonalnymi i zostały zatwierdzone przez Institutional Review Board of Korea University Anam Hospital (numer zgody: 2021AN0040). Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Pobieranie i postępowanie z próbkami

UWAGA: Ze wszystkimi próbkami krwi ludzkiej należy obchodzić się przy użyciu standardowych środków bezpieczeństwa biologicznego i odpowiednich środków ochrony osobistej.

  1. Obwodową krew pełną należy pobrać od pacjenta w sterylnej probówce z heparyną w sposób aseptyczny.
  2. Delikatnie odwróć probówkę 8-10 razy, aby wymieszać antykoagulant z krwią.
  3. Próbkę krwi należy przeanalizować natychmiast po pobraniu. Jeśli analiza jest opóźniona, należy przechowywać próbkę w probówce z heparyną w temperaturze 2-8 °C i zużyć w ciągu 48 godzin.
    UWAGA: Nie zamrażaj krwi pełnej. Użyj świeżych próbek, aby zachować integralność komórkową.

2. Izolacja i aktywacja komórek NK

UWAGA: Protokół ten przedstawia zoptymalizowany i kompleksowy przepływ pracy do izolacji i aktywacji komórek NK bezpośrednio z ludzkiej krwi pełnej przy użyciu zestawu NK Prep, który składa się z zestawu NK Sep do izolacji komórek i zestawu aktywacyjnego NK do stymulacji. Ten zestaw integruje selekcję negatywną i stymulację opartą na kulkach magnetycznych, aby umożliwić szybką ocenę fenotypową za pomocą platformy cytometrii obrazowej bez soczewek.

  1. Konfiguracja przed testem
    1. Wyjmij zestawy z lodówki i doprowadź je do temperatury pokojowej (15-28 °C).
      UWAGA: Zestaw NK Sep zawiera następujące elementy:
      a) Zielona pokrywka: probówka reakcyjna zawierająca koktajl przeciwciał.
      b) Czerwona pokrywka: Probówka separacyjna 1 zawierająca cząstki magnetyczne w pożywce rozcieńczającej (1,5 ml).
      (c) Fioletowa pokrywka: Rurka separacyjna 2 zawierająca cząstki magnetyczne.
      (d) Szara pokrywa: rurka odzyskiwania (czysta i pusta).
      Zestaw NK Activation zawiera następujące elementy:
      (a) Pojazd: Osiem przezroczystych tubek w szczelnie zamkniętej aluminiowej torbie.
      (b) ASC: Osiem żółtych probówek w szczelnie zamkniętej aluminiowej torbie.
      Wyjmij tylko wymagane probówki z zapieczętowanych worków. Ponownie zamknij i wstaw do lodówki wszelkie niewykorzystane elementy.
    2. Przygotuj niezbędny sprzęt: separator magnetyczny, pipety ze sterylnymi końcówkami oraz skalibrowany inkubator lub blok grzewczy ustawiony na 37 °C.
  2. Procedura izolacji komórek NK
    1. Dodaj 0,5 ml krwi pełnej do probówki reakcyjnej z zieloną nasadką zawierającą koktajl przeciwciał. Wymieszaj delikatnie, odwracając probówkę 2-3 razy i inkubuj przez 5 minut.
    2. Przenieść całą zawartość do probówki rozdzielającej 1 z czerwoną nakrętką. Wymieszaj delikatnie 2-3 razy.
    3. Umieścić probówkę na separatorze magnetycznym i inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
    4. Z założonym magnesem przenieś około 1,5 ml supernatantu do rurki separatora 2 z fioletową nakrętką. Wymieszaj delikatnie 2-3 razy.
    5. Umieść probówkę separacyjną dwie na stojaku magnetycznym i inkubuj przez 10 minut.
    6. Trzymając magnes nadal podłączony, przenieś około 1,0 ml supernatantu do probówki regeneracyjnej z szarą pokrywką. Dokładnie wymieszaj.
  3. Aktywacja komórek NK
    1. Dodać 100 μl wyizolowanej zawiesiny komórek NK do probówki pojazdu i kolejne 100 μl do probówki ASC
    2. Ostrożnie wymieszaj zawartość dwóch probówek.
    3. Inkubować probówki w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę.
      UWAGA: Użyj skalibrowanego bloku grzewczego, aby utrzymać stałą temperaturę inkubacji.

3. Obrazowanie i analiza za pomocą platformy LSIT

UWAGA: Komórki należy analizować natychmiast po inkubacji. Jeżeli natychmiastowa analiza nie jest możliwa, należy przechowywać inkubowane komórki w temperaturze 2-8 °C i przeanalizować je w ciągu 6 godzin. Platforma LSIT ocenia morfologię i liczbę komórek w próbkach krwi ludzkiej za pomocą DIH. Aby przeanalizować aktywność immunologiczną, zarówno niestymulowane, jak i stymulowane przez ASC komórki NK zostały załadowane na specjalny szkiełko, włożone do urządzenia i automatycznie zobrazowane.

  1. Konfiguracja i kalibracja urządzenia
    UWAGA: Zawsze wykonuj kalibrację tła przed analizą próbki.
    1. Włącz platformę LSIT. Upewnij się, że dioda LED, wentylator i kamera działają.
    2. Uruchom oprogramowanie LSIT Capture . Zaloguj się, podając swój identyfikator i hasło.
    3. Przejdź do Ustawień i wybierz Kalibruj.
    4. Naciśnij przycisk Otwórz na ekranie dotykowym lub użyj fizycznego przycisku drzwi przesuwnych, aby otworzyć drzwi. Gdy szuflada się otworzy, wyjmij szkiełko kalibracyjne i schowaj je.
    5. Upewnij się, że nie ma szkiełka testowego. Zamknij szufladę.
      UWAGA: Do czyszczenia powierzchni szkiełek należy używać wyłącznie chusteczek optycznych.
    6. Kliknij Ustaw tło , aby skalibrować intensywność optyczną.
    7. Załóż suwak kalibracyjny i zamknij szufladę.
    8. Kliknij Rozpocznij kalibrację.
      UWAGA: W przypadku rozlania płynu na urządzenie należy je natychmiast wyłączyć. Wytrzyj go do czysta. Nie demontuj urządzenia.
  2. Przygotowanie i ładowanie szkiełek testowych
    1. Wyjmij szkiełko testowe z torebki, oznacz je danymi próbki i umieść na czystej, płaskiej powierzchni.
    2. Odpipetować 10 μl próbki z nośnika (niestymulowanej) do kanałów A i B.
    3. Odpipetować 10 μl próbki stymulowanej ASC do kanałów C i D.
      UWAGA: Unikaj tworzenia się pęcherzyków i przepełniania.
    4. Naciśnij przycisk Otwórz , aby wysunąć szufladę, wyjmij szkiełko kalibracyjne i umieść je w schowku.
    5. Włóż przygotowany szkiełko testowe i naciśnij Zamknij.
  3. Akwizycja obrazu: Menu testowe 1 - Aktywność komórek NK
    UWAGA: Jeśli akwizycja obrazu nie powiedzie się, sprawdź oświetlenie i objętość próbki. W razie potrzeby należy przeprowadzić ponowną kalibrację.
    1. Zaloguj się do systemu LSIT i wybierz Test Aktywności Komórek NK na ekranie głównym.
    2. Wprowadź identyfikator próbki lub użyj skanera kodów kreskowych.
      UWAGA: Aby pobrać identyfikator próbki z listy zarchiwizowanych, użyj przycisku Pobierz.
    3. Naciśnij przycisk Przechwyć, aby rozpocząć nagrywanie.
    4. Po przechwyceniu obrazu kliknij Analizuj
    5. Sprawdź aktywność komórek NK (%) i liczbę komórek wyświetlaną na ekranie.
      UWAGA: Prawidłowe wyniki są wyświetlane numerycznie. Jeśli I3 znajduje się poniżej zakresu, wyświetlany jest komunikat "≤100%". Powyżej zakresu wyświetlany jest komunikat ">300%".
    6. Pobierz wyniki na dysk USB lub wydrukuj je za pomocą menu na ekranie dotykowym.
  4. Akwizycja obrazu: Menu testowe 2 - zliczanie komórek
    1. Wybierz opcję Zliczanie komórek w menu Test 2 w głównym interfejsie.
    2. Załadować 10 μl próbki do nowego kanału szkiełka testowego.
    3. Włóż suwak, zamknij szufladę i wprowadź identyfikator próbki.
    4. W stosownych przypadkach podać współczynnik rozcieńczenia.
    5. Naciśnij przycisk Liczba.
      UWAGA: Jeśli wynik mieści się w zakresie testowym, liczba komórek NK jest wyświetlana jako wartość liczbowa na ekranie systemu. W przypadku wyników poniżej zakresu testowego wyświetlany jest komunikat "≤ 10 komórek/μl", a w przypadku wyników powyżej "> 1,000 komórek/μl".
    6. Wyświetlaj wyniki w postaci komórek/μl.
      UWAGA: Przełącz czarne pole wyniku, aby wyświetlić rzeczywistą liczbę komórek na obrazach.
    7. Przejrzyj wyniki i pobierz je lub wydrukuj.
      UWAGA: Upewnij się, że wprowadzono prawidłowy współczynnik rozcieńczenia, aby uzyskać dokładne wyniki.

4. Czyszczenie po analizie

  1. Otwórz szufladę za pomocą przycisku Otwórz lub fizycznego przełącznika.
  2. Wyjmij zużyty suwak.
  3. Umieść suwak kalibracyjny z powrotem w szufladzie, aby chronić czujnik.
  4. Zamknij szufladę.
  5. Zużyte tuby, końcówki i szkiełka należy utylizować zgodnie z przepisami dotyczącymi odpadów laboratoryjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zgodnie z tym protokołem platforma LSIT umożliwia ilościową, bezznacznikową ocenę aktywacji komórek NK na podstawie zmian morfologicznych w komórkach. Rycina 2A przedstawia barwione hema-3 preparaty cytospinowe pierwotnych komórek NK od zdrowych dawców po 2-godzinnej inkubacji z ASC lub bez. Aktywacja przez ASC powoduje wyraźne zmiany, przede wszystkim powiększenie komórek i zwiększenie wewnętrznej złożoności lub ziarnistości, w porównaniu z grupą kontrolną z nośnikiem (niestymulowanym). Zmi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten przedstawia znormalizowaną, bezznacznikową metodę ilościowego oznaczania aktywacji komórek NK, która łączy izolację i aktywację komórek przy użyciu zestawu NK Prep Kit z analizą za pośrednictwem platformy LSIT. Stanowi szybką i ilościową alternatywę dla konwencjonalnych testów, takich jak uwalnianie 51Cr, cytometria przepływowa i ELISA. Protokół został opracowany z myślą o laboratoriach wyposażonych w platformę LSIT i zapewnia proste wyniki oparte na analizie obrazu w tle liczby komórek N...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

I.L., S.H., H.S.J. i S.S. są powiązane z Metaimmunetech Inc., firmą zaangażowaną w rozwój i komercjalizację platformy LSIT przedstawionej w tym badaniu. W szczególności H.S.J. jest założycielem i dyrektorem generalnym, S.H. jest dyrektorem generalnym, a S.S. jest dyrektorem technicznym firmy. Autorzy twierdzą jednak, że wyniki i interpretacje zawarte w tym manuskrypcie są przedstawione obiektywnie i nie mają na nie wpływu żadne interesy komercyjne. Wszyscy pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Badanie to było wspierane przez Programy Badań Podstawowych Narodowej Fundacji Badawczej (NRF) Korei (Grant#: RS-2024-00353675, Grant#: 2021R1I1A3056109), program wsparcia ITRC (Centrum Badań nad Technologiami Informacyjnymi) nadzorowany przez IITP (Instytut Planowania i Oceny Technologii Informacyjnych i Komunikacyjnych) oraz Agencję Promocji Komercjalizacji Wyników Badań i Rozwoju (COMPA) finansowaną przez Ministerstwo Nauki i Technologii Informacyjnych i Komunikacyjnych (MSIT), Korea (Grant#: IITP-2025-RS-2023-00258971(50%), Grant#: 2710084652), program wsparcia Koreańskiego Instytutu Promocji Nauki i Technologii Morskiej (KIMST) finansowany przez Ministerstwo Oceanów i Rybołówstwa, Korea (Grant#: 20210660) oraz Grant Uniwersytetu Koreańskiego. Autorzy dziękują firmie Metaimmunetech Inc. za współpracę, opartą na technologii przeniesionej z Uniwersytetu Koreańskiego, przy opracowywaniu urządzenia Cellytics NK.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówki do mikrowirówek o pojemności 1,7 mlAXYGEN (PROCESOR)MCT-175-CSterylne, wolne od DNaz/RNaz
Szkiełko testoweMetaimmunetechZobacz materiał AS050-GDedykowana zjeżdżalnia do systemu Cellytics
50 szkiełek w pudełku
System Cellytics z oprogramowaniemMetaimmunetechDokument CS001 powiedział:Platforma obrazowania cieni bez soczewek
Wirówka (wirnik z odchylanym kubełkiem)LABOGEN1580R300– 500 i razy; Zakres G
Przetwornik obrazu CMOSW zestawie z urządzeniem CellyticsZintegrowanySłuży do obrazowania dyfrakcyjnego
Wirówka cytospinowaNasco koreaWirówka cyto TXT3Do barwienia cytospinowego
Cyfrowy blok grzewczy (37 ° C)Daihan ScientificDH. WHB00349Do inkubacji komórek
Zestaw ELISA (IFN-γ)R& Układ DDIF50CLudzki IFN-γ Zestaw ELISA
Cytometr przepływowy Guava easyCyteMilipory0500-5005Do analizy ekspresji CD107a
Pakiet statystyk Hema 3Rybak termiczny122-911Do barwienia cytospinowego
IL-12 (rekombinowany człowiek)R& Układ DSkładnik ASC
IL-2 (rekombinowany człowiek)Peprotech200-02Składnik ASC
Stojak do separacji magnetycznejMetaimmunetechZobacz materiał M13R8Do oddzielania ściegów
Szkiełka mikroskopoweLotnisko Marienfeld1000612Do preparatów cytospinowych
Zestaw aktywacyjny NKMetaimmunetechMIT2301V, MIT2301ADo aktywacji komórek NK
Zestaw NK SepMetaimmunetechMIT2301-500 szt.Do izolacji komórek NK
Mysz PE Anti-Human CD107a, 100testBD nauki biologiczne555801Do analizy ekspresji CD107a
Przysłona otworkowaW zestawie z urządzeniem CellyticsZintegrowanyUżywany w ścieżce oświetlenia LSIT
Pipety (2– 20 &mikro; L, 20– 200 i mikro; L)AXYGEN (PROCESOR)T-200-YRegulowana głośność
Suwak kalibracji cieniMetaimmunetechZobacz materiał AS050-GDo kalibracji urządzenia.
1 szkiełko kalibracyjne w 1 pudełku z szkiełkami testowymi
Mieszalnik wirowyFirma Merck SI-0246ADo ponownego zawieszenia

Bibliografia

  1. Alizadeh, E., et al. Cellular morphological features are predictive markers of cancer cell state. Comput Biol Med. 126, 104044(2020).
  2. Chen, D., Luo, Y., Cheng, G. Single cell and immunity: Better understanding immune cell heterogeneities with single cell sequencing. Clin Transl Med. 13 (1), e1159(2023).
  3. McWhorter, F. Y., Wang, T., Nguyen, P., Chung, T., Liu, W. F. Modulation of macrophage phenotype by cell shape. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (43), 17253-17258 (2013).
  4. Karetin, Y. Morphometry of cellular behavior of coelomocytes from starfish Asterias amurensis. PeerJ. 9, e12514(2021).
  5. Chen, D., Luo, Y., Cheng, G. Single cell and immunity: Better understanding immune cell heterogeneities with single-cell sequencing. Clin Transl Discov. 2 (4), e162(2022).
  6. Bendall, S. C., et al. Single-cell mass cytometry of differential immune and drug responses across a human hematopoietic continuum. Science. 332 (6030), 687-696 (2011).
  7. Vivier, E., et al. Innate or adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science. 331 (6013), 44-49 (2011).
  8. Shimasaki, N., Jain, A., Campana, D. NK cells for cancer immunotherapy. Nat Rev Drug Discov. 19 (3), 200-218 (2020).
  9. Mujal, A. M., Delconte, R. B., Sun, J. C. Natural killer cells: From innate to adaptive features. Annu Rev Immunol. 39 (1), 417-447 (2021).
  10. Paolini, R., Bernardini, G., Molfetta, R., Santoni, A. NK cells and interferons. Cytokine Growth Factor Rev. 26 (2), 113-120 (2015).
  11. Cook, K. D., Waggoner, S. N., Whitmire, J. K. NK cells and their ability to modulate T cells during virus infections. Crit Rev Immunol. 34 (5), 359-388 (2014).
  12. Kaur, G., Sandeep, F., Olayinka, O., Gupta, G. Morphologic changes in circulating blood cells of COVID-19 patients. Cureus. 13 (2), e13416(2021).
  13. Hammer, Q., Cuapio, A., Bister, J., Björkström, N. K., Ljunggren, H. G. NK cells in COVID-19-from disease to vaccination. J Leukoc Biol. 114 (5), 507-512 (2023).
  14. Frutoso, M., Mortier, E. NK cell hyporesponsiveness: More is not always better. Int J Mol Sci. 20 (18), 4514(2019).
  15. Dufva, O., et al. Single-cell functional genomics reveals determinants of sensitivity and resistance to natural killer cells in blood cancers. Immunity. 56 (12), 2816-2835.e13 (2023).
  16. Song, P., Li, W., Guo, L., Ying, J., Gao, S., He, J. Identification and validation of a novel signature based on NK cell marker genes to predict prognosis and immunotherapy response in lung adenocarcinoma by integrated analysis of single-cell and bulk RNA-sequencing. Front Immunol. 13, 850745(2022).
  17. Viel, S., et al. Monitoring NK cell activity in patients with hematological malignancies. Oncoimmunology. 2 (9), e26011(2013).
  18. Strauss-Albee, D. M., et al. Human NK cell repertoire diversity reflects immune experience and correlates with viral susceptibility. Sci Transl Med. 7 (297), 297ra115(2015).
  19. Liu, S., Galat, V., Galat, Y., Lee, Y. K. A., Wainwright, D., Wu, J. NK cell-based cancer immunotherapy: from basic biology to clinical development. J Hematol Oncol. 14 (1), 7(2021).
  20. Kim, J. M., et al. Assessment of NK cell activity based on NK cell-specific receptor synergy in peripheral blood mononuclear cells and whole blood. Int J Mol Sci. 21 (21), 8112(2020).
  21. Lorenzo-Herrero, S., Sordo-Bahamonde, C., González, S., López-Soto, A. Evaluation of NK cell cytotoxic activity against malignant cells by the calcein assay. Methods Enzymol. 631, 483-495 (2020).
  22. Nederby, L., Jakobsen, A., Hokland, M., Hansen, T. F. Quantification of NK cell activity using whole blood: Methodological aspects of a new test. J Immunol Methods. 458, 21-25 (2018).
  23. Meza Guzman, L. G., Nicholson, S. E. Determining activation status of Natural Killer cells following stimulation via cytokines and surface receptors. Methods Mol Biol. 2463, 181-194 (2022).
  24. Elsner, L., Dressel, R. 51Cr-release to monitor NK cell cytotoxicity. Methods Enzymol. 631, 497-512 (2020).
  25. Neri, S., Mariani, E., Meneghetti, A., Cattini, L., Facchini, A. Calcein-acetyoxymethyl cytotoxicity assay: standardization of a method allowing additional analyses on recovered effector cells and supernatants. Clin Diagn Lab Immunol. 8 (6), 1131-1135 (2001).
  26. Zarcone, D., Tilden, A. B., Cloud, G., Friedman, H. M., Landay, A., Grossi, C. E. Flow cytometry evaluation of cell-mediated cytotoxicity. J Immunol Methods. 94 (1-2), 247-255 (1986).
  27. Ogino, T., Wang, X., Ferrone, S. Modified flow cytometry and cell-ELISA methodology to detect HLA class I antigen processing machinery components in cytoplasm and endoplasmic reticulum. J Immunol Methods. 278 (1-2), 33-44 (2003).
  28. Lion, E., Smits, E. L. J. M., Berneman, Z. N., Van Tendeloo, V. F. I. Quantification of IFN-gamma produced by human purified NK cells following tumor cell stimulation: comparison of three IFN-gamma assays. J Immunol Methods. 350 (1-2), 89-96 (2009).
  29. Cox, J. H., Ferrari, G., Janetzki, S. Measurement of cytokine release at the single cell level using the ELISPOT assay. Methods. 38 (4), 274-282 (2006).
  30. Clay, T., Hobeika, A., Mosca, P., Lyerly, H., Morse, M. Assays for monitoring cellular immune responses to active immunotherapy of cancer. Clin Cancer Res. 7 (5), 1127-1135 (2001).
  31. Somanchi, S. S., McCulley, K. J., Somanchi, A., Chan, L. L., Lee, D. A. A novel method for assessment of natural killer cell cytotoxicity using image cytometry. PLOS ONE. 10 (10), e0141074(2015).
  32. Rico, L. G., Ward, M. D., Bradford, J. A., Petriz, J. Flow cytometric quantification of cytotoxic activity in whole blood samples. Curr Protoc. 1 (8), e215(2021).
  33. Kang, H., Choi, A. R., Ryu, J. H., Oh, E. J. Establishing a reference interval for flow cytometry-based NK activity (FC-NKA) assay in healthy Korean population. Lab Med Online. 13 (4), 349-355 (2023).
  34. Baik, M., et al. Label-free CD34+ cell identification using deep learning and lens-free shadow imaging technology. Biosensors. 13 (12), 993(2023).
  35. Cheon, H., et al. Cellytics: A digital inline holography platform for single cell analysis in biomedical and environmental applications. 2024 IEEE SENSORS. 2024, 1-4 (2024).
  36. Roy, M., Jin, G., Seo, D., Nam, M. H., Seo, S. A simple and low-cost device performing blood cell counting based on lens-free shadow imaging technique. Sens Actuators B Chem. 201, 321-328 (2014).
  37. Kim, J., Lee, S. J. Digital in-line holographic microscopy for label-free identification and tracking of biological cells. Mil Med Res. 11 (1), 38(2024).
  38. Wu, Y., Ozcan, A. Lensless digital holographic microscopy and its applications in biomedicine and environmental monitoring. Methods. 136, 4-16 (2018).
  39. Baker, M., Gollier, F., Melzer, J. E., McLeod, E. Lensfree air-quality monitoring of fine and ultrafine particulate matter using vapor-condensed nanolenses. ACS Appl Nano Mater. 6 (13), 11166-11174 (2023).
  40. Palacios, F., Ricardo, J., Palacios, D., Gonçalves, E., Valin, J. L., De Souza, R. 3D image reconstruction of transparent microscopic objects using digital holography. Opt Commun. 248 (1-3), 41-50 (2005).
  41. Xu, W., Jericho, M. H., Meinertzhagen, I. A., Kreuzer, H. J. Digital in-line holography for biological applications. Proc Natl Acad Sci USA. 98 (20), 11301-11305 (2001).
  42. Shin, S., et al. Field-portable seawater toxicity monitoring platform using lens-free shadow imaging technology. Water Res. 230 (119585), 119585(2023).
  43. Su, T. W., Seo, S., Erlinger, A., Ozcan, A. High-throughput lensfree imaging and characterization of a heterogeneous cell solution on a chip. Biotechnol Bioeng. 102 (3), 856-868 (2009).
  44. Mudanyali, O., Erlinger, A., Seo, S., Su, T. W., Tseng, D., Ozcan, A. Lensless on-chip imaging of cells provides a new tool for high-throughput cell-biology and medical diagnostics. J Vis Exp. (34), e1650(2009).
  45. Roy, M., Seo, D., Oh, C. H., Nam, M. H., Kim, Y. J., Seo, S. Low-cost telemedicine device performing cell and particle size measurement based on lens-free shadow imaging technology. Biosens Bioelectron. 67, 715-723 (2015).
  46. Vaghashiya, R., et al. Machine learning based lens-free shadow imaging technique for field-portable cytometry. Biosensors. 12 (3), 144(2022).
  47. Roy, M., Seo, D., Oh, C. H., Nam, M. H., Seo, S. Staining-free cell viability measurement technique using lens-free shadow imaging platform. Sens Actuators B Chem. 224, 577-583 (2016).
  48. Cheon, H., et al. Multichannel Cellytics for rapid and cost-effective monitoring of leukocyte activation. Biosensors. 15 (3), 143(2025).
  49. Lee, A., et al. Quantification of natural killer cell activation using lens-free shadow imaging technology. Proc Conf Lasers Electro-Opt Pac Rim. CMP15A_02. , (2022).
  50. Seo, D., Oh, S., Lee, M., Hwang, Y., Seo, S. A field-portable cell analyzer without a microscope and reagents. Sensors. 18 (1), 85(2017).
  51. Seo, D., et al. Field-portable leukocyte classification device based on lens-free shadow imaging technique. Biosensors. 12 (2), 47(2022).
  52. Baik, M., et al. Machine learning based CD34+ cell detection using lens-free shadow imaging technology. Proc Conf Lasers Electro-Opt Pac. 2022, 1-2 (2022).
  53. Roy, M., Seo, D., Oh, S., Chae, Y., Nam, M. H., Seo, S. Automated micro-object detection for mobile diagnostics using lens-free imaging technology. Diagnostics. 6 (2), 17(2016).
  54. Lee, I., et al. Use of a platform with lens-free shadow imaging technology to monitor natural killer cell activity. Biosens Bioelectron. 261 (116512), 116512(2024).
  55. Jang, H., et al. Investigation of NK cell activity in healthy and immunocompromised individuals using lens-free shadow imaging technology. 2024 IEEE SENSORS. 2024, 1-4 (2024).
  56. Lee, A., Lee, I., Nam, M. H., Jun, H. S., Seo, S. Single cell-based rapid natural killer cell activity measurement by using lens-free shadow imaging technology. Proc SPIE Biophotonics Immune Responses. 123800H, (2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kom rki Natural Killeraktywacja kom rek NKprofilowanie immunologiczneobrazowanie cieniowe shadow imagingindeks odporno ci wrodzonejmorfologia kom rkiseparacja magnetycznaz o ono cytoplazmatyczna

Powiązane artykuły