Artykuł metodologiczny

Konstrukcja profili zgięczy podeszwowych o stałym obciążeniu (izotonicznych) i stałej prędkości (izokinetycznych) in vivo dla zgięczy podeszwowych szczurów

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68858

⸱

3 października 2025

 ,  ,  ,  , 
1Neuromechanical Performance Research Lab, Department of Human Health and Nutritional Sciences, College of Biological Sciences, University of Guelph, 2Aurora Scientific Inc.

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj nowy protokół nieinwazyjnego pomiaru zależności momentu obrotowego-kątowego-moc in vivo u zginaczy podeszwowych szczurów za pomocą stymulacji mięśni przeskórnej. Takie rozwiązanie umożliwia proste testowanie skurczów mięśni izotonicznych na systemie przetwornika siły/regulacji długości, aby lepiej oddać stałe obciążenie codziennych ruchów.

Streszczenie

Zrozumienie związku momentu obrotowego, prędkości i mocy mięśni jest kluczowe dla oceny dynamicznej wydajności mięśni, co ma znaczenie dla zdrowia i chorób. Podczas gdy badania dynamometryczne u ludzi wykorzystują izokinetyczne (stała prędkość) lub izotoniczne (stałe obciążenie) do oceny tej zależności, modele gryzoni niemal wyłącznie opierały się na skurczach izokinetycznych ze względu na złożoność przeprowadzania eksperymentów z izotonicznymi zaciskami obciążeniowymi na komercyjnie dostępnych systemach. Skurcze izotoniczne lepiej odpowiadają warunkom stałego obciążenia ruchów zachodzących poza laboratorium. Przedstawiamy tutaj nowatorski i minimalnie inwazyjny protokół stymulacji elektrycznej przezskórnej oraz krok po kroku workflow do oceny izotonicznej zależności momentu obrotowego, kątowego prędkości i mocy in vivo dla zginaczy podeszwowych szczurów. Krzywe prędkości i mocy izotonicznego i izokinetycznego momentu obrotowego i kątowego prędkości porównano u 10 szczurów Sprague-Dawley. Skurcze izotoniczne dawały wyższą maksymalną prędkość skracającą (Vmax) i maksymalną moc w porównaniu do kurczów izokinetycznych wykorzystujących średni moment obrotowy. Jednak szczytowa moc izokinetyczna lepiej odpowiadała mocy szczytowej izotonicznej przy pomiarze szczytowego momentu obrotowego wynikającego ze skurczów izokinetycznych dzięki zmniejszeniu krzywizny krzywej prędkości momentu obrotowego i kątowego. Ponadto moment obrotowy i prędkość przy mocy szczytowej różniły się w zależności od rodzaju protokołu. Wszystkie zbiory danych mocno pasują do równania Hilla (R2 > 0,98), choć dane izotoniczne miały 'najsłabsze' dopasowania, prawdopodobnie ze względu na bardziej zmienny charakter stałych kurczących się obciążeń. Na podstawie tych wyników zaleca się stosowanie skurczów izotonicznych, gdy to możliwe, zwłaszcza jeśli celem jest ocena Vmax lub szczytowej mocy. Jeśli zamiast tego należy stosować testy izokinetyczne, podano tu cenny przewodnik, aby zrozumieć ograniczenia i zmaksymalizować translatywalność na kontrakcje o stałym obciążeniu.

Wprowadzenie

Podstawowe badania dotyczące zmian wydajności mięśni podczas ćwiczeń, dojrzewania, starzenia się lub choroby często obejmują jedynie oceny siły lub momentu obrotowego podczas skurczów izometrycznych (czyli odpowiednio stałej długości mięśni lub kąta stawu). Jednak od czasów pionierskich prac A.V. Hilla w latach 30. XX wieku, eksperymenty z wydajnością mięśni stopniowo rozszerzyły się na uwzględnianie warunków dynamicznych, oceniających związek między siłą, prędkością a ich produktem, mocą 2,3,4,5,6,7,8. Wraz ze wzrostem szybkości skracania zmniejsza się prawdopodobieństwo powstania mostów poprzecznych wywołujących siłę aktynę-miozynę, tworząc odwrotny kształt hiperboliczny krzywej siła-prędkość 1,2. W ten sposób moc stanowi ogólne odzwierciedlenie dynamicznej wydajności mięśnia, ukazując kompromis między siłą submaksymalną a prędkością submaksymalną w osiągnięciu maksymalnej mocy9. Badania na ludziach szczególnie rozwinęły się do wykorzystania dynamometrii całego ciała (np. HUMAC lub Biodex), pozwalając na ocenę zależności momentu momentu-prędkości-mocy za pomocą izokinetycznego10 (stała prędkość kątowa) lub izotonicznych 11,12,13,14,15,16 (stałe obciążenie) ruchy. Spośród tych dwóch typów ruchów skurcze izotoniczne lepiej odpowiadają warunkom stałego obciążenia ruchów poza laboratorium, co stawia wyzwanie przesunięcia obciążenia na zaangażowanych mięśniach, podczas gdy skurcze izokinetyczne są bardziej nienaturalne, ponieważ ramię dźwigni dynamometru wykonujące siłę może poruszać się tylko z ustaloną prędkością kątową 12,16,17, 18.

Ostatnie dwie dekady przyniosły również znaczący postęp w małych systemach dynamometrów do oceny wydajności mięśni u gryzoni 19,20,21,22,23,24. Modele gryzoni umożliwiają niemal nieograniczone możliwości badań przedklinicznych chorób negatywnie wpływających na mięśnie, w tym cukrzycy typu25, otyłości26, kacheksji nowotworowej27, sarkopenii19,28, spaztycznego porażenia mózgowego29,30, dystrofii mięśniowej Duchenne'a31, desminopatii32, i więcej. Powtarzające, podłużne pomiary wydajności mięśni z użyciem żywych zwierząt stały się możliwe dzięki zastosowaniu stymulacji elektrycznej nerwów obwodowych lub przezskórnych pod znieczuleniem.33,34. Niestety, ponieważ te skurcze muszą być wywołane elektrycznie, bardziej sprzyjają prostemu i kontrolowanemu charakterowi skurczów izokinetycznych niż izotonicznych (wymagających bardziej zniuansowanego podejścia) do konstruowania relacji moment-prędkość-moc. Ponadto wszczepianie mankietów nerwowych obwodowych lub bezpośrednia stymulacja mięśni za pomocą elektrody igły to zabiegi inwazyjne, wymagające operacji lub ostrożnego wkłucia elektrod wewnętrznych przez skórę, dlatego powtarzane stosowanie niesie ryzyko skutków niepożądanych lub niespójności, które mogą zakłócić wyniki podczas powtarzających się testów na tym samym organizmie.

Przedstawiono tutaj nowatorski sposób oceny relacji in vivo momentu obrotowego, prędkości kątowej-mocy u szczurów, wykorzystując konsekwentną i minimalnie inwazyjną procedurę przezskórnej (czyli poza skórą) stymulacji mięśni na systemie przetwornika siły/regulatora długości. Dodatkowo badanie to pozwala porównać krzywe izotoniczne i izokinetyczne krzywe momentu obrotowego-prędkościo-mocy skonstruowane na podstawie tej techniki, z zaleceniami technicznymi i metodologicznymi opartymi na niuansach obu procedur.

Protokół

Wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph (AUP #4905) i były zgodne z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami.

UWAGA: Materiały wymienione w Tabeli Materiałów są wymagane do budowy układu uchwytu elektrody, ustawienia szczura w systemie przetwornika siły/regulatora długości oraz zbierania danych o momencie obrotowym, położeniu i prędkości kątowej.

1. Zwierzęta

  1. Zdobądź 10 samic szczurów Sprague Dawley (wiek: 11 tygodni; masa ciała: 228 ± 21 g).
  2. Trzymaj szczury w temperaturze 23 °C w grupach po dwa lub trzy i zapewniaj improwizowany dostęp do globalnej diety dla gryzoni Teklad Global o 18% białka oraz wody o temperaturze pokojowej.

2. Uchwyt na elektrodę wykonany na zamówienie

  1. Zbuduj na zamówienie uchwyt na elektrodę do stymulacji przezskórnej głównie z dostępnych komercyjnie części budowlanych, których instrukcje budowlane przedstawiono w Pliku Uzupełniającym 1.
  2. Projektuj na zamówienie i drukuj 3D element uchwytu na elektrodę z plikiem STL załączonym w Pliku Uzupełniającym 1.
    UWAGA: Ten element uchwytu elektrody zawiera otwory przymocowane do trzymania stalowych, ocynkowanych, gładkich gwoździ wykończeniowych. Ustawienie gwoździ w tych otworach ma być dostosowane do rozmiaru/położenia konkretnego testowanego szczura. Do tych gwoździ przylutowane są przewody katodowe i anodowe, które łączą się z mocnym, dwufazowym stymulatorem, zapewniającym przezskórną stymulację zginaczy podeszwowych.

3. Początkowe przygotowanie do testów mechanicznych in vivo

  1. Włączenie systemu in vivo
    1. Włącz pompę ciepła i ustaw ją na 37 °C.
    2. Włącz komputer. Otwórz oprogramowanie DMCv5.5.
    3. Na skrzynce stymulacyjnej przełącz duży przełącznik zasilania On i mniejszy przełącznik wyjścia On.
    4. Włącz włącznik zasilania dla systemu dźwigni dwutrybowej.
    5. Kliknij Protokół w oprogramowaniu. Załaduj protokół dostarczający 500 ms skurcz o częstotliwości 100 Hz (szerokość impulsu 0,1 ms) pod kątem kostki 90° (czyli domyślny neutralny kąt dla oprogramowania).
      UWAGA: Kroki dotyczące projektowania protokołu wykraczają poza zakres niniejszego badania i są dostępne w instrukcjach operacyjnych danego systemu.
    6. Ustaw siłę przesunięcia na 350 mN×m (maksymalny moment obrotowy możliwy do zarejestrowania przez ten system; szczur raczej nie przekroczy tej wartości 28,35,36,37,38), następnie załaduj protokół.
    7. Przełącz przełącznik w systemie, żeby uruchomić. Upewnij się, że pedał nożny (oznaczony na Rysunku 1) zablokuje się na miejscu.
  2. Przygotowywanie szczura
    1. Znieczulenie szczura za pomocą izofluranu według standardowych procedur operacyjnych w odpowiedniej instytucji badawczej39 (np. tutaj zastosowano wytyczne z szkolenia Uniwersytetu w Guelph dotyczące znieczulenia gryzoni, z izofluranem ustawionym na 4% i przepływem tlenu na 2,5 L/min przy początkowej indukcji, a izofluran zmniejszony do 1,5-2% i przepływ tlenu do 1,5 L/min dla utrzymania zapłodnienia). Ustaw szczura z pyskiem/nosem w stożku pyskowym na podgrzewanej platformie (Rysunek 1). Monitoruj oddech szczura i tętno przez cały proces, aby zapewnić regularną i bezpieczną głębokość znieczulenia, zgodnie ze standardowymi procedurami operacyjnymi39.
    2. Nałóż 1-2 mm sterylnej maści okulistycznej na każde oko, aby zapobiec wysychaniu. Nie dotykaj czubka rogówki końcówką maści.
    3. Całkowicie ogol lewą nogę z włosów za pomocą maszynki do golenia.
    4. Rozsmaruj dostępny komercyjnie krem do usuwania owłosienia na całą nogę za pomocą patyczka kosmetycznego (np. patyczka higienicznego). Poczekaj 3 minuty, potem zeskrobaj śmietankę tyloma patyczkami do waty, ile trzeba. Staraj się, aby noga była jak najbardziej goła.
      UWAGA: Ten krok jest konieczny, ponieważ włosy zakłócają kontakt między elektrodami, przewodzącym żelem a skórą podczas próby stymulacji elektrycznej.
    5. Dokładnie oczyść nogę, zwilżając waciki wodą destylowaną i przetrzywując nimi nogę.
    6. Osusz nogę ręcznikiem papierowym.
  3. Ustawianie szczura
    1. Owiń taśmę chirurgiczną wokół stopy i pedału, aby utrzymać stopę na miejscu. Musi być jak najciaśniej. Upewnij się szczególnie, że pięta jest zamocowana w szczelinie na dole pedału. Użyj pokrętła regulacyjnego nr 3 (oznaczonego na Rysunku 1), aby przesunąć pedał do przodu lub dalej w razie potrzeby i zapewnić wyprostowanie kolana.
    2. UWAGA: Osiągnięcie pełnego wyprostowania kolana jest tutaj trudne, więc nie martw się, jeśli kolano nie jest w pełni wyprostowane.
    3. Ustaw zacisk, dociskając do środkowej części piszczelowej, aby unieruchomić dolną część nogi (patrz Rysunek 1dla wizualnego przedstawienia). Użyj pokręteł regulacji 1 i 2 (oznaczonych na Rysunku 1), aby ustawić pedał tak, aby był w linii z zaciskiem.
  4. Umieszczenie elektrod
    1. Za pomocą pęsety rozprowadz przewodzący żel na obu elektrodach, a także na tylnej części nogi szczura.
    2. Ustaw elektrody zgodnie ze Rysunkiem 1, zapewniając, że między elektrodami a nogą znajduje się żel. Elektroda dystalna znajduje się tuż dystalnie od mięśnia żołądka, natomiast elektroda bliższa znajduje się na bliższym końcu mięśnia żołądka, gdzie łączy się ze stawem kolanowym. Znajdź te miejsca, badając "wybrzuszenie" mięśni żołądkowych po tylnej stronie dolnej części nogi.
    3. Obróć koło zębate (oznaczone na Rysunku 1), aby podnieść elektrody na miejsce i zapewnić stały kontakt podczas stymulacji. Nie naciskaj go zbyt mocno, bo wywiera niechciany pasywny moment obrotowy na pedał nożny. Oś musi być tylko lekko wygięta (oznaczona na Rysunku 1), która trzyma elektrody, aby upewnić się, że pozostanie na miejscu podczas stymulacji.
  5. Włączanie automatycznego zapisu
    1. Powrót do oprogramowania DMCv5.5. Na górze kliknij Setup, a potem Folder AutoSave.
    2. Przejdź do folderu wybranego do zapisu plików danych, a następnie kliknij Aktualny folder.
    3. Wpisz nazwę bazy (np. kod identyfikacyjny szczura) do pola AutoSave Base , a następnie kliknij Włącz AutoSave. Wszystkie pliki danych będą teraz zapisywane w wybranym folderze z tą bazową nazwą autosave. Nie zapomnij dodać do nazwy bazy w zależności od uruchamianego protokołu (np. "C1Black-70deg" dla skurczu 100 Hz pod kątem kostki 70°; jako nazwa pliku pojawi się jako "C1Black-70deg.ddf" w wybranym folderze AutoSave).

4. Optymalizacja prądu dla stymulacji 100 Hz

  1. Protokół 100 Hz przy 90° jest już załadowany od kroku 3.1.5. Ustaw stymulator na 20 mA. Będzie to bardzo niski poziom stymulacji i pozwoli badaczowi wiedzieć, czy trzeba dostosować ułożenie elektrody/żelu (np. jeśli ślad momentu jest nierówny lub noga wyślizguje się z zacisku) bez wywoływania większego zmęczenia mięśni 28,35,36,37,38.
  2. Kliknij Start test, aby uruchomić protokół. Powinny być widoczne skurcze mięśni. Po uruchomieniu protokołu kliknij Analiza , aby sprawdzić, ile momentu obrotowego zostało wygenerowane, upewniając się, że pole korekcji Bazy zostało zaznaczone.
  3. Po 2 minutach odpoczynku zwiększ do 30 mA i uruchom protokół ponownie. Kliknij Analiza , aby sprawdzić, ile momentu obrotowego zostało wytworzone, upewniając się, że korekcja Baseline jest zakliknięta (to pole zapewnia, że moment pasywny jest odejmowany od całkowitego momentu, aby uzyskać pomiar momentu czynnego).
    UWAGA: Użycie tego narzędzia do korekcji linii bazowej działa tylko na tym ustawieniu przy kostce pod kątem 90°. Pod wszystkimi innymi kątami należy użyć metody opisanej w kroku 5.1 do obliczania momentu czynnego. Chociaż u młodych zdrowych szczurów zaleca się 2 minuty odpoczynku, w modelach starzenia lub choroby może ten czas być dłuższy (np. 3-5 minut).
  4. Powtórz powyższy krok przez 40 mA. Jeśli moment obrotowy spadł w porównaniu do 30 mA, to 30 mA jest optymalnym bodźcem. Jeśli moment obrotowy 40 mA był większy, zwiększ do 50 mA i ponownie stymuluj po 2 minutach odpoczynku. Jeśli moment obrotowy spadł, to 40 mA było optymalnym prądem bodźca.
  5. Powtarzaj ten proces, aż zostanie znaleziony optymalny bodziec (czyli nie będzie już widoczny wzrost produkcji momentu obrotowego po dalszym zwiększaniu prądu stymulacyjnego). Zazwyczaj optymalny prąd bodźca wynosi 40 mA lub 50 mA.

5. Izotoniczne skurcze dla zależności momentu momentu-prędkości-mocy

  1. Stwórz protokół, który wywoła izometryczne skurczenie o częstotliwości 500 ms i częstotliwością 100 Hz pod kątem skoku kostki 70° (czyli najbardziej zgiętym grzbietowym, do jakiego przejdzie ten system dźwigni) (plik protokołu dostępny w Pliku Uzupełniającym 2). Uruchom ten protokół. Zapisz maksymalny czynny moment obrotowy (czyli całkowity moment pomniejszony o bazowy moment pasywny przed stymulacją) wytworzony podczas tego skurczu. Użyj tej wartości, aby określić zaciski obciążeniowe w protokołach izotonicznych.
  2. Na ekranie protokołu stwórz protokół do przesunięcia kostki do pozycji grzbietowej, a następnie stymuluj przez 500 ms, zanim wróci do pozycji neutralnej (Rysunek 2; plik protokołu .dpf udostępniony w Pliku Uzupełniającym 2).
  3. Oblicz obciążenia izotoniczne odpowiadające 10%, 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70% oraz 80% maksymalnego czynnego momentu obrotowego pod kątem 70°, co odnotowano w kroku 5.1. Upewnij się też, że dodasz bazowy pasywny moment obrotowy z powrotem do zacisku obciążenia (patrz przykład na Rysunku 2). Uruchamiaj te zaciski obciążeniowe w losowej kolejności, stosując poniżej opisane kroki.
  4. W oprogramowaniu DMCv5.5, w pudełku siły przesunięcia (obecnie ustawionym na 350 od kroku 3.1.6), wpisz obliczoną wartość momentu obrotowego (czyli wartości obliczone w kroku 5.3 powyżej) odpowiadającą pierwszemu zaciskowi obciążeniowemu do uruchomienia. Teraz załaduj protokół izotoniczny utworzony w kroku 5.2 i zostanie zastosowana nowa Siła Przesunięcia. Ustawiając tę submaksalną siłę przesunięcia, skrócenie nastąpi, gdy moment wywołany przez zgięacze podeszwowe osiągnie tę wartość i pozostanie stały na tej wartości (Rysunek 2).
  5. Kliknij Start Test, aby uruchomić protokół. Nastąpi skurcz izotoniczny.
  6. Powtórz powyższe dwa kroki z 2 minutami przerwy między każdym zaciskiem obciążenia izotonicznego, aż wszystkie osiem skurczów izotonicznych (10–80%) zostanie wykonanych.

6. Izokinetyczne skurcze dla zależności momentu obrotowego, prędkości-mocy

  1. Ustaw siłę przesunięcia na 350 m×m, jeśli nie jest już obecna.
  2. Stwórz osiem protokołów skracania izokinetycznych odpowiadających prędkościom skracania 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 i 1000°/s (pliki protokołów dostępne w Pliku Uzupełniającym 2). W tych protokołach najpierw pasywnie przesuwa kostkę o 70° (czyli najbardziej zgięty grzbiet, dostępny w tym układzie), następnie ustawia stymulację o częstotliwości 100 Hz na początku skrócenia i kontynuuje się, gdy kostka przesuwa się do 120° (czyli najbardziej zgiętego podeszwowego kąta dostępnego w tym systemie) (Rysunek 3). Po zakończeniu stymulacji ustaw kostkę tak, aby wróciła do domyślnego neutralnego kąta systemu 90°.
  3. Wykonuj każdy z tych testów izokinetycznych w losowej kolejności, z 2 minutami przerwy między testami.

7. Analiza plików testowych izotonicznych i izokinetycznych

  1. Analiza testów izotonicznych
    1. Ponieważ testy izotoniczne stosują stałe obciążenie, należy zapisywać prędkość kątową podczas skracania. Aby przeanalizować prędkość kątową z tych testów, otwórz plik danych. Przybliż część śladu pozycji, która reprezentuje moment wystąpienia skrócenia izotonicznego. Kliknij Analiza mięśni.
    2. Aby obliczyć średnie nachylenie podczas skracania, spójrz na kolumnę Pozycja i wykonaj obliczenie: Średnia prędkość kątowa = (Minimalna pozycja - maksymalna pozycja)/Czas całkowity. Należy zauważyć, że "Pozycja minimalna" oznacza najbardziej zgięty kąt grzbietowy, czyli pozycję początkową stawu.
  2. Analiza testów izokinetycznych
    1. Ponieważ testy izokinetyczne wykorzystują stałą prędkość, należy rejestrować moment obrotowy powstały podczas skracania.
      UWAGA: Niniejsze badanie pokazuje dwie różne metody rejestrowania momentu obrotowego z tych protokołów: średni moment podczas skracania oraz maksymalny moment podczas skracania. Zalety i wady każdego z nich przedstawiono w Reprezentatywnych Wynikach.
    2. Otwórz plik danych. Aby zarejestrować średni moment obrotowy, przybliż ścieżkę momentu obrotowego podczas fazy skracania. Kliknij, aby otworzyć okno Analiza mięśni . Z wartości podanych w kolumnie momentu momentu należy zapisać średni moment jako: Średni moment = Integracja/Czas całkowity.
    3. Z tego samego okna analizy mięśni zapisz maksymalny moment obrotowy według wartości wskazanej w skrzynce maksymalnego momentu .

8. Dopasowywanie krzywej danych o momencie obrotowym i prędkości kątowej

  1. W arkuszu kalkulacyjnym stwórz osobny arkusz dla danych izotonicznych i danych izokinetycznych dla każdego szczura. W każdym arkuszu zorganizuj dane w dwie kolumny: siłę i prędkość.W tych danych uwzględnij maksymalny moment obrotowy w wysokości 70°, odpowiadający prędkości 0°/s. Oznacz każdy arkusz jako [Imię szczura], a następnie [ISOT] lub [ISOK], odpowiadające odpowiednio danym izotonicznym lub izokinetycznym (np. "C1BLACK ISOT" lub "C1BLACK AVG ISOK", gdzie C1BLACK to nazwa szczura; patrz Rysunek 4 dla dalszych przykładów).
    UWAGA: Te konwencje nazewnictwa są niezbędne dla kodu Pythona używanego w kolejnym kroku. Te konkretne konwencje nazewnictwa są wymagane tylko w tym pliku kalkulacyjnym.
  2. Kliknij link w Pliku Uzupełniającym 3, aby uruchomić własny kod Pythona, korzystając z dodatkowych instrukcji związanych z kodem zawartych w Pliku Uzupełniającym 3. Po uruchomieniu kodu pojawi się okno z prośbą badacza o wybranie arkusza kalkulacyjnego zawierającego indywidualne arkusze dla izotonicznych i izokinetycznych danych każdego szczura, które zostały utworzone w kroku 8.1. Jeśli zostanie poprawnie zorganizowany na podstawie opisu w kroku 8.1 i na rysunku 4, kod ten wyświetli okno z dopasowaną krzywą momentu obrotowego-prędkości-mocy dla każdego zestawu danych (przykłady na rysunku 4). W tym kodzie wszystkie dane są dopasowywane do następującego równania1:
    figure-protocol-1
    Fmax to maksymalny moment izometryczny 100 Hz przy 70°, F i V odpowiednio moment i prędkość kątową zacisku izotonicznego, a a a b to stałe termodynamiczne Hilla z jednostkami momentu obrotowego (N•m) i prędkości (°/s).
    UWAGA: Po przejrzeniu każdego zestawu danych o sile i prędkości kod wygeneruje nowy plik Excel zawierający dla każdej dopasowanej krzywej następujące dane: maksymalną prędkość skracającą (V max),F max, współczynniki a i b, krzywiznę krzywej momentu obrotowego (a /F max), moc szczytową, wartość momentu obrotowego odpowiadająca mocy szczytowej, wartość prędkości kątowej odpowiadająca mocy szczytowej oraz wartość R2 reprezentującą, jak dobrze zebrane dane pasują do równania (Rysunek 4).

9. Porównanie profili izotonicznych i izokinetycznych momentu obrotowego, prędkości i mocy

  1. Aby wyeliminować ryzyko błędów związanych z kolejnością testowania, 1) naprzemiennie przeprowadzać najpierw testy izotoniczne i testy izokinetyczne; oraz 2) losowanie kolejności skurczu w każdym zestawie izotonicznych (zaciski obciążeniowe 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70 i 80% maksymalnego momentu obrotowego) oraz izokinetycznych (prędkości kątowe 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 i 1000°/s). Wybierz zakres izokinetycznych prędkości kątowych zgodnie z wcześniejszymi badaniami na zginaczach, które są in vivo u szczurów zginacza podeszwowego23.
  2. Użyj dwukierunkowego powtarzanego pomiaru ANOVA, aby ocenić podobieństwa i różnice między krzywymi momentu obrotowego-prędkość-moc uzyskanymi w trzech metodach stosowanych tutaj (izotoniczną, izokinetyczną ze średnim momentem obrotowym podczas skracania oraz izokinetyczną z maksymalnym momentem podczas skracania) dla następujących zmiennych:V max, współczynniki a i b , krzywizna, szczytowa moc, moment obrotowy przy mocy szczytowej, prędkość kątowa przy mocy szczytowej, oraz R2. Zastosuj korektę Bonferroniego do wszystkich porównań parowych. Ustaw poziom alfa na α = 0,05.

Wyniki

Rysunek 5A pokazuje relacje momentu obrotowego do prędkości wygenerowane z surowych punktów danych, a Rysunek 5B wykorzystujeśrednie F max oraz współczynniki a i b do wykreślenia tych danych dopasowanych do równaniaHilla 1 wraz z krzywymi momentu obrotowego i mocy, w których moment obrotowy i prędkość zostały pomnożone razem, aby obliczyć moc. Wszystkie metody (izotoniczna, izokinetyczna przy użyciu średniego momentu obrotowego, izokinetyczna z maksymalnym momentem) wykazują oczekiwany kształt zależności momentu do prędkości, przy czym prędkość kątowa skraca się hiperbolicznie wraz ze wzrostem momentu i odwrotnie, a szczytowa moc jest wytwarzana na submaksymalnych poziomach zarówno momentu obrotowego, jak i prędkości.

Rysunek 6 pokazuje dane uzyskane z dopasowania krzywej, momentu obrotowego i prędkości kątowej. Krzywa uzyskana w testach izotonicznych przewiduje większeV max niż obie krzywe izokinetyczne (P = 0,002 w porównaniu z obiema; Rysunek 6A). Krzywa izotoniczna dawała również większą moc szczytową niż krzywa izokinetyczna przy użyciu średniego momentu obrotowego (P = 0,006), ale tę rozbieżność została zniwelowana przez zastosowanie maksymalnego momentu obrotowego z testów izokinetycznych, co dało moc szczytową nieróżniącą się od krzywej izotonicznej (P = 1,00) (Rysunek 6B). Ten wzrost mocy szczytowej przy użyciu maksymalnego momentu obrotowego na krzywej izokinetycznej został osiągnięty matematycznie poprzez zmniejszenie krzywizny krzywej momentu obrotowego względem średniego momentu obrotowego (P < 0,001) (Rysunek 6G), mimo zachowaniatego samego maksimum V (P = 1,00) (Rysunek 6A). To zmniejszenie krzywizny wynikające z wykorzystania maksymalnego momentu obrotowego z testów izokinetycznych spowodowało również zawyżanie momentu obrotowego przy mocy szczytowej w porównaniu do krzywej izotonicznej (P < 0,001), podczas gdy krzywa izokinetyczna wykorzystująca średni moment lepiej odpowiadała momentowi obrotowemu przy mocy szczytowej krzywej izotonicznej (P = 1,00) (Rysunek 6C). Mimo to krzywa izokinetyczna wykorzystująca średni moment obrotowy zaniżała prędkość przy mocy szczytowej w porównaniu do krzywej izotonicznej (P < 0,001) (Rysunek 6D). Zastosowanie maksymalnego momentu obrotowego dla krzywej izokinetycznej przybliżyło prędkość przy mocy szczytowej do krzywej izotonicznej, ale nadal z lekkim niedoszacowaniem (P = 0,043) (Rysunek 6D). Na koniec, choć wszystkie zbiory danych mocno pasowały do równania Hilla (wszystkie R2 > 0,98), krzywa izotoniczna była nieco słabsza niż pozostałe dwie (P = 0,015-0,029). Łącznie te wyniki pokazują, jak dynamiczne skurcze o stałym obciążeniu, które bardziej przypominają rzeczywiste ruchy, dają inne wyniki w porównaniu do częściej stosowanych dynamicznych skurczeń o stałej prędkości przy ocenie zależności momentu obrotowego, prędkości i mocy.

Wszystkie indywidualne dane są publicznie dostępne pod adresem: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.29099018.v2

figure-results-1
Rysunek 1: Przedstawienie, jak szczur jest przygotowany do badań in vivo funkcji mechanicznej zginacza podeszwowego. Szczur jest umieszczony na podgrzewanej platformie pod znieczuleniem izofluranowym. Stopa jest mocno przyklejona taśmą do pedału z piętą zabezpieczoną, a w kości piszczelowej wsuwa się zacisk, aby umocnić dolną część nogi. Pokrętła regulacji 1, 2 i 3 pomagają w optymalnym ustawieniu nogi w pozycji wyprostowanej kolanem oraz anatomicznym wyrównaniu z osią pedału. Żel przewodzący rozprowadzany jest na bliższych i dalszych miejscach grupy zginacza podeszwowego. Uchwyt elektrody zabezpiecza elektrody na miejscu do stymulacji przezskórnej. Mechanizm na niestandardowym urządzeniu do trzymania elektrod dociskał elektrody do skóry pokrywającej mięśnie zginacze podeszwowe. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-2
Rysunek 2: Przykładowe ślady surowego momentu obrotowego, pozycji i stymulacji dla izometrycznej stymulacji 100 Hz pod kątem kostki 70°, które następnie zostały użyte do określenia maksymalnego momentu obrotowego w skurczach izotonicznych przy obciążeniach ustawionych na 10% do 80% maksymalnego momentu obrotowego. Zawiera przykład obliczania i ustawiania obciążenia izotonicznego dla 30% skurczu izotonicznego. Należy zauważyć, że przy ustawianiu zacisku obciążenia ("Offset Force") obliczone obciążenie stanowi procent maksymalnego czynnego momentu obrotowego 100 Hz (czyli całkowity moment pomniejszony o bazowy moment pasywny), ale bazowy moment pasywny jest dodawany, ponieważ system nie potrafi odróżnić całkowitego momentu od momentu czynnego. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-3
Rysunek 3: Przykład śladów surowego momentu obrotowego i pozycji skurczów izokinetycznych, z których mierzono szczytowy i średni moment podczas skracania. Testy prezentowane są z prędkościami 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 i 1000°/s (wskazane na panelach śledzenia pozycji). Przerywane pionowe linie w odczytie "Stymulacja" wskazują początek i koniec stymulacji elektrycznej (rzeczywista stymulacja nie jest widoczna na tych zdjęciach odczytów danych). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-4
Rysunek 4: Przedstawienie kroków wymaganych do dopasowania krzywej do momentu obrotowego (tutaj oznaczonego jako "siła") i danych o prędkości. Po uporządkowaniu każdego zestawu danych momentu obrotowego i prędkości w osobnej kartce oznaczonej jako [Nazwa szczura] [ISOK lub ISOT] (ISOT = izotoniczny, ISOK = izokinetyk), kod jest uruchamiany. Pojawi się okno z prośbą o wybranie pliku Excel. Po wybraniu pliku zawierającego wszystkie oznaczone arkusze, każda krzywa pojawia się pojedynczo, co pozwala na ich wizualną analizę, aby upewnić się, że nie ma błędów w danych wprowadzanych. Każda krzywa pokazuje maksymalną prędkość skracającą (Vmax), maksymalną wartość momentu obrotowego (Fmax), która byłaby wprowadzona z danych pomiarowych, współczynniki krzywej a i b , krzywą momentu obrotowego (a / F max), moc szczytową, wartość momentu odpowiadającą mocy szczytowej ("Opt Force"), wartość prędkości kątowej odpowiadającą mocy szczytowej ("Opt Vel"), oraz wartośćR2 reprezentującą, jak dobrze zebrane dane pasują do równania. Po kliknięciu przez każdą krzywą automatycznie zostanie wygenerowany plik Excel zawierający wszystkie dane uzyskane podczas dopasowania krzywej dla każdej właśnie klikniętej krzywej. Pamiętaj, aby zapisać ten plik przed zamknięciem. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-5
Rysunek 5: Krzywe momentu-kąta-prędkości i mocy. (A) Krzywe prędkości momentu obrotowego i kątowego skonstruowane na podstawie surowych danych dla testów izotonicznych (zielony), testy izokinetyczne wykorzystujące średni moment obrotowy podczas skracania (niebieski) oraz testy izokinetyczne z maksymalnym momentem obrotowym podczas skracania (pomarańczowy). (B) Średnie krzywe uzyskane przez dopasowanie tych danych do równania Hilla1 wraz z krzywymi momentu obrotowego i mocy powstałymi przez mnożenie momentu obrotowego i prędkości kątowej. Dane w panelu A przedstawiane są jako średnia ± odchylenie standardowe. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-6
Rysunek 6: Dane uzyskane z dopasowania krzywej do momentu obrotowego i prędkości kątowej. Porównanie (A)V max, (B) mocy szczytowej, (C) momentu obrotowego na mocy szczytowej, (D) prędkości na mocy szczytowej, (E) współczynnika a, (F) współczynnika b, (G) krzywizny oraz (H) R2 pomiędzy krzywymi wygenerowanymi w testach izotonicznych (ISOT), testach izokinetycznych z użyciem średniego momentu obrotowego (ISOK AVG) oraz testach izokinetycznych z maksymalnym momentem obrotowym (ISOK PEAK). *Istotna różnica (P < 0,05). Dane przedstawiane są jako średnia ± odchylenia standardowego. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Plik uzupełniający 1: Instrukcje budowy uchwytu na elektrody i pliki do druku 3D (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.28574951.v1)

Plik uzupełniający 2: pliki protokołu .dpf dla systemu 3-w-1 Aurora Scientific (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.29099018.v2)

Plik uzupełniający 3: Kod Pythona do dopasowywania wykresów momentu obrotowego i prędkości kątowej (https://github.com/ahinks192/Torque-Velocity-Curve)

Dyskusja

Niniejsze badanie prezentuje nowatorskie rozwiązanie do badania in vivo funkcji mechanicznej zginacza podeszwowego szczurów za pomocą przezskórnej stymulacji elektrycznej. Konkretnie, niniejsze badanie pokazuje, jak ocenić zależność momentu obrotowego i prędkości kątowej, wykorzystując skurcze izotoniczne, które lepiej odpowiadają warunkom ruchu zależnym od stałego obciążenia i prędkości zachodzącym poza laboratorium niż skurcze izokinetyczne. Niemniej jednak przedstawiono również, jak pomiary z relacji momentu obrotowego-kątowego momentu izokinetycznego, prędkość-moc, można zoptymalizować do naśladowania wyników skurczów izotonicznych. Ze względu na powtarzalny charakter tego eksperymentalnego układu, oceny dynamicznej wydajności na poziomie stawów mają potencjał znacznie poprawić zrozumienie, jak wiek, choroby, unieruchomienie oraz różne interwencje ćwiczeniowe wpływają na funkcję kurczliwą mięśni w modelach gryzoni. Rzeczywiście, ten układ był wcześniej używany do porównywania funkcji mechanicznej zginacza podeszwowego między młodymi a starszymi szczurami oraz przed i po interwencjach odlewu i treningu35, 36, 37, 38, 28.

Ważną zaletą stosowania protokołów izotonicznych w porównaniu do protokołów izokinetycznych jest to, że protokoły izotoniczne mogą być bardziej indywidualne dla danego szczura. Protokoły izotoniczne rozpoczynają się od określenia maksymalnej zdolności momentu obrotowego, następnie zaciski obciążeniowe są normalizowane do tej konkretnej wartości (tzn. krzywa izotoniczna ma zmienność zarówno osi momentu, jak i prędkości na rysunku 5A). W protokołach izokinetycznych Vmax nie można określić z góry, dlatego nie da się normalizować zakresu submaksymalnych prędkości kątowych do wartości maksymalnej prędkości i zamiast tego użyć ustandaryzowanego zakresu prędkości kątowych (tzn. krzywa izokinetyczna ma zmienność tylko osi momentu obrotowego). Ten standaryzowany zakres może stanowić problem dla szczurów, które z natury mają wolniejszą zdolność produkcji prędkości (np. z wiekiem16,40), ponieważ testy obejmowałyby tylko mniejszy zakres ich krzywej prędkości kątowej momentu obrotowego, a niektóre z tych prędkości mogą spadać blisko lub przekraczaćmaksimum V. Skurcze izotoniczne pozwalają więc na większą pewność w uchwyceniu pełnej reprezentacji krzywej prędkości momentu obrotowego i kątowej prędkości, a tym samym produkcji energii, w dowolnym momencie dla dowolnego stanu zdrowia. Innymi słowy, jak niedawno zauważył Thompson18, testy izokinetyczne nie rozróżniają maksymalnego momentu obrotowego od pomiarów mocy, ponieważ prędkości są ograniczone dla wszystkich uczestników, podczas gdy testy izotoniczne rozdzielają pomiary momentu obrotowego i mocy, indywidualizując obciążenia do maksymalnej zdolności momentu i lepiej rejestrując kompromis między momentem a prędkością.

Możliwość lepszej indywidualizacji skurczów izotonicznych może wyjaśniać, dlaczego zależność momentu obrotowego, prędkości i mocy skonstruowana na podstawie skurczów izotonicznych dawaławyższy maksymalny V niż którakolwiek z metod izokinetycznych (rysunek 6A). Dlatego jeśli głównym celem badania jest ocena zmian Vmax (np. przed i po interwencji treningowej), należy stosować skurcze izotoniczne (izotonistyczne), ponieważ skurcze izokinetyczne mogą zaniżać tę wartość. Jednak jeśli badanie interesuje się wyjaśnieniem zmian mocy szczytowej, wartości mocy uzyskane w wyniku skurczów izokinetycznych mogą być podobne do skurczów izotonicznych poprzez rejestrowanie maksymalnego momentu obrotowego (w przeciwieństwie do średniego momentu obrotowego) podczas skracania izokinetycznego (Rysunek 6B).

Pomiar momentu obrotowego przy mocy szczytowej i prędkości w mocy maksymalnej może być również cenny przy ocenie, czy produkcja momentu obrotowego czy prędkości jest bardziej potrzebna dla wydajności dynamicznej. Na przykład, jeśli choroba nie wykazuje zmiany mocy szczytowej, lecz wzrost momentu obrotowego na mocy szczytowej i spadek prędkości na mocy szczytowej, choroba ta nieproporcjonalnie wpływa na prędkość, a produkcja momentu obrotowego kompensuje to, aby zachować moc wyjściową. Jeśli próbujemy uzyskać wartości momentu obrotowego na mocy szczytowej i prędkości na mocy szczytowej z kurczów izokinetycznych podobne do tych uzyskanych przez skurcze izotoniczne należy zastosować obie metody izokinetyczne przedstawione w niniejszym badaniu. Dla momentu obrotowego przy mocy szczytowej, zapisywanie średniego momentu obrotowego z kurczów izokinetycznych jest bardzo podobne do tego, co uzyskano z izotonicznej zależności momentu i prędkości (rysunek 6C). Natomiast dla prędkości szczytowej mocy, zapisywanie maksymalnego momentu obrotowego z kurczów izokinetycznych bardziej odpowiada temu, co uzyskano z izotonicznej zależności momentu i prędkości, jednak nadal z 15% niedoszacowaniem (rysunek 6D). Niedawny komentarz18 zauważył, że jeśli celem jest kompleksowe opisanie funkcjonalności mięśnia, może być pożądane rejestrowanie zarówno testów izotonicznych, jak i izokinetycznych, przy czym zalecane są testy izotoniczne do oceny szczytowej mocy oraz testy izokinetyczne niezbędne do oceny maksymalnej produkcji momentu obrotowego podczas skracania mięśni.

Eksperymentalny układ przedstawiony w niniejszym badaniu ma również zalety w postaci poprawy pracy w laboratorium w porównaniu z tradycyjnymi metodami (np. elektrody stacjonarne, mankiety nerwów obwodowych) oceny mechanicznej wydajności in vivo u gryzoni. Niestandardowy uchwyt na elektrodę umożliwia szybkie ustawienie wysokości elektrod oraz regulację odległości między nimi (przez otwory w czerwonym uchwycie elektrody; Rysunek 1) aby dopasować się do długości nóg każdego szczura. Te cechy ułatwiają również dopasowanie rozmieszczenia i lokalizacji elektrod na tym samym szczurze pomiędzy oddzielnymi sesjami testowymi, co jest szczególnie przydatne w badaniach treningowych podłużnych. Rzeczywiście, typowa sesja treningu oporowego (4 serie po 8-10 powtórzeń) na tym ustawieniu została ukończona w tempie ~15 minut na szczura, czyli 10 szczurów w ~2,5 godziny przy ciągłym testowaniu35, 36, 37. Dodatkowo, choć nie jest to tutaj głównym tematem, obecna grupa badawcza opracowała mniejszy element uchwytu na elektrodę do testowania mechanicznej funkcji zginacza podeszwowego myszy in vivo oraz41.

Pomimo zalet metodologicznych tego rozwiązania, warto zauważyć pewne ograniczenia. Tutaj zastosowaliśmy zakres ruchu kostki od 70° do 110°, ponieważ jest to limit systemu przetwornika siły, którego używaliśmy, oraz bardziej wydłużonej pozycji nóg do optymalizacji momentu obrotowego, zgodnie z naszymi wcześniejszymi eksperymentami 35,36,37,38,28 – jednak ten układ pozwala na modyfikację tych pozycji (np. zgięta pozycja kolana, inny zakres ruchu kostki, różne ustawienia aktywacji) dostosowane do potrzeb eksperymentalnych danego badacza. Należy również zauważyć, że takie rozwiązanie nie oddaje w pełni dynamicznego, zmiennego zachowania charakterystycznego dla funkcji mięśni in vivo podczas lokomocji, ponieważ zmiany obciążenia mogą zachodzić podczas przejścia między kątami stawów, których niestety nie można wdrożyć w tych kontrolowanych eksperymentach z pojedynczym stawem. Na koniec, obecny protokół wykorzystał równanie Hilla do dopasowania danych o momencie obrotowym i prędkości kątowej, zakładając krzywą w kształcie hiperbolicznym. Chociaż ten kształt krzywej jest wiarygodny do określania mocy szczytowej (która występuje przy submaksymalnych poziomach siły i prędkości), może przeszacować Vmax ze względu na często obserwowany podwójny hiperboliczny kształt zależności siła-prędkość 2,42. Dlatego jeśli celem badacza jest przede wszystkim ocena Vmax przy użyciu przedstawionego tu eksperymentalnego układu, można zalecić dopasowanie tych danych do bardziej złożonej krzywej podwójnej hiperbolicznej oraz 2,42.

Relacje izotoniczne i izokinetyczne momentu obrotowego-kątowo-mocowe, przedstawione tutaj, miały silne dopasowania (R2 > 0,98) do równania Hilla (Rysunek 6H). Jednak ze względu na wyżej wymienione ograniczenia dotyczące relacji momentu obrotowego, kąta prędkości i mocy izokinetycznej, zaleca się stosowanie testów izotonicznych, zwłaszcza jeśli celem jest ocena mocy szczytowej. Jeśli zamiast tego należy stosować testy izokinetyczne, wyniki tego artykułu mogą posłużyć jako wskazówka do zrozumienia ograniczeń i maksymalizacji translowalności na kontrakcje o stałym obciążeniu.

Oświadczenia

Christopher Rand i Matthew Borkowski są zatrudnieni w Aurora Scientific, Inc.

Podziękowania

Dziękujemy Personelowi Opieki nad Zwierzętami Zdrowia Człowieka i nauk o żywieniu za pomoc w opiece nad naszymi szczurami. Projekt ten został wsparty przez Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC), numer grantu RGPIN-2024-03782, oraz grant NSERC Alliance (ALLRP 603969-25) z Aurora Scientific inc.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-1/2" stalowe, ocynkowane gwoździe wykończeniowe The Hillman Group Canada ULC, Pickering, Ontario, Canadahttps://shop.hillmangroup.ca/ccrz__ProductDetails?sku=461146&cclcl=en_USDla specjalnie wykonanego uchwytu na elektrodę (instrukcje budowy podane w Rysunku Uzupełniającym 1)
Aparat dla szczurówAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Kanada)806D 
Niestandardowy przystawk do trzymania elektrody, zaprojektowany w Tinkercad (oprogramowanie open source) i drukowany w 3DAutodesk Tinkercad www.tinkercad.comDla specjalnie wykonanego uchwytu na elektrodę (instrukcje budowy podane w Rysunku Uzupełniającym 1)
Wysokowydajny, dwufazowy stymulatorAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Kanada)701C
Części LEGOBrickLink.comZobacz Ilustrację Dodatkową S1, aby poznać kody BrickLink.com dla wszystkich LEGO® CzęściDla specjalnie wykonanego uchwytu na elektrodę (instrukcje budowy podane w Rysunku Uzupełniającym 1)
Żel elektrody Spectra 360Spektrahttps://www.orthocanada.com/en/spectra-electrode-gel?utm_term=&utm_campaign=Canada+EN+-+Search+-+OrthoCanada&utm_source=adwords&utm_medium=ppc&hsa_acc=1971735470&hsa_cam=136169080&hsa_grp=139530010212&hsa_ad=586754644289&hsa_src=g&hsa_tgt=dsa-19959388920&hsa_kw=&hsa_mt=&hsa_net=adwords&hsa_ver=3&gad_source=1&gad_campaignid=136169080&gbraid=0AAAAAD1V26BmzV4eR9tkH_8Truu4W7uu6&gclid=Cj0KCQjwnJfEBhCzARIsAIMtfKLpFSpoPZdXDBtyR8sRgHYCfYuELZFPs4g8U6r8t4_chBuz5KF0pBIaAoQ3EALw_wcB
Maść do oczu Systane Nighttime LubantSystanehttps://www.amazon.ca/dp/B004RSQGWC?ref=nb_sb_ss_w_as-reorder_k0_1_12&=&crid=38CVEZ82H7F4&=&sprefix=eye+ointment
Dziesięć samic szczurów Sprague-DawleyCharles River Laboratories (Senneville, QC, Kanada)Kod odkształcenia: 001
Taśma chirurgiczna transporowa3M (Milton, Ontario, Kanada)1527
Krem do usuwania owłosienia Veet PureVeethttps://www.walmart.ca/en/ip/Veet-Pure-Hair-Removal-Cream-Legs-Body-Sensitive-Skin-400-mL/10032637
Podgrzewacz/cyrkulator wodyAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Kanada)827A 

Bibliografia

  1. Hill, A. V., Sec, R. S. The heat of shortening and the dynamic constants of muscle. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 126 (843), 136-195 (1938).
  2. Alcazar, J., Csapo, R., Ara, I., Alegre, L. M. On the shape of the force-velocity relationship in skeletal muscles: the linear, the hyperbolic, and the double-hyperbolic. Front Physiol. 10, 769(2019).
  3. Araújo, C. G. S., et al. Muscle power versus strength as a predictor of mortality in middle-aged and older men and women. Mayo Clin Proc. 100 (8), 1319-1331 (2025).
  4. Farris, D. J., Sawicki, G. S. Human medial gastrocnemius force-velocity behavior shifts with locomotion speed and gait. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (3), 977-982 (2012).
  5. Clemente, C. J., Richards, C. Muscle function and hydrodynamics limit power and speed in swimming frogs. Nat Commun. 4, 2737(2013).
  6. Yeo, S. H., Monroy, J. A., Lappin, A. K., Nishikawa, K. C., Pai, D. K. Phenomenological models of the dynamics of muscle during isotonic shortening. J Biomech. 46 (14), 2419-2425 (2013).
  7. Lappin, A. K., Monroy, J. A., Pilarski, J. Q., Zepnewski, E. D., Pierotti, D. J., Nishikawa, K. C. Storage and recovery of elastic potential energy powers ballistic prey capture in toads. J Exp Biol. 209 (13), 2535-2553 (2006).
  8. Charles, J. P., Kissane, R. W. P., Askew, G. N. The impacts of muscle-specific force-velocity properties on predictions of mouse muscle function during locomotion. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1436004(2024).
  9. Jinha, A., Herzog, W. Muscle power: a simple concept causing much confusion. J Sport Health Sci. 14, 101005(2025).
  10. Andersen, L. L., et al. Changes in the human muscle force-velocity relationship in response to resistance training and subsequent detraining. J Appl Physiol. 99 (1), 87-94 (2005).
  11. Hinks, A., et al. Power loss is attenuated following a second bout of high intensity eccentric contractions due to the repeated bout effect’s protection of rate of torque and velocity development. Appl Physiol Nutr Metab. 46 (5), 461-472 (2020).
  12. Dalton, B. H., Power, G. A., Paturel, J. R., Rice, C. L. Older men are more fatigable than young when matched for maximal power and knee extension angular velocity is unconstrained. Age. 37 (3), 49(2015).
  13. Power, G. A., Dalton, B. H., Rice, C. L., Vandervoort, A. A. Delayed recovery of velocity-dependent power loss following eccentric actions of the ankle dorsiflexors. J Appl Physiol. 109 (3), 669-676 (2010).
  14. Dalton, B. H., Allen, M. D., Power, G. A., Vandervoort, A. A., Rice, C. L. The effect of knee joint angle on plantar flexor power in young and old men. Exp Gerontol. 52, 70-76 (2014).
  15. Power, G. A., Dalton, B. H., Rice, C. L., Vandervoort, A. A. Peak power is reduced following lengthening contractions despite a maintenance of shortening velocity. Appl Physiol Nutr Metab. 38 (12), 1196-1205 (2013).
  16. McNeil, C. J., Rice, C. L. Fatigability is increased with age during velocity-dependent contractions of the dorsiflexors. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 62 (6), 624-629 (2007).
  17. Knight, K. L., Ingersoll, C. D., Bartholomew, J. Isotonic contractions might be more effective than isokinetic contractions in developing muscle strength. J Sport Rehabil. 10 (2), 124-131 (2001).
  18. Thompson, B. J. It’s time to re-evaluate the reporting of common measures from isokinetic dynamometers: isokinetic for torque, isotonic for power. Front Sports Act Living. 7, 1472712(2025).
  19. Leeuwenburgh, C., Gurley, C. M., Strotman, B. A., Dupont-Versteegden, E. E. Age-related differences in apoptosis with disuse atrophy in soleus muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 288 (5), R1288-R1296 (2005).
  20. Padilla, C. J., et al. Profiling age-related muscle weakness and wasting: neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline. Geroscience. 43 (3), 1265-1281 (2021).
  21. Fuqua, J. D., et al. Impaired proteostatic mechanisms other than decreased protein synthesis limit old skeletal muscle recovery after disuse atrophy. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 14 (5), 2076-2089 (2023).
  22. Ochi, E., Nakazato, K., Ishii, N. Effects of eccentric exercise on joint stiffness and muscle connectin (titin) isoform in the rat hindlimb. J Physiol Sci. 57 (1), 1-6 (2007).
  23. Warren, G. L., Stallone, J. L., Allen, M. R., Bloomfield, S. A. Functional recovery of the plantarflexor muscle group after hindlimb unloading in the rat. Eur J Appl Physiol. 93 (1-2), 130-138 (2004).
  24. Herzog, W., Leonard, T. R. Force enhancement following stretching of skeletal muscle: a new mechanism. J Exp Biol. 205 (Pt 9), 1275-1283 (2002).
  25. Lewis, M. T., Kasper, J. D., Bazil, J. N., Frisbee, J. C., Wiseman, R. W. Skeletal muscle energetics are compromised only during high-intensity contractions in the Goto-Kakizaki rat model of type 2 diabetes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 317 (2), R356-R368 (2019).
  26. Hill, C., James, R., Cox, V., Tallis, J. Does dietary-induced obesity in old age impair the contractile performance of isolated mouse soleus, extensor digitorum longus and diaphragm skeletal muscles. Nutrients. 11 (3), 505(2019).
  27. Yuan, L., et al. The atypical β-blocker S-oxprenolol reduces cachexia and improves survival in a rat cancer cachexia model. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 14 (1), 653-660 (2023).
  28. Hinks, A., Power, G. A. Age-related differences in the loss and recovery of serial sarcomere number following disuse atrophy in rats. Skeletal Muscle. 14 (1), 18(2024).
  29. Hulst, J. B., Minamoto, V. B., Lim, M. B., Bremner, S. N., Ward, S. R., Lieber, R. L. Systematic test of neurotoxin dose and volume on muscle function in a rat model. Muscle Nerve. 49 (5), 709-715 (2014).
  30. Wang, X., et al. Human neural stem cells transplanted during the sequelae phase alleviate motor deficits in a rat model of cerebral palsy. Cytotherapy. 26 (12), 1491-1504 (2024).
  31. Baltgalvis, K. A., Call, J. A., Cochrane, G. D., Laker, R. C., Yan, Z., Lowe, D. A. Exercise training improves plantar flexor muscle function in mdx mice. Med Sci Sports Exerc. 44 (9), 1671-1679 (2012).
  32. Sam, M., Shah, S., Fridén, J., Milner, D. J., Capetanaki, Y., Lieber, R. L. Desmin knockout muscles generate lower stress and are less vulnerable to injury compared with wild-type muscles. Am J Physiol Cell Physiol. 279 (4), C1116-C1122 (2000).
  33. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. J Vis Exp. (116), e54487(2016).
  34. Song, H., Nakazato, K., Nakajima, H. Effect of increased excursion of the ankle on the severity of acute eccentric contraction-induced strain injury in the gastrocnemius: an in vivo rat study. Am J Sports Med. 32 (5), 1263-1269 (2004).
  35. Hinks, A., Patterson, M. A., Njai, B. S., Power, G. A. Age-related blunting of serial sarcomerogenesis and mechanical adaptations following 4 weeks of maximal eccentric resistance training. J Appl Physiol. 136 (5), 1209-1225 (2024).
  36. Hinks, A. A., Vlemmix, E., Power, G. A. Submaximal eccentric resistance training increases serial sarcomere number and improves dynamic muscle performance in old rats. Physiol Rep. 12 (19), e70036(2024).
  37. Hinks, A., Vlemmix, E., Power, G. A. Submaximal eccentric training during immobilization does not prevent serial sarcomere loss or impairments in mechanical function in old or young rats. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 80 (7), glaf082(2025).
  38. Vlemmix, E., Hinks, A., Power, G. A. Serial sarcomerogenesis does not contribute to the initial repeated bout effect in skeletal muscle. J Biomech. 187, 112767(2025).
  39. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  40. Paris, M. T., McNeil, C. J., Power, G. A., Rice, C. L., Dalton, B. H. Age-related performance fatigability: a comprehensive review of dynamic tasks. J Appl Physiol. 133 (4), 850-866 (2022).
  41. Hinks, A., et al. Time course changes in in vivo muscle mechanical function and Ca2+ regulation of force following experimentally induced gradual ovarian failure in mice. Exp Physiol. 109 (5), 711-728 (2024).
  42. Edman, K. A. Double-hyperbolic force-velocity relation in frog muscle fibres. J Physiol. 404 (1), 301-321 (1988).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

skurcze izotoniczneskurcze izokinetycznebadanie mi ni in vivoprzezsk rna stymulacja elektrycznaocena mocy mi niowejprotok Load Clampr wnanie Hillafunkcja kurczliwa mi ni

Powiązane artykuły