Artykuł badawczy

Ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68994

⸱

10 października 2025

 ,  , 
1Department of Applied Ecology, Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj oceniamy wpływ biocharów pochodzących z odpadów z fusów kawy, zużytego chmielu, drewna świerku i niedopałków papierosów na zdrowie gleby, oceniając aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz potencjalną ekotoksyczność bezkręgowców.

Streszczenie

Biochar to produkt uzyskiwany poprzez podgrzewanie biomasy przez pirolizę w wysokich temperaturach i stał się powszechnym uzupełnieniem gleby, opartym na swoim potencjale do poprawy właściwości gleby, takich jak zatrzymanie wody, pH i dostępność składników odżywczych. Jednak biochar przygotowany z niektórych odpadów może wywierać negatywne ekotoksykologiczne skutki dla bioty glebowej. Głównym celem tego badania było ocenenie wpływu wybranych biocharów pochodzących z fusów kawy, zużytego chmielu, drewna świerkowego i niedopałków papierosów na zdrowie gleby, ze szczególnym uwzględnieniem aktywności mikroorganizmów, wzrostu roślin oraz potencjalnej ekotoksyczności. Gleby wzbogacone biocharem były inkubowane łącznie przez 15 dni, a następnie przeprowadzono szereg testów, w tym aktywność dehydrogenazy, ilościową ilościową analizę bakteryjną, test biotoksyczności fitotoksyczności z użyciem nasion Sinapis alba oraz test ekotoksyczności z użyciem Enchytraeus albidus. Dodatki do biowęgla mogą zmieniać pH gleby i wpływać na zatrzymanie wody. Biochar z niedopałków papierosów wykazał najwyższą stymulację kolonii bakteryjnych, z wartościami sięgającą do 1,00 ×10,6 CFU/mL w porównaniu do 8,47 × 10,4 CFU/mL w kontrolnych replikacjach, podczas gdy biochar z fusów kawowych zwiększał aktywność dehydrogenazy (3,53 × 10-3 mU/g), co sugeruje wyższą pojemność metaboliczną mikroorganizmów. Testy fitotoksyczności wykazały, że wzrost roślin wspomagały chmiel (162,96%) oraz biochar świerkowo-drewniany (206,66%), podczas gdy wyższe wskaźniki stosowania biocharu z niedopałków papierosów hamowały wzrost siewek (hamowanie 62,36%). Test ekotoksyczności z użyciem Enchytraeus albidus wykazał, że wszystkie biochary miały szkodliwy wpływ z wyjątkiem biocharu z niedopałków papierosów (33% stymulacji). Wyniki tego badania podkreślają, że wpływ biocharu na zdrowie gleby zależy od źródła, co ma istotne znaczenie dla zarządzania glebą. Badanie wskazuje na potrzebę dostosowania stosowania biowęgla w zależności od stężenia i rodzaju, aby zmaksymalizować jego korzyści przy jednoczesnym minimalizowaniu potencjalnych zagrożeń dla systemów glebowych.

Wprowadzenie

W ostatnich latach biochar stał się wielofunkcyjnym i przyjaznym dla środowiska środkiem poprawczym do gleby, stosowanym w rolnictwie,1 oraz środkiem łagodzenia globalnego ocieplenia2. W miarę jak świat zmaga się z degradacją gleby, spadkiem wydajności upraw i wzrostem emisji dwutlenku węgla, biochar stał się zieloną alternatywą dla konwencjonalnych nawozów3 , a sekwestracja węgla zbliża się do4. W przeciwieństwie do nawozów syntetycznych, biochar z natury zwiększa żyzność gleby5, zmniejsza utratę składników odżywczych6 oraz zwiększa zatrzymanie wody7, co czyni go bardzo użytecznym w regionach z glebami zdegradowanymi lub o niskiej żyzności. Dodatkowo biochar wzmacnia funkcjonowanie mikroorganizmów, zapewniając stabilne siedlisko i źródło węgla dla korzystnych mikroorganizmów glebowych, które są ważne dla rozkładu materii organicznej i obiegu składników odżywczych8.

Poza rolnictwem, biochar pełni także rolę zielonego rozwiązania w zakresie utylizacji odpadów, ponieważ przekształca pozostałości biomasy, takie jak pozostałości rolnicze, leśne i odpady spożywcze, w długoterminowy materiał węglowy9. To nie tylko ogranicza gromadzenie odpadów, ale także kompensuje gazy cieplarniane poprzez wychwytywanie węgla, który w przeciwnym razie uciekałby jako dwutlenek węgla (CO2) lub metan (CH4). W porównaniu z innymi mechanizmami sekwestracji węgla, biochar oferuje długoterminową, zintegrowaną strategię glebową, która łagodzi atmosferycznyCO2 oraz wspiera zdrowe gleby orazwysokie plony.

Pomimo uznanych korzyści — takich jak zwiększenie żyzności gleby, zdolność do zatrzymywania wody oraz właściwości stymulujące mikroorganizmy — istnieją ciągłe obawy dotyczące potencjalnych efektów ekotoksykologicznych dla bioty glebowej11. Chociaż biochar jest zazwyczaj korzystny dla aktywności mikroorganizmów i różnorodności, niektóre surowce lub warunki przetwarzania mogą wytwarzać toksyczne związki szkodliwe dla mikroorganizmów glebowych i ich funkcji ekologicznej12.

Aby ocenić potencjalne ryzyko związane z biocharami, konieczne są oceny etotoksykologiczne. Bakterie (rozkładacze), rośliny (producenci) oraz bezkręgowce (konsumenci) należą do grup taksonomicznych wykorzystywanych w badaniach nad ekotoksycznością gleby i osadów. Te taksony reprezentują zarówno środowiska lądowe, jak i wodne13.

Komplementarna funkcja enchytraeidów z dżdżownicami w funkcjonowaniu ekosystemu glebowego stanowi podstawę rozwoju bioanaliz dla tych organizmów. W biotestach enchytraeidy służą jako lądowe modele biologiczne do badania skutków chemikaliów takich jak pestycydy (np. dimetoan, atrazyna, karbendazym) oraz metali śladowe (np. ołów,, miedź, kadm)14.

Oprócz testów opartych na organizmach, aktywność enzymów mikroorganizmów jest kolejnym sposobem oceny zdrowia gleby. Aktywność dehydrogenazy gleby jest wskaźnikiem aktywności oksydacyjnej mikroorganizmów15. Testy dehydrogenazy w mieszaninach glebowo-biocharowych są skuteczne w ilościowym określaniu aktywności mikroorganizmów i ogólnego zdrowia gleby. Ponieważ enzymy dehydrogenazy biorą udział w oddychaniu mikroorganizmów, ich aktywność odzwierciedla biologiczną aktywność gleby. Jest to przydatne do oceny jakości gleby, żyzności oraz wpływu biocharu na mikroorganizmy. Test mierzy redukcję chlorku trifenyltetrazolu (TTC) do tryfenylformazonu (TPF), który jest określany spektrofotometrycznie. Wyższa produkcja TPF jest wskaźnikiem wyższej aktywności mikroorganizmów.

Spodziewamy się, że biochar produkowany z różnych surowców będzie miał unikalny wpływ na zdrowie gleby. Efekty te zależą od ich cech chemicznych i fizycznych, które mogą zmieniać parametry fizykochemiczne gleby, wpływając tym samym na aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz toksyczność organizmów glebowych.

W niniejszym badaniu oceniamy wpływ biocharów pochodzących z odpadów na wiele wskaźników zdrowia gleby, w tym pH, aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz przeżywalność bezkręgowców (Rysunek 1). Trzy stężenia (1%, 5%, 10% św/w) czterech różnych biocharów pochodzących z odpadów zostały zmieszane z glebą ogrodową i ocenione pod kątem wymienionych powyżej efektów. Zawartość wilgoci, pH oraz dobór organizmów testowych były starannie kontrolowane, aby zapewnić ekologiczne znaczenie badania.

Protokół

1. Przygotowanie biocharu

UWAGA: Zobacz Tabelę materiałów , aby poznać szczegóły dotyczące biocharów używanych tutaj jako materiałów testowych. Warunki pirolizy, skład pierwiastkowy oraz dane analizy bezpośredniej zostały dostarczone przez producentów (Tabela 1).

UWAGA: Zawsze wykonuj pirolizę w laboratorium dobrze wentylowanym i wyposażonym w odpowiedni system wyciągów lub oparów. Noś rękawiczki odporne na wysoką temperaturę, fartuch laboratoryjny, okulary ochronne oraz przyłbicę, jeśli jest to konieczne.

Tabela 1: Podstawowe cechy badanych biocharów. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

2. Charakterystyka chemiczna biocharu

  1. Analizować skład pierwiastkowy wszystkich biocharów (wykonany przy użyciu indukcyjnie sprzężonej plazmowej spektroskopii atomowej (ICP OES) lub indukcyjnie sprzężonej plazmowej spektrometrii masowej (ICP MS), na podstawie stężeń, po dekompozycji wspomaganej mikrofalami (Tabela 2).

3. Przygotowanie mieszanin glebowo-biocharowych

  1. Zbieranie gleby i przygotowanie eksperymentów
    1. Zbierz wierzchnią warstwę gleby z pola eksperymentalnego.
    2. Usuwaj powierzchniowe zanieczyszczenia ręcznie. Przesiej glebę do wielkości cząstek mniejszej niż 5 mm, aby usunąć zanieczyszczenia.
    3. Zważ 100 g przesietej ziemi i dodaj do pojemników testowych.
  2. Poprawka i inkubacja biocharu
    1. Dodaj 1 g, 5 g lub 10 g każdego typu biocharu na 100 g gleby, aby uzyskać 1%, 5% i 10% (baza w/w) poprawkę do gleby-biochar.
    2. Dodaj wodę destylowaną, aby osiągnąć 60% maksymalnej pojemności zatrzymywania wody (WHC).
    3. Dokładnie wymieszaj za pomocą szpatułki.
    4. Waż każdy pojemnik i przykryj parafilmem, aby zminimalizować parowanie.
    5. Inkubuj mieszanki w temperaturze 27 °C przez 10 dni.
      UWAGA: Ta mieszanina będzie używana do pomiaru utraty wody, zmiany pH, fitotoksyczności oraz analiz ilościowych bakterii.
      Użyta gleba powinna być zbierana i utylizowana zgodnie z lokalnymi protokołami biosolidnymi.

4. Pomiar pH mieszanin glebowo-biocharowych

  1. Waż 10 g każdej mieszaniny glebowo-biocharowej w stożkowych probówkach o pojemności 50 mL.
  2. Do rurek dodaj 25 ml wody destylowanej.
  3. Potrząsaj lampami ręcznie przez 30 sekund lub użyj mieszacza wirowego na średniej prędkości. Przefiltruj mieszankę za pomocą papieru filtrującego Whatman No. 1 do czystej zlewki 100 mL.
  4. Zmierz pH filtratu w temperaturze pokojowej (20-25 °C) za pomocą skalibrowanego miernika pH.

5. Test toksyczności Enchytraeus albidus

  1. Przeprowadz test zgodnie z Organizacją Współpracy Gospodarczej i Rozwoju (OECD) 2016, Testem nr 22016.
  2. Przygotowanie gleby do testu
    1. Do tego testu użyj sztucznej gleby OECD.
    2. Zmierz pH gleby zgodnie z krokami wymienionymi w sekcji 4.
    3. Dostosuj pH do 6,0 ± 0,5, stopniowo dodając do gleby węglan wapnia o jakości analitycznej (CaCO3) i dokładnie wymieszaj.
    4. Dostosuj zawartość wilgoci do 40-60% maksymalnego WHC, dodając wodę destylowaną lub dejonizowaną.
      UWAGA: Sprawdzaj spójność ręcznie; Gleba powinna być wilgotna, ale nie grudkowata.
  3. Aklimatyzacja i selekcja robaków
    1. Delikatnie przepłucz robaki wodą destylowaną, aby usunąć roztwór soli fizjologicznej z transportu.
    2. Umieść robaki w przygotowanej glebie OECD i aklimatyzuj się w temperaturze 20 °C przez 24 godziny w cyklu 16 godzin światła i 8 godzin ciemności przy 6 000 luksów.
    3. Wybierz 15 zdrowych dorosłych robaków w każdym zestawie, używając stereomikroskopu na podstawie obecności klitelu.
  4. Przygotowanie testów i inkubacja
    1. Wymieszaj 100 g przygotowanej gleby OECD z 5 g każdego rodzaju biocharu w czystych pojemnikach.
    2. Przygotować środki kontrolne przy użyciu 100 g niezmienionej gleby OECD.
    3. Potwierdź, że pH i zawartość wilgoci mieszczą się w wymaganym zakresie (pH - 6,0 ± 0,5; wilgotność - 40-60% maksymalnego WHC).
    4. Wprowadź 15 dorosłych robaków do każdego pojemnika testowego i kontrolnego, używając kleszczy z miękkim końcówką.
    5. Dodaj 25 mg drobno mielonych płatków owsianych jako źródło pożywienia na powierzchni gleby.
    6. Okryj pojemniki perforowaną folią aluminiową, aby umożliwić wymianę powietrza.
    7. Inkubuj pojemniki w temperaturze 20 °C przez 5 dni w cyklu światła trwającym 16 godzin i 8 godzin ciemności w temperaturze 6 000 luksów.
    8. Waż pojemniki codziennie i uzupełniaj utratę wagi, dodając odpowiednią ilość wody destylowanej lub dejonizowanej, aby utrzymać stałą wilgotność.
    9. Monitoruj aktywność robaków i rejestruj wszelkie widoczne śmiertelności podczas testu.
    10. Po zakończeniu testu oblicz efekt śmiertelny (%) według wzoru:
      figure-protocol-1
      Gdzie:
      Wi – początkowa liczba robaków na początku testu
      Wf – ostateczna liczba robaków na końcu testu
      UWAGA: Aby test był ważny, śmiertelność dorosłych w grupie kontrolnej nie powinna przekraczać 20% na koniec testu.
    11. Po teście wysusz glebę testową w temperaturze 105 °C, aby ją inaktywować, i utylizować zgodnie z lokalnymi protokołami biosolidnymi.

6. Test fitotoksyczności

  1. Przeprowadz test zgodnie z Międzynarodową Organizacją Normalizacyjną (ISO) 18763:201617.
  2. Ustawienie na szalkę Petriego
    1. Dodaj 20 g inkubowanych mieszanek glebowo-biocharowych do czystych szalek Petriego o średnicy 9 cm. Delikatnie spłaszcz powierzchnię czystą szpatułką.
    2. Przygotuj trzy repliki dla każdego stężenia biocharu i uwzględnij dwie niezmienione kontrole.
  3. Sadzenie nasion i inkubacja
    1. Umieść 10 nasion Sinapis alba równomiernie rozmieszczonych w każdej misce na powierzchni gleby.
      UWAGA: Nie wciskaj nasion w ziemię; pozwól im naturalnie zastygnąć z wilgocią.
    2. Przykryj naczynia pokrywkami i umieść je w inkubatorze w temperaturze 25 °C ± 2 °C na 5 dni bez bezpośredniego światła.
    3. Po wysiadaniu zmierz długość korzenia od krawędzi nasion do końca korzenia, używając plastikowej linijki. Zgłoś to w cm lub mm. Jeśli nasiono jest tylko popękane, podaj go jako 0,1 cm lub 1 mm.
    4. Oblicz efekt hamowania (%) według wzoru:
      figure-protocol-2
      Gdzie:
      RLc – średnia długość korzeni nasion w misce kontrolnej
      RLt – średnia długość korzenia nasion w misce testowej
      UWAGA: Aby test był ważny, ważne jest, aby sprawdzić, czy kiełkowanie nasion w kontrolowanej kategorii wynosi co najmniej 80% (8 wykiełkowanych z 10 nasion).

7. Ilościowa ilościowa kolonia bakteryjna

  1. Zawiesina i rozcieńczanie gleby
    1. Waż 5 g każdej inkubowanej mieszanki glebowo-biocharowej w 50 mL sterylnych stożkowych probówek.
    2. Dodaj 25 ml sterylnej wody destylowanej i dokładnie wstrząśnij przez 30 sekund.
    3. Pozwól zawieszeniu ujednolicić się w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.
    4. Przefiltruj zawiesinę za pomocą sterylnej gazy lub siatki i przygotowuj rozcieńczenia seryjne tym roztworem zapasowym.
    5. Przygotuj pięć probówek, każda zawierająca 9 ml sterylnej wody destylowanej.
    6. Wykonaj 10-krotne rozcieńczenia szeregowe za pomocą pipetek sterylnych, na przykład przelej 1 mL z roztworu podstawowego do pierwszej rurki = 10-1, następnie 1 mL do następnej = 10-2 itd.)
    7. Stosuj rozcieńczenie 10-2 do nakładania.
  2. Oklejanie i liczenie kolonii
    1. Pipeta 0,2 mL rozcieńczenia 10-2 na sterylnych płytkach agarowych z odżywkami.
    2. Rozprowadz próbkę równomiernie za pomocą sterylnego rozprowadzacza.
    3. Inkubuj płytki w pozycji odwróconej w temperaturze 27 °C przez 24 godziny.
    4. Licz kolonie za pomocą licznika kolonii.
    5. Oblicz jednostki tworzące kolonię (CFU) mL-1 mieszaniny według wzoru:
      figure-protocol-3
      UWAGA: Pracuj pod szafą bezpieczeństwa biologicznego, jeśli jest dostępna. Sterylizuj narzędzia ogniem między próbkami, aby uniknąć skażenia.
      Dezynfekuj wszystkie talerze 70% etanolem lub autoklawem przed wyrzuceniem płyty.

8. Określenie suchej materii (DM)

UWAGA: Używaj rękawic odpornych na wysoką temperaturę podczas obsługi gorących misek.

  1. Zważ 10 g ziemi do odpornej na wysoką temperaturę szklanej lub porcelanowej miski.
  2. Włóż miskę do suszącego piekarnika podgrzanego do 105 °C i susz przez 2 godziny.
  3. Po wyschnięciu przełóż miskę do suszarki i pozwól jej ostygnąć przez 10 minut, aby zapobiec wchłanianiu wilgoci z powietrza.
  4. Ponownie zważ schłodzoną miskę za pomocą wagi analitycznej.
  5. Powtórz procedurę dla co najmniej trzech próbek, aby zapewnić dokładność.
  6. Oblicz zawartość suchej materii (DM) według wzoru:
    figure-protocol-4
    Gdzie:
    DM - zawartość suchej materii (%)
    Md – sucha masa próbki w g
    Mw – niesuszona (oryginalna) masa próbki w g

9. Test aktywności dehydrogenazy (DHA)

  1. Przeprowadz test zgodnie ze standardowym protokołem (ISO 23753-1:2019)18.
  2. Przygotowanie odczynników
    1. Roztwór buforowy TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).
      1. Rozpuścić 12,12 g tris(hydroksymetylo)aminometanu (TRIS) w 800 mL wody destylowanej.
      2. Reguluj pH do 7,6 za pomocą 1 M kwasu solnego (HCl).
      3. Reguluj całkowitą objętość do 1 L z wodą destylowaną.
      4. Przechowuj w temperaturze 4 °C i używaj w ciągu tygodnia.
    2. Roztwór podłoża TTC (300 mmol/L)
      1. Rozpuść 1 g TTC w 10 ml przygotowanego roztworu buforu Tris.
      2. Przechowuj w ciemności w temperaturze 4 °C i użyj w ciągu tygodnia.
    3. Przygotuj standardowy roztwór TPF do krzywej kalibracji:
      1. Dodaj 100 mg TPF do 10 mL etanolu 96% i mieszaj aż do całkowitego rozpuszczenia, aby uzyskać roztwór TPF (33 mmol/L).
      2. Rozcieńcz 0,5 mL przygotowanego roztworu TPF 50 mL etanolu, aby uzyskać roztwór roboczy TPF (330 nmol/mL).
      3. Przygotuj normy robocze 0, 0,1, 0,2, 0,5 i 1,0 mL z roztworu roboczego, rozcieńczonego etanolem do stałej końcowej objętości 3 mL.
      4. Zmierz absorpcję na 485 nm, aby wygenerować krzywą kalibracyjną.
  3. Przygotowanie próbki
    1. Dodaj 5 g każdej mieszaniny glebowo-biocharowej do stożkowych rurek o pojemności 50 mL.
    2. Dodaj 4 mL buforu Tris (100 mmol/L, pH 7,6) oraz 1 mL roztworu TTC do zestawów testowych.
    3. Dodaj tylko 4 mL bufora Tris do ustawień sterowania.
    4. Ręcznie mieszaj rurki przez delikatną inwersję i inkubuj w temperaturze 25 °C przez 6 godzin w ciemności.
  4. Wydobycie formazanu
    1. Po inkubacji dodaj 25 ml etanolu do każdej probówki.
    2. Umieść próbki w atmosferze orbitalnej w ciemności przez godzinę (250 min-1, w temperaturze 25 °C).
    3. Po mieszaniu dodaj 1 ml TTC do rurek sterujących.
    4. Wszystkie rurki wiruj w 2000 × g przez 5 minut w 25 °C, aby oddzielić supernatant.
  5. Pomiar i obliczenia
    1. Przenieś supernatanty do czystych cuwettes.
    2. Odczytał absorpcję przy 485 nm za pomocą spektrofotometru.
    3. Wykorzystanie krzywej kalibracyjnej do określenia stężenia TPF w próbkach (nmol/L).
    4. Oblicz aktywność dehydrogenazy według następującego wzoru:
      figure-protocol-5
      Gdzie:
      A - aktywność enzymatyczna w mU g-1 (lub nmol min-1 g-1) suchej gleby
      Cs – stężenie TPF w próbkach testowych w nmol mL-1
      Cb – stężenie TPF w próbce kontrolnej w nmol mL-1
      V - całkowita objętość reakcji (suma substratu, roztworu buforowego i objętości etanolu, w mL)
      RT – czas trwania reakcji w minutach
      M - masa gruntu na rurkę w g
      DM - zawartość suchej materii w glebie (%)
      UWAGA: Obchodz się z TTC i TPF w rękawiczkach, ponieważ mogą być potencjalnymi mutagenami. Używaj okapu do parów podczas przygotowywania odczynników na bazie etanolu.
      Po teście utylizować odpady zawierające etanol i TTC w wyznaczonych pojemnikach na odpady chemiczne.

figure-protocol-6
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie eksperymentalnego przepływu pracy. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wyniki

Charakterystyka chemiczna
Biochary wykazały istotne różnice w składzie pierwiastkowym (Tabela 2). Wapń (Ca) i potas (K) były najwyższe w biocharach z niedopałków papierosów i zużytych chmielów. Biochar świerkowego drewna miał najwięcej aluminium (Al) i żelaza (Fe). Miedź (Cu) i magnez (Mg) były silnie wzbogacone w biochar z wykorzystanego chmielu. Ołów (Pb), kadm (Cd) i inne metale śladowe występowały w niewielkich ilościach we wszystkich próbkach.

Tabela 2: Skład chemiczny biowęgla. Główne składniki pierwiastkowe różnych biocharów użytych w badaniu. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Zmiany pH w okresie inkubacji
We wszystkich zabiegach pH mieszanin glebowo-biocharowych miało tendencję do niewielkiego wzrostu z czasem (Rysunek 2). Najwyższą wartość pH odnotowano dla mieszaniny z biocharem z niedopałków papierosów na poziomie 10% objętej węglem i osiągnięciem 9,48 w 15. dniu; To leczenie wykazało największy wzrost w czasie. Biochar z fusów kawowych również powodował stopniowy wzrost, z maksymalnym pH 8,94 przy 10% w/w 15 dnia. Biochar chmielowy podniósł pH o 16,57%, z maksymalną wartością 9,20 przy 10% powierzchni mét/t. Dla porównania, mieszanka biocharu świerka i drewna osiągnęła pH 8,56 przy 10% masy masowej i średniej. Grupa kontrolna wykazała najniższe pH, w zakresie od 6,57 do 7,66 z minimalnymi zmianami w czasie.

figure-results-1
Rysunek 2: Zmiany pH w czasie w mieszaninach glebowo-biocharowych. pH gleby zmierzone w dniach 0, 10 i 15 dla każdej poprawki biocharu wynosiło 1%, 5% i 10% objętości węgla i tłuszczu. Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego wykresu.

Zatrzymanie wody i utrata wagi
Zdolność zatrzymywania wody we wszystkich typach biocharu była niższa niż w glebie kontrolnej bez biocharu (Rysunek 3). Grupa kontrolna straciła 3,67% masy masy w ciągu 15 dni, co wskazuje na najwyższe zatrzymanie wody. Wśród biocharów oczyszczanie niedopałków papierosów miało najmniejszą utratę wody, zmniejszając się o 5,89% w trakcie inkubacji, a tym samym największe zatrzymanie wśród biocharów. Podobny, lecz bardziej umiarkowany wzorzec zaobserwowano w biocharze chmielowym (9,22% całkowita utrata masy, przy większych stratach przy wyższych stężeniach). Biochar z fusów kawowych wykazał największą utratę masy ciała (do 16,56%), co wskazuje na najniższe zatrzymanie wody. Mieszanka świerku i drewna straciła średnio 10,22%.

figure-results-2
Rysunek 3: Utrata masy mieszanin glebowo-biocharowych podczas inkubacji. Zmiana wagi jako wskaźnik zatrzymania wody przez 15 dni dla wszystkich biocharów i stężeń. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Test toksyczności i rozrodu E. albidus
Rozmnażanie E. albidus przy stężeniu 5% biocharu w/w wykazało wyraźną zależność od surowca. W kontroli gleby OECD populacja wzrosła z 15 do 24 (wzrost o 60%, Rysunek 4). Biochar świerkowo-drewniany dał jedynie 7 ocalałych osobników (53% hamowanie, Rysunek 5). Chmiel i fusy z kawy dały po 12 ocalałych egzemplarzy (20% hamowanie, Rysunek 5). Biochar z niedopałków papierosów stymulował rozmnażanie o 33%, z łącznie 20 robakami, w tym potomstwami.

figure-results-3
Rysunek 4: Zmiana populacji netto E. albidus w glebie poddawanej biocharowi. Początkowa i ostateczna liczba robaków po 5 dniach. Zbadano stężenie mieszane 5% w każdym biocharu. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-4
Rysunek 5: Toksyczne lub stymulujące działanie na E. albidus. Efekt netto na robaki w porównaniu do kontroli kontrolnej. Wartości dodatnie wykazują hamowanie; wartości ujemne wskazują na stymulację. Dane reprezentują średnią ± odchylenie standardowe. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Fitotoksyczność
Wydłużenie korzenia u S. alba zmierzono po 10-dniowej inkubacji przy 1%, 5% i 10% masy masowej (Rysunek 6). W glebie niezmienionej średnia długość korzenia wynosiła 237 mm. Biochar z fusów kawowych w stosunku 1% w/w dawał 79,16% stymulacji; wyższe stężenia powodowały hamowanie, do 47,08% przy 5% śnieczki i tłuszczu. Biochar świerkowo-drewniany stymulował wzrost we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt 206,66% przy 10% w/w. Biochar z niedopałków papierosów dawał 41,01% stymulacji przy 1% w/w, ale hamował wzrost przy 5% i 10% w/w, osiągając hamowanie 62,36% przy 10% w/w. Biochar chmielowy stymulował wzrost we wszystkich wskaźnikach (38,97%, 31,75% i 162,96% odpowiednio 1%, 5% i 10% tygodniowo).

figure-results-5
Rysunek 6: Fitotoksyczność na Sinapis alba. Hamowanie lub stymulacja wzrostu korzeni w porównaniu do kontroli po 10 dniach wzrostu we wszystkich terapiach biowęglem. Wartości dodatnie wykazują hamowanie; wartości ujemne wskazują na stymulację. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Ilościowa ilościowa kolonia bakteryjna
Liczenie kolonii bakteryjnej oceniano po 10 dniach (Rysunek 7). Średnia kontrola wynosiła 8,47 × 104 CFU/mL. Biochar kawowy przyniósł 7,33 × 104 CFU/mL przy poziomie 1% tygodniowo, a następnie wzrósł do 1,18 × 10 5i 1,50 × 105 CFU/mL odpowiednio 5% i 10% tygodniowo. Biochar świerkowo-drewniany dawał 1,97 × 105 CFU/mL przy 1% tew/mL, spadając do 9,73 × 104 i 4,93 × 104 CFU/mL przy 5% i 10% w/mL (5%) i 10% w/w. Biochar z niedopałków papierosów generował 5,40 × 10,4 CFU/mL przy 1% teście/w, a najwyższą stymulację przy 10% w/w (1,00 × 10,6 CFU/mL). Biochar chmielowy wykazywał niewielką stymulację we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt na poziomie 1,07 × 105 CFU/mL przy 5% w/w.

figure-results-6
Rysunek 7: Wzrost bakterii w glebie impregnowanej biowęglem. Bakteryjne CFU/mL po 10 dniach inkubacji dla wszystkich terapii i stężeni. Do porównania dołączono kontrolę. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Aktywność dehydrogenazy
Biochar z fusów kawowych wywoływał najwyższą aktywność dehydrogenazy we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt na poziomie 1% w/w (3,53 × 10-3 mU/g) i pozostając porównywalny na poziomie 5% i 10% w/w (2,38 × 10-3 i 2,62 × 10-3 mU/g) (patrz Rysunek 8). Biochar chmielu zwiększył aktywność o 1% w/w (2,39 × 10-3 mU/g), ale spadł o 5% (6,34 × 10-4 mU/g) i stał się ujemny przy 10% w/w (−8,30 × 10-4 mU/g). Biochar z niedopałków papierosów był dodatni na poziomie 1% średnicy tygodniowej (1,29 × 10-3 mU/g) i spadł do −7,26 × 10-4 oraz −8,53 × 10-4 mU/g przy 5% i 10% mU/g. Biochar świerkowo-drewniany był ujemny we wszystkich stężeniach (−5,53 × 10-4 oraz −5,19 × 10-4 mU/g przy 1% i 5% w/w; −3,11 × 10-4 mU/g przy 10% w/w), pozostając niższy niż u grupy kontrolnej.

figure-results-7
Rysunek 8: Aktywność dehydrogenazy w glebie wzbogaconej o biochar. Aktywność enzymów mikrobiologicznych we wszystkich typach i stężeniach biocharu. Wartości są względne do gleby kontrolnej bez dodatku biowęgla. Wartości dodatnie wskazują na wyższą aktywność enzymów w porównaniu do grupy kontrolnej, a wartości ujemne na niższą aktywność enzymów niż u grupy kontrolnej. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Zobacz Tabelę 3 i Tabelę 4 , aby uzyskać podsumowanie wyników.

Tabela 3: Wpływ biowęgla na pH gleby i zatrzymanie wody. Pokazuje początkowe i końcowe wartości pH, ΔpH oraz % utraty wody podczas inkubacji. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 4: Podsumowanie biologicznych skutków i wyników DHA. Połączone dane dotyczące rozmnażania robaków, fitotoksyczności, liczby mikroorganizmów oraz aktywności enzymów dla wszystkich terapii. figure-results-8 oznacza stymulację i figure-results-9 hamowanie. W przypadku wyników DHA wartości pozytywne wskazują na wyższą aktywność enzymów w porównaniu do grupy kontrolnej, a wartości ujemne na niższą aktywność enzymów niż u grupy kontrolnej. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

DOSTĘPNOŚĆ DANYCH:
Dane będą przesyłane do publicznego repozytorium: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Dyskusja

Mieszanka gleby i zużytego fusu kawowego wykazała wysoką zasadowość, z pH 8,94, co jest zgodne z wcześniej zgłaszanym pH 9,419. Biochar wykazał również największy wzrost utraty masy ciała w porównaniu z próbką kontrolną, co wskazuje na niską zdolność zatrzymywania wilgoci, prawdopodobnie wynikającą z niskiej powierzchni, ograniczającej tendencję adsorpcyjną wody20,21. Te właściwości fizyczne stworzyły niekorzystne warunki dla E. albidus, powodując 20% hamowanie przetrwania i rozmnażania robaków.

W testach fitotokowości S. alba wykazała stymulację na poziomie 79,16% przy stężeniu 1% w/w, podczas gdy przy wyższych stężeniach, np. 5% w/w, biochar hamował wydłużenie korzenia o 47,08%. Jest to zgodne z raportami22 , że fitotoksyczne działanie biocharu z fusów kawowych na Lactuca sativa było spowodowane kwasami karboksylowymi. Ponadto badania wykazały, że rozpuszczalne fenole i kwasy karboksylowe również zakłócają transport auxiny, co skutkuje progiem fitotoksycznym23.

Liczba kolonii bakteryjnych wzrosła wraz ze wzrostem stężenia biocharu kawowego (1,50 × 10-5 CFU/mL przy stężeniu 10% w/w), co wskazuje, że ten biochar stwarzał sprzyjające warunki dla bakterii uprawnych. Biochar kawowy wykazywał również najwyższą aktywność DHA (3,53 × 10-3 mU/g), co sugeruje, że stymulował zarówno populacje mikrobiologiczne nadające się do uprawy, jak i nie. Potwierdzają to również badania24 , które obserwowały korzystny wpływ biowęgla kawowego na aktywność enzymatyczną gleby.

Biochar chmielowy spowodował wzrost zasadowości gleby i umiarkowaną średnią utratę masy ciała (10%). W testach fitotokoksiczności biochar był korzystny dla stymulacji wydłużania korzenia, zwłaszcza przy wyższych stężeniach (162,96% stymulacji). Jeśli chodzi o aktywność mikroorganizmów, biochar chmielowy nie wykazał znaczących zmian w liczbie bakterii (do 1,00 × 10-5 CFU/mL), co może wynikać z równowagi w składzie chemicznym. Chociaż chmiel zawierał najwięcej miedzi (Cu), która może być toksyczna dla mikroorganizmów, ponieważ hamuje układy enzymów bakteryjnych25, zawierał także wyższe poziomy pierwiastków, takich jak potas (K) i fosfor (P), które powinny wspierać wzrost mikroorganizmów poprzez poprawę syntezy chlorofilu w siewkach26. Aktywność DHA również odzwierciedlała ten neutralny efekt, wskazując na stabilną odpowiedź o ograniczonym wpływie biologicznym.

Biochar niedopałków spowodował wzrost zasadowości gleby z czasem (do pH 9,48). Był produkowany w wyższej temperaturze pirolizy (700 °C), co skutkowało bardziej zasadowym biocharem wspierającym wzrost bakterii. Ta obserwacja jest zgodna z wcześniejszymi badaniami27, które wykazały, że biochar poprawia pH gleby, a tym samym poprawę warunków siedliskowych. Spośród wszystkich zabiegów biochar niedopałków papierosów zachowywał najwyższą zawartość wilgoci (do 94%), co może również tłumaczyć efekt stymulujący na przeżywalność i rozmnażanie E. albidus . Wysokie zatrzymanie wilgoci można powiązać ze zmianami mikrostrukturalnymi w temperaturze 700 °C, co powoduje powstanie mikroporów zatrzymujących warstwy wody28. Inną przyczyną efektu stymulującego może być wysoka zawartość wapnia (Ca), fosforu i K w biocharu niedopałków, które są korzystnymi elementami dla przetrwania i rozmnażania robaków.

W badaniach mikrobiologicznych biochar niedopałków papierosów wykazywał najwyższą stymulację bakteryjną przy wyższych stężeniach, sięgając około 1,00 × 10-6 CFU/mL, w przeciwieństwie do aktywności DHA, która nie wykazywała takiego samego poziomu wzrostu. To odkrycie sugeruje selektywną stymulację bakterii hodowalnych, a nie całej społeczności mikroorganizmów.

Mieszanka biocharu gleby i drewna świerkowego spowodowała jedynie niewielki wzrost pH, co również odnotowały badania29, które wykazały pH 7,87 dla biocharu pochodzącego z iglastych. Temperatura produkcji była najniższa (600 °C) spośród wszystkich biocharów użytych w tym badaniu. Zdolność biocharu do zatrzymywania wody była umiarkowana w porównaniu z innymi typami biowęgla, ponieważ nie wykazywał on ekstremalnej utraty masy ciała.

Jednak w przypadku przeżycia i rozrodu Eisenia foetida , biochar z drewna świerkowego wykazywał najwyższą toksyczność (53% efekt śmiertelny). Jedną z prawdopodobnych przyczyn mogą być podwyższone poziomy pierwiastków takich jak aluminium (Al), żelazo (Fe) i mangan (Mn), które są znane z toksyczności dla dżdżownic, ponieważ zakłócają regulację pH ich jelit i powodują stres oksydacyjny30. Podobne wyniki odnotowano w badaniach, w których Eisenia foetida doświadczyła znacznego spadku biomasy z powodu toksyczności metali ciężkich w glebie spowodowanej nadmiernym użyciem agrochemikaliów31.

Biochar świerka spowodował największą stymulację wydłużania korzenia w teście fitotoksyczności (do 206% stymulacji). Sugeruje to, że w przeciwieństwie do wrażliwości na robaki, wysokie stężenia metali mogą stanowić niezbędne mikroelementy dla gatunków roślin, takich jak S. alba. Niskie stężenia tego biowęgla stymulowały kolonie bakterii; jednak liczba kolonii malała wraz ze wzrostem koncentracji. Efekt ten wskazuje na wrażliwość bakterii na niskie poziomy K i P oraz wysoką zawartość pierwiastków toksycznych (Al, Fe, Mn). Ta obserwacja jest zgodna z zmierzoną aktywnością DHA, która była niższa niż w glebie kontrolnej, prawdopodobnie z powodu niskiego stosunku wodoru do węgla (H/C), co czyniło węgiel niedostępnym32. Wyniki te sugerują, że biochar ze świerka nie wspiera wzrostu mikroorganizmów ze względu na niską zawartość składników odżywczych lub związki hamujące.

Biochary pozyskiwano jako materiały testowe z zewnętrznych laboratoriów i produkowano w warunkach rutynowo stosowanych przez każdego dostawcę, w tym w różnych temperaturach pirolizy. Naszym celem było ocenenie reprezentatywnych biocharów pochodzących z odpadów w miarę dostarczania, zamiast izolować wpływ temperatury na różne surowce; dlatego w tym badaniu nie można w pełni oddzielić wpływu temperatury od wpływu na surowce. Szczegółowe parametry produkcji, takie jak szybkość ogrzewania, atmosfera gazowa i czas pobytu, nie były dostępne od dostawców; podawano jedynie podane temperatury i cechy pierwiastkowe (zob. Tabela 1 i Tabela 2).

Biorąc pod uwagę wyniki tego badania, można stwierdzić, że biochar chmielowy miał ogólnie zrównoważony efekt z umiarkowanymi skutkami ubocznymi środowiskowymi. Wspierał wzrost roślin we wszystkich stężeniach, wykazywał umiarkowane zmiany pH i zdolność do zatrzymywania wody, a ponadto nie miał drastycznego wpływu na drobnoustroje i robaki w glebie w porównaniu z innymi testowanymi biocharami.

Wyniki te pokazują, jak ważne jest dobór odpowiedniego typu biowęgla wraz z jego odpowiednimi stężeniami do poprawek gleby, aby zapewnić rzeczywistą poprawę jakości gleby i wzrostu roślin, bez wywoływania negatywnych skutków ubocznych.

Kilka etapów protokołu, w tym temperatura pirolizy i tempo stosowania biowęgla, miało zauważalny wpływ na wyniki tego badania. Wyższe temperatury pirolizy skutkowały wyższą zasadowością biowęgla i wpływały na stymulację rozmnażania się robaków oraz wzrostu bakterii, co widać w przypadku biowęgla niedopałka. Natomiast niższe temperatury pirolizy skutkowały mniejszą ilością zasadowego biocharu i wiązały się z najwyższą toksycznością robaków oraz zmniejszoną aktywnością mikroorganizmów, jak w przypadku biocharu drewna świerkowego. Wpływ szybkości aplikacji zależał od rodzaju biocharu oraz badanego organizmu. Niższe stężenia biocharu z fusów kawowych powodowały efekt stymulujący wydłużanie korzeni i wysoką aktywność DHA, podczas gdy wysokie stężenia biocharu z niedopałków papierosów powodowały najwyższy możliwy wzrost bakterii możliwych do uprawy.

W metodzie badania wprowadzono pewne korekty, aby rozwiązać typowe problemy, takie jak niespójne liczebności rodzin. Obejmuje to pozwolenie na 2-godzinną homogenizację zawiesin glebowych oraz wykorzystanie rozcieńczenia seryjnego 10-2 do uzyskania optymalnej i porównywalnej liczby kolonii. Dodatkowo, wytyczne OECD, test nr 220, mają na celu ocenę wpływu chemikaliów testowych na robaki Enchytraeid. Sugeruje on obliczenie stężenia śmiertelnego 50 (LC50) uzyskanego na podstawie zakresu stężeń chemicznych testowanych w teście pomiarowym. W tym badaniu celem było ocenenie ogólnego toksycznego wpływu biocharów pochodzących z odpadów na przeżywalność i rozmnażanie robaków; dlatego śmiertelny efekt został określony na podstawie procentowej zmiany liczby robaków od początku do końca testu i zgłoszono jako śmiertelny efekt procentowy.

Protokół ten jest powtarzalny w warunkach laboratoryjnych i na niewielką skalę (np. próbki 100 g). Jednak skalowanie na większą objętość gleby może powodować różnice w wynikach. Można to kontrolować poprzez właściwe mechaniczne mieszanie gleby i użytego biowęgla oraz kontrolowany system nawadniania, aby utrzymać stały poziom wilgoci. Dodatkowo efekty biowęgla znacznie się różniły w zależności od rodzaju surowca i temperatury pirolizy, co sugeruje przyszłe badania mające na celu indywidualną charakterystykę każdego materiału przed zastosowaniem.

Protokół różni się od innych technik oceny zdrowia gleby tym, że oferuje połączenie parametrów fizykochemicznych, takich jak pH i zatrzymanie wilgoci, oraz biologicznych reakcji na uzupełnianie gleby różnymi rodzajami biocharu. Uwzględnienie analizy aktywności enzymów wraz z tradycyjnymi liczbami kolonii mikroorganizmów daje wgląd w funkcjonowanie mikroorganizmów nieuprawianych. Ponadto badanie opierało się na różnych surowcach biocharu w różnych stężeniach, co dodaje praktycznego znaczenia dla rzeczywistych strategii poprawy gleby.

Przyszłe badania mogą obejmować testowanie dodatkowych surowców, takich jak obornik, łuski ryżu czy osad ściekowy, aby porównać ich wpływ na ekosystemy glebowe. Długoterminowe próby terenowe mogą być również dostosowane do oceny efektów sezonowych i wyników plonów. Badanie to pokazuje wpływ biocharu pochodzącego z odpadów zależny od surowców i stężenia na zdrowie gleby. Niektóre biochary stymulowały aktywność mikroorganizmów i wzrost roślin, podczas gdy inne wywoływały hamujące lub toksyczne reakcje u organizmów glebowych. Wybór odpowiednich rodzajów biowęgla i dawki aplikacji jest niezbędny, aby zmaksymalizować korzyści i minimalizować ryzyko związane z zarządzaniem glebą.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Prezentowane prace zostały sfinansowane przez projekt BIOCIRKL (reg. nr. TN02000044), wspierany przez Czech Recovery Plan oraz Agencję Technologiczną Republiki Czeskiej w ramach Narodowego Programu Centrów Kompetencji w latach 2023-2028.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,3,5- Trifenyltetrazolium formazSigma-Aldrich, Czechy93145
2,3,5- chlorek trifenyltetrazolu  Sigma-Aldrich, CzechyT8877
autoklawowy CertoClav ClassicCertoClav, Austria8510174
Węglan wapnia Sigma-Aldrich, Czechy239216
wirówka MPW-251MPW Med. Instrument, Polska10251
Biochar niedopałki papierosówUniwersytet w Hohenheim, NiemcyProdukowano w kątach 700 i stopień; C 
Licznik kolonii CC-200Cole-Parmer14212-04
Enchytraeus albidus  INVITAL Aqua s.r.o.
Etanol  Penta, Czechy70390-11003
Biochar biomasy chmieluLaboratorium Akademii Nauk Republiki CzeskiejProdukowany w kątach 650 i stopień; C 
Komórka Q inkubatoraPol-Lab, Polska
Kuchenka mikrofalowaAnton Paar, Multiwave PRO
Notebook PC DELL Latitude 3510Dell Products, Irlandia
Nośnik Agar Media OXOID, CzechyCM0003B
OECD gleba Microbiotest, Belgia
pH WTW inoLab pH 7110 Xylem Analytics, Niemcy1AA112
Sinapis alba nasion  Microbiotest, Belgia
Spektrofotometr M4 UV-Spektrometr widzialnyVWR76520-716
Biochar z wykorzystanych fusów kawowychLaboratorium Akademii Nauk Republiki CzeskiejProdukowany w kątach 650 i stopień; C 
Biochar ze świerkuOlesnice, CzechyProdukowany w kątach 600 i stopień; C 
Stereomikroskop MSZ5000-T-IL-TLA.Kruss Optronic, NiemcyMSZ5000-T-IL-TL
Tris Base Sigma-Aldrich, Czechy252859
wideo okular VOPC93 USB 2.0A.Kruss Optronic, Niemcy  VOPC93
Waga KERN EMB KERN, Niemcy

Bibliografia

  1. Pradhan, S., Parthasarathy, P., Mackey, H. R., Al-Ansari, T., McKay, G. Food waste biochar: A sustainable solution for agriculture application and soil-water remediation. Carbon Res. 3 (1), 41(2024).
  2. D'Hose, T., Debode, J., De Tender, C., Ruysschaert, G., Vandecasteele, B. Has compost with biochar applied during the process added value over biochar or compost for increasing soil quality in an arable cropping system. Appl Soil Ecol. 156, 103706(2020).
  3. Wang, S., et al. Biochar improves soil quality and wheat yield in saline-alkali soils beyond organic fertilizer in a 3-year field trial. Environ Sci Pollut Res. 30 (7), 19097-19110 (2023).
  4. Smith, P. Soil carbon sequestration and biochar as negative emission technologies. Glob Change Biol. 22 (3), 1315-1324 (2016).
  5. Jin, X., et al. Review on the effects of biochar amendment on soil microorganisms and enzyme activity. J Soils Sediments. 24 (7), 2599-2612 (2024).
  6. Melo, L. C. A., Lehmann, J., Carneiro, J. S. daS., Camps-Arbestain, M. Biochar-based fertilizer effects on crop productivity: A meta-analysis. Plant Soil. 472 (1), 45-58 (2022).
  7. Blanco-Canqui, H. Biochar and soil physical properties. Soil Sci Soc Am J. 81 (4), 687-711 (2017).
  8. Geng, N., et al. Biochar mitigation of soil acidification and carbon sequestration is influenced by materials and temperature. Ecotoxicol Environ Saf. 232, 113241(2022).
  9. Ippolito, J. A., et al. Feedstock choice, pyrolysis temperature and type influence biochar characteristics: A comprehensive meta-data analysis review. Biochar. 2 (4), 421-438 (2020).
  10. Wei, S., et al. Influence of pyrolysis temperature and feedstock on carbon fractions of biochar produced from pyrolysis of rice straw, pine wood, pig manure and sewage sludge. Chemosphere. 218, 624-631 (2019).
  11. Oleszczuk, P., Jośko, I., Kuśmierz, M. Biochar properties regarding to contaminants content and ecotoxicological assessment. J Hazard Mater. 260, 375-382 (2013).
  12. Bolan, S., et al. Biochar modulating soil biological health: A review. Sci Total Environ. 914, 169585(2024).
  13. Baran, A., Tarnawski, M. Phytotoxkit/Phytotestkit and Microtox® as tools for toxicity assessment of sediments. Ecotoxicol Environ Saf. 98, 19-27 (2013).
  14. Novais, S. C., Gomes, N. C., Soares, A. M. V. M., Amorim, M. J. B. Antioxidant and neurotoxicity markers in the model organism Enchytraeus albidus (Oligochaeta): Mechanisms of response to atrazine, dimethoate and carbendazim. Ecotoxicology. 23 (7), 1220-1233 (2014).
  15. Kaczyńska, G., Borowik, A., Wyszkowska, J. Soil dehydrogenases as an indicator of contamination of the environment with petroleum products. Water Air Soil Pollut. 226 (11), 372(2015).
  16. Organisation for Economic Co-operation and Development. Test No. 220: Enchytraeid reproduction test. , (2016).
  17. ISO 18763:2016 - Soil quality - Determination of the toxic effects of pollutants on germination and early growth of higher plants. , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/63317.html (2016).
  18. ISO 23753-1:2019 - Soil quality - Determination of dehydrogenase activity in soils - Part 1: Method using triphenyltetrazolium chloride (TTC). , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/70145.html (2019).
  19. Carnier, R., Coscione, A. R., Delaqua, D., de Abreu, C. A. Coffee industry waste-derived biochar: Characterization and agricultural use evaluation according to Brazilian legislation. Bragantia. 80, e5721(2021).
  20. Jin, Z., et al. High-performance spent coffee grounds-based 3D microporous biochar for the efficient capture of Cd2+ via a multi-pathway mechanism. Chem Eng J. 485, 149537(2024).
  21. Batista, E. M. C. C., et al. Effect of surface and porosity of biochar on water holding capacity aiming indirectly at preservation of the Amazon biome. Sci Rep. 8 (1), 10677(2018).
  22. de Souza, L. Z. M., et al. Ecotoxicological effects of biochar obtained from spent coffee grounds. Mater Res. 25, e20220013(2022).
  23. Ahmad, A., Liu, Y., Ge, Q. Assessing environmental thresholds in relation to plant structure and nutritional value for improved maize calendar ensuring food security. Sci Total Environ. 834, 155120(2022).
  24. Martins Filho, A. P., et al. Impact of coffee biochar on carbon, microbial biomass and enzyme activities of a sandy soil cultivated with bean. An Acad Bras Cienc. 93, e20200096(2021).
  25. Giachino, A., Waldron, K. J. Copper tolerance in bacteria requires the activation of multiple accessory pathways. Mol Microbiol. 114 (3), 377-390 (2020).
  26. Sardans, J., Peñuelas, J. Potassium control of plant functions: Ecological and agricultural implications. Plants. 10 (2), 419(2021).
  27. Sorrenti, G., Masiello, C. A., Toselli, M. Biochar interferes with kiwifruit Fe-nutrition in calcareous soil. Geoderma. 272, 10-19 (2016).
  28. Jin, L., et al. Investigations of the effect of the amount of biochar on soil porosity and aggregation and crop yields on fertilized black soil in northern China. PLoS One. 15 (11), e0238883(2020).
  29. Gezahegn, S., Sain, M., Thomas, S. C. Variation in feedstock wood chemistry strongly influences biochar liming potential. Soil Syst. 3 (2), 26(2019).
  30. Yadav, R., et al. Heavy metal toxicity in earthworms and its environmental implications: A review. Environ Adv. 12, 100374(2023).
  31. Dzul-Caamal, R., Vega-López, A., Osten, J. R. Distribution of heavy metals in crop soils from an agricultural region of the Yucatan Peninsula and biochemical changes in earthworm Eisenia foetida exposed experimentally. Environ Monit Assess. 192 (6), 338(2020).
  32. Lehmann, J., et al. Biochar in climate change mitigation. Nat Geosci. 14 (12), 883-892 (2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

dodatek biowęglazdrowie glebyaktywność mikrobiologicznaaktywność dehydrogenazybiotest fitotoksycznościpH glebyretencja wodyilościowe oznaczanie bakteriitest ekotoksycznościwzrost roślin
Ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.