Artykuł metodologiczny

Hodowla roztoczy foretycznych związanych z owadami drążącymi drewno

703 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2 września 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

W tym artykule

Podsumowanie

W tym miejscu przedstawiamy protokół zakładania i utrzymywania laboratoryjnych kultur roztoczy foretycznych związanych z owadami drążącymi drewno, w tym gatunków zarówno drapieżnych, jak i grzybożernych, przy użyciu jednostki hodowlanej z konfigurowalnymi źródłami pożywienia i skalowalnymi metodami do badań eksperymentalnych lub stosowanych.

Streszczenie

Roztocza foretyczne są częstymi towarzyszami szerokiej gamy owadów drążących drewno, takich jak Coleoptera: Curculionidae i Cerambycidae. Roztocza foretyczne należą do niewielu grup organizmów zdolnych do uzyskania dostępu do miejsc rozrodu swoich gospodarzy. Organizmy te są niewielkie, tworząc ścisłe powiązania i powinowactwo do warunków biotycznych i abiotycznych w galeriach owadów drążących drewno. Ich obecność w obrębie chodników może mieć istotny wpływ na zachowanie i rozmnażanie się chrząszczy. Niektóre gatunki mogą działać jako naturalni antagoniści chrząszczy i ich mutualistycznych grzybów, zakłócając symbiotyczne relacje, które gwarantują ich sukces. Te cechy sprawiają, że roztocza foretyczne są obiecującymi kandydatami do programów kontroli biologicznej ukierunkowanych na szkodniki drążące drewno. Potrzebne są jednak powtarzalne metody hodowli tych roztoczy, aby zbadać ich podstawową biologię i ekologię oraz ocenić ich potencjał jako środków kontroli biologicznej. Pomimo ich znaczenia, obecnie nie ma szczegółowych protokołów utrzymania populacji roztoczy foretycznych w niewoli. W pracy przedstawiono praktyczne i przystępne podejście do hodowli dwóch grup roztoczy foretycznych, grzybożerców/detrytusożerców (Acari: Astigmata) (tj. Histiogaster arborsignis) i drapieżników (Acari: Mesostigmata) (tj. Proctolaelaps spp.). Proponujemy stosowanie walcowanych ziaren jęczmienia i nicieni jako źródeł pożywienia odpowiednio dla tych roztoczy. Te źródła pożywienia są praktyczne i szeroko dostępne, wymagają minimalnej konserwacji, a jednocześnie oferują ustandaryzowaną dietę dostosowaną do wymagań żywieniowych docelowych grup roztoczy. Jako matrycę regulującą wilgotność stosuje się podłoże na bazie węgla drzewnego. Ta kombinacja zapewnia zarówno zasoby pokarmowe, jak i odpowiednie mikrosiedlisko do długotrwałego utrzymania i rozmnażania tych roztoczy. Opisana metoda jest skalowalna, co umożliwia naukowcom rozbudowę jednostek hodowlanych proporcjonalnie do wielkości kolonii i wymagań eksperymentalnych. Protokół ten stanowi kluczowe narzędzie do postępu w badaniach nad ekologiczną rolą roztoczy fosforycznych. Ten zweryfikowany eksperymentalnie system zapewnia długoterminową żywotność kolonii przez kilka miesięcy i wiele pokoleń, zachowując jednocześnie zdolność adaptacji do hodowli innych taksonów roztoczy w warunkach laboratoryjnych.

Wprowadzenie

Wiele owadów drążących drewno odbywa większość swojego cyklu życiowego wewnątrz drzew, gdzie żerują i często działają jako wektory patogenów roślinnych, stanowiąc poważne zagrożenie dla rolnictwa i ekosystemów leśnych 1,2. Do najbardziej szkodliwych grup należą inwazyjne chrząszcze z rodzin Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae i Curculionidae, które są powiązane z rozległą śmiertelnością drzew i stratami ekonomicznymi na całym świecie3. Floryda jest domem dla ponad 35 gatunków chrząszczy ambrozji (Coleoptera: Curculionidae), z których co najmniej 15 atakuje drzewa awokado 4,5. Gatunki pospolite w sadach to Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) i Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), często współwystępujące na tym samym drzewie 4,6. Chrząszcze te są szkodliwe przede wszystkim dlatego, że przenoszą grzyby symbiotyczne, z których niektóre są chorobotwórcze dla roślin7. Najpoważniejszym patogenem jest Harringtonia lauricola, czynnik wywołujący więdnięcie lauru, wprowadzony do USA wraz z głównym wektorem, Xyleborus glabratus Eichhoff, około 2002 roku 8,9. Więdnięcie wawrzynu zdewastowało przemysł awokado na Florydzie i rodzime wawrzynacze, zabijając ponad pół miliarda drzew10,11. Co więcej, H. lauricola występuje obecnie w połączeniu z wieloma gatunkami chrząszczy ambrozji, które funkcjonują jako alternatywne wektory w systemach awokado, w których X. glabratus jest rzadki 4,12.

Roztocza (Acari) to bardzo zróżnicowane stawonogi zajmujące szeroki zakres nisz ekologicznych. Wśród nich kilka grup jest coraz częściej rozpoznawanych ze względu na ich potencjał jako środków kontroli biologicznej ze względu na ich drapieżne zachowanie, wysokie wskaźniki reprodukcji i zdolność do rozwoju w różnych środowiskach, w tym w glebie, na powierzchniach roślin i przechowywanych produktach. Ich zdolność do tłumienia epidemii szkodników w szklarniach, szkółkach i na polach uprawnych podkreśla ich znaczenie w programach integrowanej ochrony przed szkodnikami (IPM)13,14. Na przykład rodzina Phytoseiidae obejmuje kilka gatunków o dużym znaczeniu dla kontroli biologicznej, w szczególności Neoseiulus californicus Berlese i Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, które są szeroko stosowane do zwalczania przędziorków (Acari: Tetranychidae) i wciornastków w uprawach szklarniowych i polowych15. Podobnie roztocz Stratiolaelaps scimitus jest środkiem kontroli biologicznej zwalczającym szkodniki żyjące w glebie, takie jak larwy komarów i poczwarki wciornastków, i jest szeroko stosowany w programach integrowanej ochrony przed szkodnikami16. Roztocza foretyczne stanowią w tym kontekście obiecującą grupę. Roztocza te polegają na tymczasowych związkach ze swoimi żywicielami w celu rozprzestrzeniania się i często znajdują się w galeriach lub komorach lęgowych owadów drążących drewno, takich jak kora i chrząszcze ambrozji 17,18,19.

Różnorodność roztoczy foretycznych rozciąga się zarówno na morfologię, jak i ekologię. Niektóre wykazują grzybożerne i detrytusożerne zachowania żywieniowe, podczas gdy inne są drapieżne. Biorąc pod uwagę ich bliskość z gospodarzami, roztocza foretyczne mogą bezpośrednio tłumić populacje owadów poprzez żerowanie na jajach i larwach, poprzez fizyczne ich upośledzanie lub pośrednio, poprzez zakłócanie symbiotycznych związków owadów drążących drewno 20,21,22,23.

Pomimo rosnącego zainteresowania roztoczami i ich potencjalnymi środkami kontroli biologicznej, opracowanie protokołów hodowli dla nich pozostaje ograniczone. Niektóre badania opisują metody hodowli wolno żyjących drapieżnych roztoczy (Acari: Mesostigmata)24,25; Jednak w opisach często brakuje instrukcji dotyczących początkowego zakładania kolonii roztoczy, co stanowi wyzwanie dla nowych akarologów. Obecnie nie są dostępne żadne ustalone protokoły utrzymywania długoterminowych kolonii laboratoryjnych lub hodowli roztoczy foretycznych do użytku eksperymentalnego. Protokół przedstawiony w tym badaniu wypełnia tę lukę, oferując praktyczną, skalowalną i powtarzalną metodę hodowli zarówno roztoczy drapieżnych (tj. Mesostigmata), jak i grzybożerców/detrytusożerców (tj. Astigmata). Chociaż protokół jest opisany w kontekście roztoczy fosforycznych, ma szerokie zastosowanie do innych roztoczy i może być łatwo dostosowany do różnych celów badawczych. Na przykład roztocza Astigmata hodowane tą metodą mogą służyć jako fikcyjna zdobycz dla drapieżnych roztoczy26,27.

Badanie to miało na celu opracowanie i ocenę znormalizowanego protokołu hodowli roztoczy foretycznych, przy założeniu, że szeroko stosowana kombinacja substratu i diety może wspierać trwałe przetrwanie i reprodukcję w różnych taksonach roztoczy (Mesostigmata i Astigmata).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opisany tutaj protokół jest ulepszoną adaptacją poprzednich opisów technik masowego chowu stawonogów glebowych24,25. Obejmuje również nową metodę masowej hodowli roztoczy grzybożerców/detrytusożerców (tj. Astigmata) przy użyciu plastikowych toreb nadających się do sterylizacji w autoklawie. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie podłoża jednostki hodowlanej

  1. Rozpoczynając hodowlę z 1-5 roztoczami, użyj zakręcanego słoika z pokrywką o pojemności 5 ml, aby ułatwić wizualizację roztoczy podczas zakładania kolonii. Aby poznać początkowy rozmiar słoika, oblicz około 20 roztoczy na objętość pojemnika 30 ml.
    UWAGA: Na przykład, rozpoczynając hodowlę z 5-20 roztoczami, użyj przezroczystego słoika o pojemności 30 ml lub mniejszej, z zakręcaną pokrywką. Rozpoczynając hodowlę z 20-40 roztoczami, użyj następnego rozmiaru słoika (60 ml).
  2. Przygotować suchą mieszankę 90 g gipsu paryskiego i 10 g sproszkowanego węgla aktywnego (9:1) w zlewce autoklawowalnej o pojemności 500 ml. Mieszaj proszek aż do całkowitego wymieszania przed autoklawowaniem.
  3. Przykryj zlewkę folią aluminiową, aby zapobiec przedostawaniu się wody do pojemnika podczas procesu autoklawowania.
  4. Przygotuj mieszaninę organicznych kawałków kory i mchu torfowca (2:1) w zlewce, którą można sterylizować w autoklawie. Przygotuj tyle, aby przykryć około połowy pojemnika do hodowli.
    UWAGA: Na przykład, przygotowując pojemnik o pojemności 120 ml, należy przygotować około 60 ml substratu.
  5. Przykryj zlewkę folią aluminiową, aby zapobiec przedostawaniu się wody do pojemnika podczas procesu autoklawowania.
  6. Wlać 500 ml wody destylowanej do zlewki nadającej się do sterylizacji w autoklawie.
  7. Przykryj zlewkę folią aluminiową.
  8. Suchą mieszankę, mieszaninę kory i mchu należy przelać w autoklawie w oddzielnych przykrytych zlewkach. Ustaw autoklaw na 30 minut w temperaturze 121 °C i 15 psi, z 30-minutowym czasem schnięcia.
  9. Pozostawić materiały do ostygnięcia do temperatury pokojowej (25 °C) przez około 1 godzinę. Pozostaw wszystkie materiały przykryte folią na czas schładzania.
  10. Po ostygnięciu wlej jednorazowo 50 ml autoklawizowanej wody destylowanej do mieszanki węgla aktywnego i gipsu, mieszając mieszankę za każdym razem, gdy dodaje się więcej wody. Powtarzaj proces, aż uzyskasz kremową konsystencję (idealna konsystencja jest podobna do majonezu).
  11. Natychmiast wlej mieszaninę na dno słoika i delikatnie postukaj nią kilka razy o płaską powierzchnię, aby wyeliminować pęcherzyki powietrza. Wlej tyle, aby utworzyć 1 cm warstwę mieszanki.
    UWAGA: Jeśli używasz słoika mniejszego niż 30 ml, dostosuj grubość warstwy do około 25% wysokości słoika.
  12. Poczekaj, aż mieszanina całkowicie wyschnie (około 6 godzin) (Rysunek 1A,B).
  13. Dodaj wodę destylowaną do dolnej warstwy, aż zmieni kolor na ciemnoszary. Dodaj tyle wody, aby nasycić tę warstwę bez zwilżania powierzchni. W przypadku wylania nadmiernej ilości wody użyj kawałka ręcznika papierowego, aby wchłonąć nadmiar wody.
  14. Dodać autoklawowaną mieszaninę organicznych kawałków kory i mchu torfowca (2:1) do jednostki hodowlanej. Dodaj tyle, aby pokryć połowę lub mniej jednostki hodowlanej (Rysunek 1C).
    UWAGA: Jeśli rozpoczynasz hodowlę z 1-5 roztoczami, dodaj pojedynczy mały kawałek kory i/lub pasmo mchu torfowca , aby ułatwić wizualizację roztoczy podczas zakładania kolonii (ryc. 2A).

2. Przygotowanie wentylowanej pokrywy

  1. Wywierć otwór w środku pokrywki słoika. W przypadku słoika o pojemności 30 ml wywierć otwór o średnicy 1 cm. W przypadku większych pojemników należy zwiększać rozmiar otworu w tempie około 2 mm średnicy na każde 30 ml wzrostu objętości pojemnika (tj. otwór o średnicy 1,2 mm dla pojemnika 60 ml, 1,4 mm dla pojemnika 90 ml itp.).
    UWAGA: W przypadku używania słoika mniejszego niż 30 ml nie zaleca się wiercenia otworu w pokrywce, ponieważ podłoże szybko wyschnie (Rysunek 2B). Upewnij się, że pojemnik jest otwierany co 2 dni w celu wymiany powietrza.
  2. Użyj gorącego kleju, aby przymocować siatkę odporną na roztocza (otwór 80 μm lub mniej) na górze otworu. Nałóż gorący klej wokół otworu po obu stronach pokrywy, aby upewnić się, że wszystkie szczeliny są zakryte (Rysunek 1D).

3. Źródło pożywienia i przenoszenie roztoczy foretycznych

  1. Małe plamy (około 20% powierzchni) zdobyczy/produktów spożywczych należy umieszczać oddzielnie w jednostce hodowlanej.
    UWAGA: Określ źródło pożywienia na podstawie nawyków żywieniowych hodowanego roztocza. W przypadku drapieżnych roztoczy (tj. Mesostigmata) należy zaoferować nicienie i/lub larwy i jaja roztoczy Astigmata (tj. Aleuroglyphus ovatus lubThyreophagus entomophagus)27. Najbardziej dostępnym i łatwym w hodowli nicieniem do karmienia drapieżnych roztoczy są mikrorobaki (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), łatwo dostępny w handlu do stosowania jako źródło pożywienia dla narybku. Alternatywnie można wykorzystać dostępne w handlu nicienie entomopatogeniczne, takie jak Steinernema spp. i Heterorhabditis spp.28. W przypadku grzybożerców/detrytusożerców (np. Astigmata) podawaj walcowane ziarna jęczmienia i płatki owsiane.
  2. Przenieś roztocza do jednostki hodowlanej za pomocą drobnego pędzla.
  3. Oznacz kultury. Wpisz nazwy naukowe i zwyczajowe (jeśli są dostępne), datę, miejsce kolekcji i gospodarza.
  4. Po 24 godzinach obserwuj roztocza pod mikroskopem stereoskopowym, aby określić, jaka zdobycz/produkt spożywczy jest przez nie preferowany.
  5. Przechowywać kultury w zakresie temperatur 25-27 °C w całkowitej ciemności.

4. Zbieranie żywicieli i roztoczy foretycznych

  1. Wybierz i zlokalizuj hosty foretyczne. Wiele chrząszczy drążących drewno i innych owadów służy jako foretyczny żywiciel roztoczy. Rozpoznaj obszary i określone nisze ekologiczne zajmowane przez żywiciela foretycznego.
  2. Zbieraj żywicieli stosując metody, które pozwalają roztoczom foretycznym pozostać przy życiu po zebraniu, takie jak nęcenie, pułapkowanie, zbieranie sieci i/lub zbieranie ręczne. Unikaj używania środków zabijających.
    UWAGA: Metoda zbierania będzie zależeć od hosta foretycznego. Na przykład korniki i chrząszcze ambrozji można zbierać za pomocą pułapek lejkowych Lindgren, ręcznie kopiąc kłody lub umieszczając porażone kłody w pojemnikach, które służą jako komory wynurzające29.
  3. Przenieś gospodarzy foretycznych do laboratorium.
  4. Użyj mikroskopu stereoskopowego (40-200x), aby zlokalizować roztocza foretyczne na ciele gospodarza.
    UWAGA: Roztocza foretyczne są powszechnie przyczepiane do skrzydeł chrząszcza (elytra), miękkiego naskórka (tj. między segmentami nogi i ciała), klatki piersiowej i pod elytrą.
  5. Po przygotowaniu jednostki hodowlanej (zgodnie z krokiem 2, krokiem 3 i krokiem 4) ostrożnie usuń roztocza z ciała gospodarzy za pomocą cienkiego pędzla.
  6. Zbadaj zebrane osobniki pod mikroskopem stereoskopowym (40-200×), aby sprawdzić, czy wszystkie roztocza dodane do jednostki hodowlanej są morfologicznie jednolite. W przypadku wykrycia wielu morfotypów należy je rozdzielić i ustalić indywidualne jednostki hodowlane dla każdego odrębnego morfotypu.
  7. Przenieś roztocza foretyczne do jednostki hodowlanej za pomocą drobnego pędzla.

5. Utrzymanie kultury

  1. Obserwuj kultury pod mikroskopem stereoskopowym (40-200×) co 2 dni. Sprawdź, czy nie ma oznak zanieczyszczenia sporofitami (pleśnią), innymi roztoczami i bakteriami.
  2. Ręcznie wyeliminuj zanieczyszczenie za pomocą wysterylizowanego narzędzia, takiego jak kleszcze. Małe narośla pleśni można zwalczać, delikatnie nakładając 70% EtOH bezpośrednio na strzępki za pomocą pędzla. Wyeliminuj wszelkie nierozpoznane roztocza.
    UWAGA: Niektóre etapy życia roztoczy wyglądają morfologicznie inaczej niż inne. Na przykład wiele roztoczy astigmatidae wytwarza deutonyfy foretyczne (hypopi), które nie przypominają innych etapów życia. Zapoznaj się z literaturą pod kątem różnic morfologicznych między etapami życia hodowanych roztoczy.
  3. Uzupełnij źródło pożywienia. Dodaj tylko tyle pokarmu, aby można go było spożyć przed następną konserwacją hodowli, aby uniknąć zanieczyszczenia jednostki hodowlanej.
  4. Dodaj wodę destylowaną na dno jednostki doświadczalnej, aby utrzymać wysoką wilgotność (>75%). Użyj pipety, aby dodawać wodę w odstępach co 1 ml. Dodaj tyle wody, aby nasycić tę warstwę bez zwilżania powierzchni (połysku). Jeśli powierzchnia stanie się nadmiernie wilgotna, użyj ręcznika papierowego, aby wchłonąć nadmiar wody, aż powierzchnia stanie się nieprzezroczysta.
    UWAGA: Gdy warstwa wchłonie wodę, zmieni kolor na ciemnoszary.
  5. Raz w tygodniu delikatnie potrząśnij jednostką hodowlaną, aby uniknąć zagęszczenia podłoża. Ten krok jest ważny w przypadku kultur przechowywanych w pojemnikach o pojemności powyżej 500 ml.

6. Zwiększanie skali drapieżnych kultur roztoczy foretycznych

  1. Po 2-4 tygodniach od założenia kultury lub gdy kultura jest nasycona roztoczami, przygotuj większy słoik wyposażony w zdobycz, postępując zgodnie z krokami opisanymi powyżej. Aby poznać rozmiar potrzebnego słoika, oszacuj liczbę przenoszonych roztoczy i zastosuj zasadę 20 roztoczy na 30 ml.
    UWAGA: Gdy kultura zostanie nasycona roztoczami, zaczną one pełzać po podłożu, a także po pokrywie. Zazwyczaj jest to czas na przeskalowanie kultury do większego pojemnika.
  2. Przenieś całe podłoże z roztoczami ze starego słoika do nowego.
  3. Odwróć stary słoik do góry nogami nad nowym słoikiem i postukaj w dno, aby usunąć roztocza ze starej areny na nową jednostkę hodowlaną.
  4. Jeśli w starym słoiku pozostała znaczna liczba roztoczy, przenieś je ręcznie za pomocą drobnego pędzla.

7. Zwiększenie skali kultur grzybożerców/detrytusożerców w celu masowej hodowli plastikowych toreb

UWAGA: Ponieważ roztocza grzybożercze/detrytusożerne zjadają ziarna, ich rozstęp i rozkładająca się materia organiczna mogą szybko zanieczyścić podłoże hodowlane, powodując szkodliwe warunki dla roztoczy. Dlatego zaleca się małe jednostki hodowlane, do słoika o pojemności 120 ml, w celu utrzymania małych kolonii grzybożernych roztoczy. Do zwiększania skali lub masowej hodowli grzybożernych roztoczy zaleca się sterylizowanie w autoklawie worków ze zwiniętym jęczmieniem.

  1. Dodaj 100 g zwiniętego jęczmienia lub owsa do filtrowanej torebki autoklawowalnej o wymiarach 19 cm x 19 cm x 32 cm (powszechnie używanej do uprawy grzybów) (ryc. 3).
  2. Dodaj 25 ml wody destylowanej do ziaren.
  3. Zamknij worek luźno, aby nie pękł w autoklawie.
  4. Autoklaw worka w cyklu Liquid 30 (121 °C).
  5. Poczekaj, aż ziarna całkowicie ostygną przed wprowadzeniem roztoczy.
    UWAGA: Ziarna po autoklawie powinny być miękkie i wilgotne. Początkowa ilość wody może zależeć od rodzaju i marki ziarna, ze względu na różnice w sposobie ich przetwarzania. Objętość wody dodawanej do ziaren można regulować, zwiększając ją lub zmniejszając o 5-10 ml w stosunku do zalecenia protokołu (25 ml). Na przykład, jeśli ziarna wyglądają na całkowicie suche, dodaj dodatkowe 5-10 ml wody przed autoklawowaniem. Jeśli na dnie worka znajduje się widoczna woda, zmniejsz ilość wody dodawanej przed autoklawowaniem o 5-10 ml.
  6. Przenieś roztocza ze słoika hodowlanego do torby. Użyj małej łyżeczki lub jej odpowiednika, aby nabrać mieszankę wszystkich etapów życia z powierzchni. Przenieś tylko roztocza z podłożem zbożowym. Nie przenoś kawałków kory i mchu torfowca , ponieważ są one źródłem zanieczyszczenia pleśnią.
  7. Zamknij worek za pomocą zgrzewarki do worków foliowych.
  8. Przechowywać kultury w zakresie temperatur 25-27 °C, najlepiej w ciemności.

8. Utrzymanie kultur grzybożerców/detrytusożerców w plastikowych torebkach

  1. Gdy roztocza zjadają ziarna, zamieniają się one w proszek i mają tendencję do zagęszczania się. Mieszaj worki dwa razy w tygodniu, aby upewnić się, że podłoże spożywcze jest napowietrzone i wymieszane.
  2. Gdy większość (>75%) ziaren zostanie zużyta lub jeśli występuje zanieczyszczenie grzybami lub bakteriami, przygotuj nową torbę zgodnie z krokiem 8.
  3. Przenieś roztocza do nowej torby. Upewnij się, że przenosisz sproszkowane podłoże, ponieważ będzie ono miało najwyższe stężenie roztoczy.
    UWAGA: Czas, w którym roztocza należy pozostawić w torbie przed przeniesieniem do nowej, będzie zależał od gatunku roztoczy, o którym mowa, początkowej liczby wprowadzonych roztoczy i temperatury, w której są trzymane. W większości przypadków worki wytrzymają około trzech tygodni, zanim będą musiały zostać wymienione.

9. Comiesięczny przegląd kolonii

  1. Raz w miesiącu przygotuj preparaty mikroskopowe z 5-10 dorosłymi roztoczami w kolonii przy użyciu pożywkiHoyera 30.
  2. Sprawdź próbki pod mikroskopem (400-1000x), aby upewnić się, że hodowane gatunki roztoczy nie zostały zastąpione przez zanieczyszczenie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół opisany w tym manuskrypcie skutecznie wspierał wzrost i rozmnażanie dwóch drapieżnych gatunków roztoczy, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) i Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae) oraz gatunku grzybożerców/detrytusożerców, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), w warunkach laboratoryjnych. Dla każdego gatunku roztoczy przygotowano dziesięć kolonii (powtórzeń). Każda kolonia została zainicjowana z pięcioma osobnikami trzymanymi w halach o pojemności 5 ml ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsze badanie pokazuje, że proponowany protokół hodowli skutecznie wspierał przetrwanie i rozmnażanie zarówno drapieżnych roztoczy (Lasioseius safroi i Proctolaelaps sp.), jak i gatunków grzybożernych/detrytusożernych (Histiogaster arborsignis) w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych. W ciągu 14 dni odnotowano znaczny wzrost populacji, przy czym średnia wielkość kolonii przekroczyła 200 osobników po przejściu z mL na 120 ml aren. Wyniki te potwierdzają solidność protokołu i podkreślają j...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Częściowo badania te były wspierane przez Krajowy System Odzyskiwania Chorób Roślin w ramach wewnętrznego projektu USDA (5010-22410-024-00-D) i grantu USDA NIFA 2024-51181-43302.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przezroczyste pojemniki 5 ml z pokrywkąAmazonka - Medsuo‎ Y-ZS-11-299
Szczegół Zestaw cienkich pędzli malarskich 6 szt.Amazonka - TransonSJGGX6 powiedział:
Codzienna folia aluminiowa Chusta Reynoldsahttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?_source=1&_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Impulsowa zgrzewarka do worków termicznychAmazonka - runruii619438296390
Multi Filter Strips Autoklawowalny worekAmazonka - Worki z mikroworkiemB076C2KTMD
Organiczny węgiel aktywny kokosowy (proszek) spożywczyAmazonka - Belle ChemicalKlimatyzacja - 01
Tynk Paryża (proszek)DAP10318
Kora ReptiZoo MedZobacz materiał RB4
Płatki jęczmienne rolowaneAmazonka - Farmy Mulberry LaneB015EURFTY
Płatki owsianeKwakier30000562314
Mech torfowiecAmazonka - RiareB0B1TCJQ6R
Drut tkany ze stali nierdzewnej 200 oczekTIMESETL (CZAS DZIAŁANIA)TXJ-484-Stany Zjednoczone
Steris Amsco Lab 250Steris powiedział:RSLAB250
Walter Worm - Panagrellus silusioides KulturaAmazonka - Żaby JoshaB08XY3LM46
Plastikowe słoiki z szerokimi ustami okrągłe przezroczyste z czarnymi pokrywkamiAmazonka - Wieczna chwila734172973182Dostępne od 30 do 250 ml

Bibliografia

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hodowla roztoczybiologiczna kontrolazachowanie chrz szczysymbioza grzybowapod o e z w gla gipsowegodieta oparta na ziarnach j czmieniaerowanie nicieniutrzymanie kolonii laboratoryjnych

Powiązane artykuły