Artykuł badawczy

Zasilana bateriami homeotermiczna podkładka grzewcza do utrzymania temperatury rdzenia u myszy i szczurów

DOI:

10.3791/69074

⸱

10 października 2025

 ,  , 
1Department of Physiology & Biophysics, Miller School of Medicine, University of Miami, 2Department of Otolaryngology, Miller School of Medicine, University of Miami

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Raport opisuje budowę i zastosowanie taniej, łatwej w złożeniu, przenośnej poduszki grzewczej dla znieczulonych małych ssaków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Znieczulenie obniża temperaturę ciała rdzenia, co poważnie obniża stan fizjologiczny zwierzęcia doświadczalnego. Co ważne, hipotermia zmienia wiele aspektów funkcji nerwowych. Podczas rejestrowania aktywności układu nerwowego u znieczulonych zwierząt temperatura rdzenia zwierzęcia musi zostać ustabilizowana. Chociaż komercyjne poduszki grzewcze dla małych zwierząt są łatwo dostępne, zazwyczaj są drogie, dość nieporęczne i wymagają przewodów zasilających oraz źródła 120/240V. W konsekwencji transport znieczulonego zwierzęcia z jednego miejsca (np. sala operacyjna) do innego (np. aparat obrazowy) wymaga przesuwania przewodów zasilających. Co więcej, urządzenia komercyjne nie zawsze są kompatybilne z niestandardowymi ramkami stereotaksyjnymi, stołami mikroskopowymi czy pudełkami na przechowywanie. Raport opisuje tanią, zasilaną bateriami i kontrolowaną temperaturą podpodłogę grzewczą dla myszy i szczurów oraz dokumentuje jej ważność i użyteczność. Urządzenie monitoruje temperaturę rdzenia zwierzęcia na stałe i automatycznie dostosowuje poduszkę grzewczą, aby utrzymać normotermię. Można go zbudować w mniej niż 30 minut, komponenty są łatwo dostępne, a koszt wynosi mniej niż 100 dolarów. Urządzenie jest przenośne, co ułatwia badania przeprowadzające procedury takie jak przygotowania chirurgiczne w jednym miejscu oraz transport znieczulonego zwierzęcia do innego miejsca w celu rejestracji eksperymentalnych. Urządzenie może utrzymać znieczuloną mysz w normotermicznym stanie ±0,7° przez ponad 6 godzin bez dodatkowego ciepła (np. lampy grzewczej), mimo różnicy >15° między temperaturą otoczenia a temperaturą ciała rdzenia. Raport pokazuje, jak podkładka grzewcza może być wykorzystywana do obrazowania in vivo aktywności neuronalnej przez dłuższy czas u myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Współczesne metody badania aktywności nerwowej in vivo w mózgach myszy i szczurów wykorzystują zaawansowane techniki obrazowania funkcjonalnego i/lub wieloelektrodowe matryce 1,2,3,4. W wielu takich badaniach zwierzę doświadczalne jest głęboko uśpione lub przebywa w planie znieczulenia chirurgicznego. Jednak powszechnie wiadomo, że znieczulenie unieruchamia termoregulację u zwierząt; Temperatura rdzenia zwierzęcia znieczulonego gwałtownie spada. Na przykład u szczurów i myszy wstrzyknięcie dotkliwkowe powszechnie stosowanego środka znieczulającego, ketaminy, szybko prowadzi do hipotermii 5,6,7. Rzeczywiście, hipotermia utrudnia znieczulenie ogólne zarówno u ludzi, jak i u gryzoni 8,9,10,11. W związku z tym urządzenie utrzymujące temperaturę ciała rdzenia zwierzęcia jest niezbędne do szerokiego zakresu eksperymentów na zwierzętach znieczulonych: 12,13,14,15,16,17,18.

Hipotermia to szczególny problem w neurobiologii. Niska temperatura wpływa na mózg i funkcje neuronów na kilka sposobów. Łagodna hipotermia podczas znieczulenia wzmacnia barierę krew-mózg przed eksperymentalnymi uszkodzeniami, takimi jak perfuzja roztworami hiperosmolarnymi19; Cięższa hipotermia zaburza barierę krew-mózg20. Hipotermia zmniejsza prędkość przewodzenia nerwów w nerwachcentralnych 21 iobwodowych 22 oraz zmienia wiele aspektów transmisji synaptycznej23,24 (por. u zwierząt zimnocieplnych25). Jasne jest, że utrzymanie temperatury ciała ciała zwierzęcia doświadczalnego jest kluczowe przy badaniu aktywności neuronów, podkreślając znaczenie jakiejś formy urządzenia grzewczego, zwłaszcza u zwierząt znieczulonych.

Dostępnych jest kilka komercyjnie dostępnych podkładek grzewczych dla małych zwierząt, z których wiele posiada sterowniki z czujnikiem temperatury, które pozwalają utrzymać zwierzę w stałej temperaturze rdzenia 26,27,28,29,30,31,32. Te komercyjne urządzenia są niezawodne i stabilne, a często nieporęczne i kosztowne. Opisano inne, bardziej wyspecjalizowane domowe urządzenia grzewcze dla gryzoni, ale mają ograniczone zastosowanie do ogólnego użytku 33,34,35,36,37. Ponadto powszechnie dostępne domowe urządzenia grzewcze mają zasilania, które muszą być podłączone do gniazdka 120 V lub 240 V. Te czynniki mogą być ograniczające. Wymóg zasilania 120/240 V może być szczególnie uciążliwy, jeśli zwierzę jest chirurgicznie przygotowywane do eksperymentów w innym miejscu niż faktyczne nagranie. Transport preparatu, nawet na krótką odległość, wymaga przeniesienia kontrolera/zasilacza i kabla zasilającego. Ponadto zasilacze/kontrolery podkładów grzewczych mogą wprowadzać szum w nagraniach elektrofizjologicznych.

W badaniach z wykorzystaniem in vivo funkcjonalnego obrazowania aktywności neuronów czuciowych u myszy, te problemy zostały przezwyciężone przez zaprojektowanie bardzo taniego, łatwego do wykonania i niezwykle przenośnego homeotermicznego podkładu grzewczego. Ta podkładka grzewcza zasilana jest małą baterią litowo-polimerową (LiPo), podobną do tych używanych do zasilania dronów. To urządzenie wymaga minimalnych umiejętności do skonstruowania. Wszystkie części to produkty gotowe do zamówienia online. Jedynymi potrzebnymi narzędziami są mały śrubokręt, lutownica i obcinacz do drutu/zdejmownik. Całkowity koszt znacznie poniżej 100 dolarów, a cała budowa zajmuje mniej niż 30 minut. Niewielki rozmiar i elastyczne ułożenie jego elementów sprawiają, że homeotermiczna platforma grzewcza jest łatwo adaptowalna do niestandardowej ramy stereotaksyjnej, platform nagrywających, klatek obserwacyjnych lub, jak w tym raporcie, etapu pionowego mikroskopu konfokalnego.

Chociaż ten homeotermiczny podkład grzewczy był szeroko stosowany do obrazowania wapnia in vivo aktywności neuronów w chirurgicznie eksponowanych zwojach czuciowych czaszki 38,39, każde badanie z uśpionymi lub znieczulonymi małymi gryzoniami skorzystałoby na tym urządzeniu. Doświadczenie pokazuje, że zasilana w pełni naładowanymi bateriami LiPo, poduszka grzewcza utrzymuje stabilną temperaturę ciała znieczulonej myszy przez ponad 6 godzin.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie elementy potrzebne do wykonania poduszki grzewcze są dostępne komercyjnie. Użycie myszy oraz wszystkie opisane procedury zwierzęce w celu weryfikacji tego protokołu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użycia Zwierząt Uniwersytetu Miami (IACUC) w IPROTO202200000139. Zwierzęta użyte do testów i weryfikacji tego urządzenia to myszy C57BL/6, 18-30 g obu płci. Myszy specjalnie do obrazowania wapnia były transgenicznymi myszami ekspresyjnymi GCaMP6 w neuronach czuciowych. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Narzędzia do montażu

Potrzebne narzędzia to mały, szczelinowy śrubokręt (np. głowica 2 mm), lutownica oraz przecinka/zdzierajca do drutu.

2. Montaż poduszki grzewczej

Elementy potrzebne do budowy zostały rozmieszczone (Rysunek 1). Wśród nich były (A) silikonowa mata grzewcza 12V 15W o wymiarach 50 mm x 100 mm (50 mm x 100 mm to wygodny rozmiar dla myszy, natomiast większe silikonowe gumowe poduszki grzewcze są bardziej odpowiednie dla szczurów); (B) termistor z koralikami; (C) JST-XH wtyczka 2-pinowa z gniazdem męskim; (D) złącze wtyczki JST, 2-pinowe męskie z 20 przewodami AWG; (E) Bateria LiPo 7,4V 1200 mAh; (F) obwód regulatora temperatury; oraz (G) krótki odcinek przewodu podłączającego 20 AWG.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Układ części do budowy homeotermicznych poduszek grzewczych. Wśród nich były (A) silikonowa mata grzewcza 12V 15W o wymiarach 50 mm x 100 mm (50 mm x 100 mm to wygodny rozmiar dla myszy, natomiast większe silikonowe gumowe poduszki grzewcze są bardziej odpowiednie dla szczurów); (B) termistor z koralikami; (C) złącze męskie JST-XH z 2-pinowym wyważeniem wtyczki; (D) złącze wtyczki JST, 2-pinowe męskie z 20 przewodami AWG; (E) Bateria LiPo 7,4V 1200 mAh; (F) obwód regulatora temperatury; oraz (G) krótki odcinek przewodu podłączającego 20 AWG. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

Dwa wyprowadzenia silikonowej poduszki grzewcze zostały wprowadzone do zacisków #2 i #4 obwodu regulacji temperatury, a zacisków dokręcono, jak pokazano na Rysunku 2. Przewody były cynowane przed przymocowaniem do terminala płyty sterującej.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Silikonowa matka grzewcza jest podłączona do obwodu regulacji temperatury. Sonda termistorowa, która jest dołączona do obwodu regulacji temperatury, jest pokazana tutaj. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Przewody z 2-pinowej męskiej wtyczki JST były następnie podłączone do obwodu regulacji temperatury, jak pokazano na Rysunku 3. Czerwony (dodatni) przewód był podłączony do zacisku #1, a (ujemny) do zacisku #2. Między zaciskami #1 i #3 dodano krótki zworkowiec przewodu o mocy 20 Ga (Rysunek 3). Z przewodów podkładki grzewczej udało się wydobyć krótki kawałek przewodu podłączającego. Jak wyżej, przewody były cynowane przed zaciskiem na zacisku płyty sterującej.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Przewody wtyczki JST są podłączone do zacisków 1 i 2 obwodu regulacji temperatury. Czerwony przewód (dodatni) musi być podłączony do zacisku 1, a (ujemny) do zacisku 2. Zaciski 1 i 3 są połączone krótkim przewodem podłączającym. Dla jasności, silikonowe połączenia termoforów (Rysunek 2) nie są pokazane. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

3. Ustawienie termistora i sondy

Przewody wtyczki JST-XH były lutowane do termistora z kulkami. Co ważne, przewody termistora i połączenia lutownicze zostały starannie izolowane rurkami kurczliwymi, aby zapobiec zwarciu termistora. Sonda termistorowa dołączona do regulatora temperatury została odłączona, wyjęta i zastąpiona sondą termometrową z koralikiem, jak pokazano na Rysunku 4. Termistor kulkowy służył jako termiczna sonda odbytnicza do monitorowania temperatury rdzenia myszy lub szczura.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Przygotowanie termicznej sondy odbytniczej. (A) Wtyczka JST-HX jest lutowana do termistora kulki. (B) Sonda termistorowa, która jest dołączona do regulatora temperatury, zostaje usunięta. (C) Przewód termistora kulki jest podłączony do sterownika. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

4. Ostateczna integracja i montaż

Budowa została ukończona ( rysunek 5). Urządzenie było gotowe do użycia i można je było zamontować na odpowiedniej platformie do eksperymentów. Bateria LiPo była podłączona do wtyczki JST, aby zasilać sterownik. Przykład w pełni działającej jednostki pokazano na rysunku 5. W niektórych przypadkach obwód regulatora temperatury był montowany na wysokich podkładkach (np. 1" wkręty nylonowe #6) przymocowanych na czterech narożnikach. W ten sposób bateria LiPo 7,4 V mieści się zgrabnie i wygodnie pod obwodem regulatora temperatury.

figure-protocol-5
Rysunek 5: W pełni ukończone homeotermiczne urządzenie do ogrzewania, działające w pomieszczeniu o temperaturze otoczenia 22 °C. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Działanie i użytkowanie urządzenia

Aby obsługiwać domowy podkład grzewczy, na termistorze kulkowym nakładano niewielką ilość wazeliny, którą następnie delikatnie wprowadzano do odbytu znieczulonej lub uśpionej myszy. W tym raporcie 18-30 g myszy zostało znieczulonych ketaminą/ksylazyną (80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny) oraz kolejnymi dawkami przypominającymi ketaminę, aby utrzymać plany znieczulenia chirurgicznego. Sprowadzenia termistora były przyklejone taśmą do ogona zwierzęcia, aby zapobiec wysunięciu sondy. Zwierzę zostało położone na brzuchu na silikonowej poduszce grzewczej. Urządzenie było zasilane przez podłączenie baterii LiPo 7,4 V. Przycisk Ustaw na kontrolerze termostatu został naciśnięty. "H" (ogrzewanie) pojawiło się obok ustawionej temperatury. Przycisk Ustaw został ponownie naciśnięty, aby aktywować ustawienie temperatury. Przycisk Up lub Down został naciśnięty, aby zmienić ustawioną temperaturę na pożądany standard. Na przykład stosowano ustawioną temperaturę 37°. Przycisk Set był przytrzymywany przez 3 sekundy (lub przez 6 sekund nie był wciskany), po czym urządzenie stawało się w pełni operacyjne. Instrukcje ustawienia temperatury były również dołączone do specyfikacji dołączonej do obwodu regulatora temperatury.

Gdy temperatura rdzenia zwierzęcia była niższa niż ustawiona (np. 37°), przekaźnik zasilający silikonową poduszkę grzewczą zamykał się. Prąd był dostarczany do silikonowej poduszki grzewczej, zapaliła się czerwona lampka, a silikonowa podkładka zaczęła się nagrzewać, aż sonda odbytnicza przekroczyła ustawioną temperaturę o ustaloną wartość ("histerezę"; fabryczne ustawienie wynosiło 0,5°). Gdy sonda odbytnicza przekraczała ustawioną temperaturę wraz z histerezą (w tym przykładzie 37,5°), przekaźnik się otwierał, świeciła czerwona lampka, zasilanie z silikonowej poduszki grzewczej, a termofor i zwierzę zaczęły się ochładzać (zakładając temperaturę pomieszczenia < 37,5°). Gdy sonda odbytnicza spadła do ustawionej temperatury minus histereza (np. 36,5°), przekaźnik się zamykał, a energia ponownie była dostarczana do silikonowej poduszki grzewczej, aby ogrzać zwierzę. Histerezę można było ustawić, naciskając przycisk Set trzy razy i używając przycisków Up lub Down . Bardziej szczegółowe instrukcje obsługi regulatora temperatury były dołączone do urządzenia, w tym sterowanie interfejsem szeregowym, jeśli zainteresowało to użytkowników.

6. Procedury follow-up

Po zakończeniu eksperymentów opisanych w tym raporcie myszy zostały humanitarnie uśpione przedawkowaniem ketaminy,CO2 i zwichnięciem szyjki macicy. Konkretnie, zwierzętom podano 2x dawkę ketaminy, następnie CO2 z cylindra ciśnieniowego podanego przy częstotliwości 10 SCFH (standardowych stóp sześciennych na godzinę), a na końcu zwichnięcie szyjki macicy.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oceniono i zweryfikowano dwie metody homeotermicznego termoforu.

Po pierwsze, w krytycznym teście analitycznym urządzenia, mały (18,5 g) samiec myszy był poddany głębokiej znieczuleniu przez 6 godzin na podkładce grzewczej w stosunkowo chłodnym środowisku. Konkretnie, mysz została wstrzyknięta mieszanką ketaminy/ksylazyny (80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny) i przechowywana na poduszce grzewczej na otwartym powietrzu, bez osłony, w klimatyzowanym pomieszczeniu (temperatura otoczenia 20,3°). W razie potrzeby podawano zastrzyki przypominające ketaminę, aby utrzymać mysz w planie znieczulenia chirurgicznego. Mysz utrzymywała prawidłową częstotliwość oddechu przez całe 6 godzin, wahającą się od szacowanego minimum 110/min do maksimum 215/min, w zależności od czasu upływu po wstrzyku ketaminy (zgodnie z znanym wpływem ketaminy na oddychanie). Temperatura rdzenia zwierzęcia była monitorowana za pomocą termometra kulkowego urządzenia, a niezależnie od tego za pomocą komercyjnej sondy odbytniczej RET-4 (Physitemp) umieszczonej równolegle z termometrem kulkowym. Ponadto prowadzono zapis temperatury powierzchni silikonowej gumowej poduszki grzewczej, bezpośrednio pod znieczuloną myszą. Kontroler był ustawiony na 35°. Dane wskazują, że temperatura rdzenia myszy zmieniała się mniej niż o 1,3° przez 6 godzin, mimo różnicy 15° między temperaturą otoczenia (20°) a ustaloną temperaturą rdzenia (35°) (Rysunek 6). Co ważne, temperatura rdzenia myszy utrzymywała się na poziomie 35±0,6° bez dodatkowego urządzenia grzewczego (lampy grzewczej, koca itp.). Bateria LiPo została wymieniona raz w ciągu 6 godzin.

figure-results-1
Rysunek 6: Walidacja homeotermicznego termoforu. Znieczulona mysz była przechowywana na platformie w otwartym pomieszczeniu (temperatura otoczenia, 20 °C) bez żadnego innego źródła ciepła przez 6 godzin. Urządzenie zostało ustawione tak, aby utrzymywać temperaturę rdzenia myszy na poziomie 35 °C. (A) Eksperymentalny układ. (B) Temperatury rejestrowane przez termistor odbytniczą kulki (reprezentowane przez czerwone kropki); przez niezależną sondę odbytniczą RET-4 (Physitemp) (reprezentowaną fioletowymi kropkami); oraz osobną sondą temperaturową umieszczoną na silikonowej poduszce grzewczej pod myszą (przedstawioną przez kropki z czarnymi okręgami). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Po drugie, zasilana bateriami podkładka grzewcza jest szeroko wykorzystywana do in vivo skanowania konfokalnego wapnia aktywności zwoli czuciowych u myszy transgenicznych wyrażających GCaMP6 w neuronach czuciowych 38,39. Eksperymenty zazwyczaj trwają 6 godzin lub dłużej, a mysz pozostaje w planie znieczulenia chirurgicznego przez cały czas. Doświadczenie wykazało, że utrzymanie temperatury rdzenia myszy na poziomie 31,5 °C podczas przygotowań chirurgicznych i obrazowania jest optymalne. Przygotowanie chirurgiczne polega na jednostronnym odsłonieniu zwoji trójdzielnych i/lub kolewowych u głęboko znieczulonych myszy. Operacja ta przeprowadza się w osobnym pomieszczeniu od miejsca badania obrazowego, wymagając transportu znieczulonej myszy zamocowanej na specjalnie zbudowanym urządzeniu stereotaksyjnym z podkładką grzewczą na odległość około 40 m. Temperatura otoczenia w pomieszczeniu waha się od 20 do 24 °C. Temperatura rdzenia myszy, mierzona sondą do temperatury odbytniczej (termistorem kulkowym), pozostaje stała, a zwierzę pozostaje w stabilnym stanie fizjologicznym przez całe 6+ godziny bez dodatkowego ogrzewania. Aktywność neuronalna pozostaje solidna (rysunek 7), potwierdzając niezawodność zasilanej bateriami podkładki grzewczej, która utrzymuje zwierzę w normotermicznym charakterze.

figure-results-2
Rysunek 7: Podkładka grzewcza używana podczas obrazowania aktywności neuronalnej in vivo.Podkładka grzewcza utrzymuje stabilną temperaturę rdzenia znieczulonej myszy i umożliwia solidne, wiarygodne rejestrowanie aktywności neuronów przez kilka godzin. (A) Widok przedstawiający mysz umieszczoną na podkładce grzewczej, jej głowicę stabilizowaną za pomocą specjalnie wykonanego uchwytu pod obiektywem 20x na dużą odległość mikroskopu konfokalnego. Jak pokazano tutaj, temperatura rdzenia myszy jest utrzymwana na poziomie 31,5 °C podczas obrazowania. Laser skanujący (488 nm) oświetla chirurgicznie odsłonięty zwoj genikulatny i obrazuje aktywność wywołaną smakiem w neuronach czuciowych gustacyjnych wyrażających raport wrażliwy na wapń, GCaMP6s. Duży biały rozmaitość (w prawym dolnym rogu) kieruje bodźce smakowe do jamy ustnej. (B) Reprezentatywne przykłady z 5 neuronów zwojowe genikulowanych wykazujące reakcje wywołane smakiem (zmiana fluorescencji GCaMP6, ΔF/F) po 5-sekundowej prezentacji roztworu sacharozy 300 mM do jamy ustnej. Te odpowiedzi zostały sfotografowane na początku eksperymentu. Znaczniki na czerwonej linii wskazują na dostarczanie bodźców. (C) Przykłady odpowiedzi 5 różnych neuronów zwojowe zarejestrowanych 6 godzin później. Mysz była przez cały czas utrzymywana na podkładce grzewczej w chirurgicznym planie znieczulenia. Amplitudy, czas trwania i opóźnienia reakcji wywołanych przez smak są zadziwiająco podobne do tych zarejestrowanych kilka godzin wcześniej. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Testy te potwierdzają działanie regulatora homeotermicznego i jednoznacznie potwierdzają zdolność urządzenia grzewczo do utrzymywania znieczulonego gryzonia w stałej temperaturze rdzenia przez długi czas.

DOSTĘPNOŚĆ DANYCH:

Pełne tabele danych dla Rysunków 6 i 7 znajdują się w Pliku Uzupełniającym 1.

Plik uzupełniający 1: Tabele danych dla Rysunku 6 i Rysunku 7. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Raport ten opisywał małą, przenośną, zasilaną bateriami homeotermiczną poduszkę grzewczą do utrzymania normotermii u znieczulonych myszy i szczurów. Urządzenie to utrzymuje temperaturę ciała ciała głęboko znieczulonych myszy stabilną przez kilka godzin bez dodatkowego źródła ciepła, mimo dużej różnicy między temperaturą pokojową a temperaturą ciała rdzeniowego. Zilustrowano użyteczność tej poduszki grzewczej do konfokalnego obrazowania in vivo aktywności zwoji czaszki u myszy.

Wszystkie komponenty urządzenia są dostępne online. Całkowity koszt wszystkich komponentów wynosi mniej niż 100 dolarów. Do budowy jednostki używa się powszechnie dostępnych narzędzi. Do budowy urządzenia nie są wymagane specjalistyczne umiejętności, poza podstawowym. Podkładka grzewcza zasilana jest baterią LiPo o dużej pojemności, powszechnie używaną w dronach. Na koniec, całe urządzenie można złożyć w mniej niż 30 minut, gdy części są rozłożone zgodnie z opisem. Ten mały, zasilany bateriami homeotermiczny termomort jest szczególnie przydatny w sytuacjach eksperymentalnych, gdy znieczulone zwierzęta są przygotowywane w jednym miejscu (np. w sali operacyjnej) i transportowane do innego (np. do zestawu obrazowania) w celu przeprowadzenia procedur eksperymentalnych. Ponieważ urządzenie jest zasilane bateriami, nie ma kabli zasilających do odłączenia ani osobnej jednostki termokontrolera do przenoszenia. Ponadto, jako zasilanie bateryjne, nie generuje szumu elektrycznego podczas nagrań elektrofizjologicznych, co jest uciążliwym problemem w urządzeniach komercyjnych zasilanych napięciem 120/240 V. Wreszcie, poduszkę grzewczą można łatwo dostosować do niestandardowych ram stereotaksyjnych, pudeł do trzymania, klatek dla zwierząt lub innych sytuacji.

Głównym ograniczeniem termicznej podkładki grzewczej jest to, że ładowanie baterii LiPo może nie wytrzymać przez cały czas trwania eksperymentu. Zazwyczaj w pełni naładowana bateria o pojemności 1200 mAh zasila urządzenie przez 4-6 godzin, w zależności od różnicy temperatur między zwierzęciem a pomieszczeniem. Prostym rozwiązaniem jest posiadanie zapasowej baterii pod ręką i/lub użycie większej pojemności 2200 mAh LiPo.

Pomimo łatwości wykonania i wygody, to urządzenie wiąże się z pułapkami. Baterie LiPo, takie jak te używane do zasilania maty grzewczej, mogą być niebezpieczne40,41. Mimo że są powszechnie używane do zasilania dronów i zabawek, baterie LiPo niosą pewne ryzyka. Co istotne, przeładowanie baterii LiPo to poważne ryzyko pożarowe42. Użytkownicy są ostrzegani, aby nie zostawiali baterii LiPo ładowanej przez noc lub dłużej. Kolejnym problemem jest możliwość przypadkowego zwarcia akumulatora podczas budowy przez przypadkowe połączenie zacisków 1 i 2 z przewodem podłączającym (Rysunek 3). Ponadto kluczowe jest utrzymanie prawidłowej polaryzacji przewodów złącza akumulatora, tak aby czerwony (dodatni) przewód był podłączony do zacisku 1, a (ujemny) przewód do zacisku 2 (rysunek 3) obwodu regulacji temperatury. Odwrócenie polaryzacji może zniszczyć obwód elektryczny. Na koniec użytkownicy są zachęcani do cynowania przewodów przed włożeniem ich do obwodu regulacji temperatury. To pomoże zapobiec przypadkowemu wyciąganiu przewodów podczas użytkowania.

Podsumowując, homeotermiczna termofora zasilana bateriami opisana tutaj w dużym stopniu przyniesie korzyści badaniom wykorzystującym znieczulone myszy lub szczury.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez granty National Institutes of Health o numerach DC018733 i DC017303

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Elektroniczny sterownik termostatuDrokhttps://www.droking.com/Digital-Temperature-Controller-DC6.0-30V-Adjustable-Temperature-with-Heating-and-Cooling-Mode-Tester?search=Temperature%20Controller& description=true9,50 dolara za sztukę
Złącze wtyczki JST 2-pinowe męskie z 20 AWGeBoothttps://www.amazon.com/dp/B01M5AHF0Z?ref_=ppx_hzsearch_conn_dt_b_fed_asin_title_1$7.19,  10 pr
JST-XH 2,54mm 1S 2-pinowy złącze włóczkowy z wyważeniem wtyczki męskiej  Elechawkhttps://www.amazon.com/dp/B07YKHV46N?psc=1& ref=ppx_yo2ov_dt_b_product_details$7.99,  5 pr
Bateria LiPo, 7,4V 1200mAh Urgenexhttps://urgenexrc.com/products/7-4v-1200mah-rc-car-battery-rechargeable-lipo-battery-with-jst-plug-1200mah-30c?srsltid=AfmBOoowx-Bx8OfWtBPB78OfJoyADUDFV9hm7fh9msRGAvQKkKuJWGOj 26,99 USD za sztukę
NTC BEAD Termistor 10KOhm 3380K NXFT15XH103FA2B025Muratahttps://www.mouser.com/ProductDetail/Murata-Electronics/NXFT15XH103FA2B025?qs=MY6wChARw2wvHNDuqPRh8A%3D%3D& utm_id=22515856461& utm_source=google& utm_medium=cpc& utm_marketing_tactic=amercorp& _source=1& _campaignid=22525919680& gbraid=0AAAAADn_wf0gqCND-9aGWrXUwlVMWV3Hk& gclid=Cj0KCQjwjdTCBhCLARIsAEu8bpJw9wURxCTvI_-xRP9WEQMbL9_vz9zB83t2Oan7POSJAM64i_GaFE4aAkRtEALw_wcB$ 0,60 każdy
Silikonowa matka grzewcza, 12V 15W 50 mm x 100 mm Dernordhttps://www.amazon.com/DERNORD-Silicone-Heating-Rubber-Flexible/dp/B0BDYBTNCD?ref_=ast_sto_dp& th=115,99 $ i nbsp; 4/PKG

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ye, Z., et al. Ultra-high density electrodes improve detection, yield, and cell type identification in neuronal recordings. bioRxiv. , (2024).
  2. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  3. Grienberger, C., Giovannucci, A., Zeiger, W., Portera-Cailliau, C. Two-photon calcium imaging of neuronal activity. Nat Re. Methods Primers. 2 (1), 1-67 (2022).
  4. Yamada, S., Wang, Y., Monai, H. Transcranial cortex-wide Ca2+ imaging for the functional mapping of cortical dynamics. Front Neurosci. 17, 1-10 (2023).
  5. Lin, M. T., Chen, C. F., Pang, I. H. Effect of Ketamine on thermoregulation in rats. Can J Physiol Pharmacol. 56 (6), 963-967 (1978).
  6. Fahim, I., Ismail, M., Osman, O. H. Role of 5-hydroxytryptamine in ketamine-induced hypothermia in the rat. Br J Pharmacol. 48 (4), 570-576 (1973).
  7. Murphy, T. J., Murnane, K. S. The serotonin 2c receptor agonist WAY-163909 attenuates ketamine-induced hypothermia in mice. Eur J Pharmacol. 842, 255-261 (2019).
  8. Wu, J., et al. Central neural circuits orchestrating thermogenesis, sleep-wakefulness states and general anesthesia states. Curr Neuropharmacol. 20 (1), 223-253 (2022).
  9. Simegn, G. D., Bayable, S. D., Fetene, M. B. Prevention and management of perioperative hypothermia in adult elective surgical patients: a systematic review. Ann Med Surg (Lond.). 72, 1-7 (2021).
  10. Lenhardt, R. Body temperature regulation and anesthesia. Handb Clin Neurol. 157, 635-644 (2018).
  11. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).
  12. Lu, J., Wang, W., Liu, H., Liu, H., Wu, H. Cisplatin induces calcium ion accumulation and hearing loss by causing functional alterations in calcium channels and exocytosis. Am J Transl Res. 11 (11), 6877-6889 (2019).
  13. De Diego-Garcia, L., Sebastian-Serrano, A., Bianchi, C., Di Lauro, C., Diaz-Hernandez, M. ATP measurement in cerebrospinal fluid using a microplate reader. Methods Mol Biol. 2041, 233-241 (2020).
  14. Lavon, H., et al. Dexmedetomidine promotes metastasis in rodent models of breast, lung, and colon cancers. Br J Anaesth. 120 (1), 188-196 (2018).
  15. Zhang, E. Q., Knight, C. G., Pang, D. S. Heating pad performance and efficacy of 2 durations of warming after isoflurane anesthesia of Sprague-Dawley rats (Rattus norvegicus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (6), 786-791 (2017).
  16. Poorman, M. E., et al. Open-source, small-animal magnetic resonance-guided focused ultrasound system. J. Ther Ultrasound. 4 (1), 22-28 (2016).
  17. Roehl, A. B., et al. Accidental renal injury by an external heating device during surgery in rats. Lab Anim. 45 (1), 45-49 (2011).
  18. Taylor, D. K. Study of two devices used to maintain normothermia in rats and mice during general anesthesia. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (5), 37-41 (2007).
  19. Chi, O. Z., Liu, X., Weiss, H. R. Effects of mild hypothermia on blood-brain barrier disruption during isoflurane or pentobarbital anesthesia. Anesthesiology. 95 (4), 933-938 (2001).
  20. Kiyatkin, E. A., Sharma, H. S. Permeability of the blood-brain barrier depends on brain temperature. Neuroscience. 161 (3), 926-939 (2009).
  21. Dibaj, P., Schomburg, E. D. In vivo recording of nerve conduction velocity of spinal CNS fibers in the mouse. Physiol Res. 66 (3), 545-548 (2017).
  22. Stecker, M. M., Baylor, K. Peripheral nerve at extreme low temperatures 1: effects of temperature on the action potential. Cryobiology. 59 (1), 1-11 (2009).
  23. Kochs, E. Electrophysiological monitoring and mild hypothermia. J Neurosurg Anesthesiol. 7 (3), 222-228 (1995).
  24. Urits, I., et al. A comprehensive update of current anesthesia perspectives on therapeutic hypothermia. Adv Ther. 36 (9), 2223-2232 (2019).
  25. Montgomery, J. C., Macdonald, J. A. Effects of temperature on nervous system: implications for behavioral performance. Am J Physiol. 259 (2 Pt 2), R191-R196 (1990).
  26. Homeothermic monitoring system - temperature controller thermostar. , Conductscience. Available at: https://conductscience.com/lab/homeothermic-monitoring-system-temperature-controller-thermostar/ (2025).
  27. Small animal heating pads & warming systems. , Kentscientific. Available at: https://www.kentscientific.com/products/warming/ (2025).
  28. Heating devices. , E-Zsystems. Available at: https://www.ezsystemsinc.com/product-category/heating-devices/ (2005).
  29. Rodent warmer x1. , Braintreescientific. Available at: https://www.braintreesci.com/temperature-measurement-control/rodent-warmer/rodent-warmer-x1/ (2025).
  30. Thermostar homeothermic monitoring system. , Bioseblab. Available at: https://www.bioseblab.com/en/bioseblab-equipment/883-1931-thermostar-homeothermic-monitoring-system.html#/664-size-s_7cm_x_10cm (2025).
  31. Stoelting warming systems. , Stoelting. Available from: https://stoeltingco.com/Neuroscience/Stoelting-Warming-Systems~10631 (2025).
  32. Animal temperature heating pad w/pid controller. , Medilumine. Available at: https://medilumine.com/product/animal-temperature-heating-pad-w-pid-controller (2025).
  33. Gilchrist, S., et al. An MRI-compatible high frequency AC resistive heating system for homeothermic maintenance in small animals. PLoS One. 11 (11), e0164920(2016).
  34. Beale, C. N., et al. Use of air-activated thermal devices during recovery after surgery in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 57 (4), 392-400 (2018).
  35. Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in guinea pigs (Cavia porcellus). J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 779-782 (2015).
  36. Chan, C. E., Hare, M. T., Martin, G. W., Gordon, C. J., Swoap, S. J. The heat is on: A device that reduces cold stress-induced tachycardia in laboratory mice. J Therm Biol. 79, 149-154 (2019).
  37. Kersemans, V., et al. A carbon-fiber sheet resistor for MR-, CT-, SPECT-, and PET-compatible temperature maintenance in small animals. Tomography. 5 (2), 274-281 (2019).
  38. Leijon, S., et al. Oral thermosensing by murine trigeminal neurons: Modulation by capsaicin, menthol and mustard oil. J Physiol. 597 (7), 2045-2061 (2019).
  39. Asencor, A. I., Dvoryanchikov, G., Makhoul, V., Tsoulfas, P., Chaudhari, N. Selectively imaging cranial sensory ganglion neurons using AAV-PHP.S. eNeuro. 9 (3), 1-14 (2022).
  40. Safety and robustness. , Anonymous. Available at: https://en.wikipedia.org/wiki/Lithium_polymer_battery#Safety (2025).
  41. Mikolajczak, C., Kahn, M., White, K., Long, R. T. Lithium-ion batteries hazard and use assessment. , Springer Science & Business Media. (2012).
  42. Ouyang, D., Liu, J., Chen, M., Wang, J. Investigation into the fire hazards of lithium-ion batteries under overcharging. Appl Sci. 7 (12), 1314(2017).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

utrzymywanie temperatury rdzeniowejznieczulone myszyznieczulone szczuryurz dzenie zasilane bateryjniekontrola temperaturyfizjologia zwierz tobrazowanie in vivofunkcja neuronalnaprzeno na mata grzewcza

Powiązane artykuły