Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Izolacja i oczyszczanie kardiomiocytów dorosłych myszy za pomocą perfuzji i sedymentacji grawitacyjnej Langendorffa

284 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69102

⸱

31 marca 2026

 ,  , 
1Deqing People's Hospital, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3Anesthesiology Department, Shanxi Provincial People's Hospital Affiliated Shanxi Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego badania jest optymalizacja i usprawnienie procedury ekstrakcji dorosłych kardiomiocytów myszy, z ostatecznym celem ulepszenia metodologii badawczej w chorobach sercowo-naczyniowych. Protokół ten efektywnie pozwala uzyskać kardiomiocyty o wysokiej żywotności i czystości w krótszym czasie przetwarzania, umożliwiając bardziej wiarygodne eksperymenty i przyspieszając postępy terapeutyczne.

Streszczenie

Choroby sercowo-naczyniowe pozostają poważnym globalnym wyzwaniem zdrowotnym, tworząc krytyczną potrzebę wiarygodnych modeli in vitro. Niniejsze badanie przedstawia zoptymalizowany protokół izolacji i hodowli dorosłych myszy kardiomiocytów, aby rozwiązać ograniczenia związane z niską żywotnością i nie-kardiomiocytami w istniejących metodach. Protokół opiera się na retrogradacyjnej perfuzji Langendorffa, wykorzystującej heparynę sodu do antykoagulacji oraz stosując kolagenazę typu II (1,2 mg/mL) do trawienia. Kardiomiocyty były oczyszczane przez sedymentację grawitacyjną i hodowane na powierzchniach pokrytych lamininą. Metoda ta konsekwentnie dawała 8,75 ± 0,36 × 105 kardiomiocytów na serce z wysokim odsetkiem komórek pręcikowych (91,2% ± 2,11%) oraz wysoką czystością (procent komórek cTNT⁺DAPI⁺ w porównaniu do komórek DAPI⁺ wynosił około 97,47% ± 1,365%), które wykazywały wyraźne struktury sarkomowe. Dzięki zapewnieniu standaryzowanej i powtarzalnej metody pozyskiwania wysokiej jakości kardiomiocytów dorosłych, protokół ten skutecznie łączy badania in vitro z patofizjologiczną istotnością, wspierając tym samym zaawansowane badania sercowo-naczyniowe.

Wprowadzenie

Choroby sercowo-naczyniowe pozostają główną przyczyną śmiertelności na całym świecie1. Kardiomiocyty, jako centralny obszar badań kardiologicznych, od dawna służą jako niezbędne narzędzia do badania fizjologii i patologii serca2. Chociaż komercyjnie dostępne linie komórkowe kardiomiocytów oraz niedawno spopularyzowane ludzkie pluripotentne kardiomiocyty pochodzenia z komórek macierzystych (hPSC-CM) oferują większe korzyści pod względem dostępności i łatwości manipulacji 3,4,5, pierwotne kardiomiocyty izolowane ex vivo wykazują lepszą korelację strukturalną i funkcjonalną z mechanizmami fizjologii i patologii serca. Dlatego opanowanie technik izolacji kardiomiocytów in vitro jest niezwykle ważne.

Kardiomiocyty wykazują wyraźne morfologiczne i funkcjonalne przemiany w trakcie rozwoju. Co istotne, komórki te zachowują potencjał proliferacyjny podczas rozwoju embrionalnego i okresu noworodka (w ciągu 7 dni od urodzenia), ale ta zdolność regeneracyjna zostaje trwale utracona po6. W wyniku dojrzewania poporodowego kardiomiocyty przechodzą znaczną morfologiczną remodelację, ostatecznie uzyskując charakterystyczny fenotyp dorosłego do 2 miesiąca życia – charakteryzując się pręcikowatą morfologią i wysoce zorganizowaną strukturą sarkomeryczną 7,8. Te cechy zależne od stadium rozwoju podkreślają kluczowe znaczenie wykorzystania kardiomiocytów dorosłych myszy do mechanistycznych badań patofizjologii serca.

Kluczowe dla rozwoju tej dziedziny jest niezawodne pozyskiwanie kardiomiocytów o wysokiej wierności, szczególnie komórek pochodzenia dorosłego, które wiernie naśladują fizjologię serca człowieka. Obecne protokoły izolacji dla kardiomiocytów dorosłych myszy napotykają na kilka uporczywych wyzwań: (i) zagrożona żywotność komórek, (ii) zróżnicowane cechy populacji oraz (iii) technicznie wymagające procedury – wszystkie te procesy wspólnie hamują postęp badań 9,10. Podkreśla to pilną potrzebę optymalizacji metod izolacji, aby osiągnąć zarówno zwiększoną wydajność, jak i czystość, zapewniając tym samym bardziej fizjologicznie istotne platformy komórkowe do badań chorób sercowo-naczyniowych.

Dzięki systematycznej optymalizacji parametrów perfuzji, protokołów trawienia enzymatycznego oraz formuł odczynników, badanie to z powodzeniem ustanowiło ulepszoną metodologię izolowania i hodowli dorosłych kardiomiocytów myszy. Zoptymalizowany protokół zapewnia kardiomiocyty o dobrze zachowanej integralności morfologicznej, charakteryzujące się wysokimi proporcjami pręcików i wyraźnie widocznymi strukturami sarkomerycznymi. Te postępy stanowią solidną platformę eksperymentalną do dogłębnych badań patofizjologii kardiomiocytów, znacząco ułatwiając badania nad chorobami sercowo-naczyniowymi skoncentrowanymi na mechanizmach komórkowych mięśnia sercowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zwierzęce w tym badaniu były ściśle wykonywane zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) zatwierdzonymi przez Komitet Etyki Szpitala Ludowego Deqing. Badanie wykorzystało 8-12-tygodniowe samce myszy C57BL/6 zakupione od GemPharmatech Co., Ltd. Wszystkie zwierzęta były trzymane w obiektach barierowych o SPF, gdzie parametry środowiskowe spełniały krajowe normy (temperatura pokoju 22 ± 2 °C, wilgotność względna 50 ± 10%, cykl światła/ciemności 12/12 godzin). W trakcie eksperymentów badanie rygorystycznie przestrzegało zasad "3R" (Zastępstwo, Redukcja, Udoskonalenie) oraz wdrażało standardowe procedury, w tym znieczulenie i analgezję, aby zminimalizować cierpienie zwierząt.

UWAGA: Krótko mówiąc, nienaruszone serce jest szybko usuwane z jamy piersiowej myszy i poddawane perfuzji wstecznej roztworem kolagenazy typu II za pomocą aparatu Langendorffa w celu enzymatycznego trawienia macierzy zewnątrzkomórkowej. Po całkowitym trawieniu tkanek zmiękczony mięśniak sercowy jest ostrożnie rozstawiany do zawiesiny pojedynczej komórki. Powstała zawiesina komórkowa jest sekwencyjnie filtrowana w celu usunięcia niestrawionych fragmentów tkanek, a następnie następuje sedymentacja grawitacyjna, aby wzbogacić żywotne kardiomiocyty. Oczyszczone kardiomiocyty mogą być następnie wykorzystywane do kolejnych zastosowań eksperymentalnych.

1. Przygotowanie urządzenia perfuzyjnego Langendorffa

UWAGA: Całkowita objętość rurek Langendorffa wynosi 15,5 mL. Przepływ perfuzji wynosi 3,5 mL/min dla perfuzji serca i 10-15 mL/min dla płukania układu.

  1. Przepłucz system perfuzji Langendorffa 50 mL etanolu 75%.
    UWAGA: Wykonuj comiesięczne czyszczenie rurek szklanych 1 M HCl, aby zapewnić sterylność.
  2. Przepłucz 250 mL sterylnego ddH2O, aby usunąć pozostałości etanolu i usunąć pęcherzyki powietrza.
  3. Ustaw temperaturę kąpieli wodnej na 42 °C. Włącz pompę, aby rozpocząć ogrzewanie cyrkulacyjne i napełnij zewnętrzną komorę rurki Serpentine ciepłą wodą.
    UWAGA: Zapewnia to dotarcie perfuzacji do serca w temperaturze 37 °C.

2. Przygotowanie bufora

  1. Przygotuj bufor roztworu Krebsa-Wodorowęglanu (KB), bufor perfuzji (PB), bufor trawienia (DB), pożywkę do płytowania miocytów (MPM) oraz pożywkę hodowlową miocytów (MCM) zgodnie z formułami wymienionymi w Tabeli 1.
    UWAGA: Przygotuj świeżo w dniu użycia.
  2. Przed schładzeniem 10 mL bufora KB na lodzie.
  3. Napełnij lumen PB. Ustaw przepływ na 3,5 mL/min i zmierz temperaturę ścieków (optymalne jest 37 °C).
  4. Wlej 7 mL DB do rurociągu i zamknij linię perfuzyjną.
  5. Przygotuj roztwór heparyny sodowej (0,5%, 62,5 KU) i załaduj 300 μL do strzykawki insulinowej.
  6. Zrób 10 ml masła masowego i 10 ml kettlebelli do dwóch oddzielnych szalek Petriego i schłodz je na lodzie.
  7. Umieść sitko ogniwa 100 μm na pokrywce rurki wirówki 50 mL, zwilż je 1 mL KB i zabezpiecz na rurce wirówki o pojemności 50 mL.

3. Ekstrakcja i kanilowość serca

UWAGA: W tym protokole stosowano sterylne rękawiczki, narzędzia, gazę i patyczki wacikowe przez cały proces, aby zminimalizować zewnętrzne zanieczyszczenia. Chociaż pełna technika aseptyczna jest niezbędna dla pierwotnej hodowli komórek, tutaj służyła ona do wspierania dobrostanu zwierząt i integralności tkanek podczas dalszych analiz histologicznych i molekularnych, a nie do utrzymania sterylności podczas izolacji komórek.

  1. Znieczulony mysz poprzez podanie do otrzewnewnej 80 mg/kg pentobarbitalu sodu (klasy farmaceutycznej) w połączeniu z 5 IU/g masy ciała heparyny sodu. Uważnie obserwuj do czasu uzyskania głębokiej anestezji. Uszczypnij palce myszy i obserwuj zniknięcie odruchu szczypania palców, aby potwierdzić skuteczność znieczulenia.
  2. Usuń owłosienia w odcinku piersiowym za pomocą kremu depilacyjnego.
  3. Przymocuj mysz na płytce piankowej i zdezynfekuj skórę klatki piersiowej alkoholem 75%.
  4. Podnieś skórę klatki piersiowej kleszczami i zrób nacięcie w wyrostku keksfoidalnym.
  5. Unieś ksunfod i przetnij żebra po obu stronach w kierunku pachów, a następnie całkowicie przeciąć przeponę.
    UWAGA: Unikaj uszkodzenia serca.
  6. Unieruchom mostek i żebra za pomocą kleszczy hemostatycznych, aby całkowicie odsłonić serce.
  7. Wchłaniaj krew i delikatnie przesuwaj wątrobę w kierunku kończyn tylnych za pomocą tkanek. Używaj wacików ostrożnie, aby manipulować sercem i odsłonić dolną żyłę żylną.
  8. Wstrzyknij 300 μL roztworu heparyny sodowej (od kroku 2.5) do żyły głównej dolnej za pomocą przygotowanej strzykawki insulinowej.
    UWAGA: Uważaj, aby zapobiec powstawaniu pęcherzyków powietrza.
  9. Usuń tkankę szubicową, a następnie przetnij otaczające żyły i tętnice. Natychmiast przenieś serce do wcześniej schłodzonego buforu oślinowego (od kroku 2.6).
    UWAGA: Usunięcie grasicy poprawia widoczność aorty. Zachowaj segment aorty podczas wycięcia. Skurcz mięśnia sercowego został spowolniony przez schłodzony roztwór osierdzia osierdziowego. Wycięcie serca w znieczuleniu prowadzi do humanitarnej eutanazji.
  10. Za pomocą mikrokleszczy chwyć aortę i zamontuj ją na kaniuli systemu perfuzji Langendorffa. Zabezpiecz szwem jedwabnym 5-0.
    UWAGA: Wykonaj ten krok szybko. Upewnij się, że podczas montażu serca jest wyłączony system perfuzji.

4. Perfuzja serca

  1. Włącz system perfuzji i rozpocznij pomiar na 2 minuty i 30 sekund. W tym czasie ścieki składają się z buforu PB i nie wymagają pobierania.
  2. Po upływie 2 minut i 30 sekund interwału rozpocznij zbieranie i recyrkulację bufora DB podczas pomiaru przez 15 minut.
    UWAGA: Monitorowanie stanu mięśnia sercowego – optymalne trawienie wskazuje na zmniejszoną elastyczność tkanek i zwiększoną przezroczystość. Jeśli trawienie wydaje się niepełne, czas trwania może być umiarkowanie wydłużony, ale nie powinien przekraczać łącznie 20 minut, aby zapobiec uszkodzeniom kardiomiocytów.
  3. Po upływie wyznaczonego czasu przejdź z buforu DB na bufor PB i kontynuuj perfuzję przez dodatkowe 4 minuty i 30 sekund. W tej fazie ścieki zawierają bufor DB; zbieraj go.
  4. Zakończ perfuzję, wyłączając system po ostatnim interwale czasowym.

5. Dysocjacja i oczyszczanie komórek

  1. Wyjmij serce z kaniuli i przenieś je do wcześniej schłodzonego bufora KB (przygotowanego w kroku 2.6).
    UWAGA: Trawienie enzymatyczne zostało przerwane przez natychmiastowy transfer serca do buforu KB. To szybko rozcieńcza resztki enzymu, zapobiegając nadmiernemu trawieniu i zapewniając wysoką żywotność komórek.
  2. Za pomocą cienkich nożyczek ostrożnie wycinam tkanki przedsionkowe i aorty, zachowując jedynie mięśnie sercowe.
  3. Mechanicznie rozłóż tkankę mięśnia sercowego na małe fragmenty (<1 mm3) za pomocą mikroszczypiec.
  4. Delikatnie zdmuchuj fragmenty tkanek za pomocą zakraplacza 2 mL, aby uzyskać zawiesinę pojedynczą.
    UWAGA: Zachowaj szczególną ostrożność podczas dmuchania, aby zachować morfologię kardiomiocytów w kształcie pręcików. Unikaj stosowania standardowych końcówek pipet, ponieważ ich wąskie otwory mogą mechanicznie zakłócać integralność komórek.
  5. Przefiltruj powstałą zawiesinę ogniwową przez wstępnie zwilżony sitko ogniw 100 μm (złożone w kroku 2.7) do rurki o pojemności 50 mL.
  6. Przenieś filtrowaną zawiesinę do probówki o pojemności 15 mL i pozwól kardiomiocytom osadzić się przez sedymentację grawitacyjną (15 min, 4 °C).
    UWAGA: Zmniejszona powierzchnia bazalna w probówkach 15 mL znacząco zwiększa efektywność odzysku komórek w porównaniu do probówek 50 mL.
  7. Ostrożnie aspiruj supernatant, ponownie zawiesz osadzone kardiomiocyty w 10 mL lodowatego buforu KB za pomocą pipety transferowej 2 mL i powtarzaj sedymentację (15 min, 4 °C).
  8. Powtórz kroki 5.4-5.7, aby uzyskać oczyszczone przygotowanie nienaruszonych, pręcikowatych kardiomiocytów odpowiednich do zastosowań.

6. Hodowla komórek

  1. Posmaruj naczynia hodowlane 10 μg/mL lamininą i inkubuj w temperaturze 37 °C przez 2 godziny.
    UWAGA: Aby zminimalizować uszkodzenia mechaniczne pręcikowatych kardiomiocytów i skrócić wydłużony czas przetwarzania związany z różnicowym poszyciem, w tym badaniu zastosowano powłokę lamininową zamiast warstwy różnicowej, strategię, która nie tylko zwiększa efektywność przyczepiania komórek, ale także zachowuje naturalne cechy fizjologiczne kardiomiocytów.
  2. Ponownie zawiesz kardiomiocyty w 4 mL podgrzanego (37 °C) MPM. Po usunięciu roztworu lamininy zasiewaj kardiomiocyty w powlekanych naczyniach. Inkubuj w temperaturze 37 °C z 2%CO2 przez 1 godzinę. Obserwuj morfologię komórek, ich rozmiar i gęstość pod mikroskopem.
  3. Po inkubacji ostrożnie przelej MPM i zastąp go podgrzanym (37 °C) MCM. Utrzymuj inkubację w temperaturze 37 °C z 2%CO2 przez 24 godziny.
  4. Po 24 godzinach badanie kardiomiocytów pod kątem integralności strukturalnej i morfologii.
    UWAGA: Zachowaj ścisłą technikę aseptyczną przez cały czas trwania zabiegu.
    UWAGA: Kolagenaza typu II może powodować alergie oddechowe, podrażnienia skóry i oczu. Należy działać w dobrze wentylowanym miejscu i unikać wdychania kurzu oraz kontaktu ze skórą i błonami śluzowymi. Wszystkie odrzucone tkanki sercowe myszy, próbki krwi oraz wszelkie jednorazowe materiały, które miały z nimi kontakt, muszą być zbierane jako odpady biologicznie niebezpieczne w dedykowanych, nieszczelnych pojemnikach oznaczonych symbolem zagrożenia biologicznego. Materiały te są następnie poddawane centralnym procedurom dekontaminacji i utylizacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Procedura izolacji i hodowli dorosłych kardiomiocytów myszy została przedstawiona w protokole, z wymaganym wyposażeniem i układem rurek zilustrowanym na Rysunku 1. Ocena morfologiczna wykazała, że świeżo izolowane kardiomiocyty, jak również te hodowane przez 1 i 24 godziny, wykazywały charakterystyczną morfologię pręcikowatego lub wrzeczastego z wyraźnie widocznymi prążkami (Rysunki 2A-C). Barwienie immunofluorescencyjne dla troponiny T (cTN...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to stanowi istotny przełom metodologiczny w badaniach nad układem sercowo-naczyniowym, ustanawiając zoptymalizowany protokół izolacji i hodowli kardiomiocytów u dorosłych myszy. Dzięki systematycznemu udoskonalaniu składu buforu i parametrów trawienia enzymatycznego, podejście to znacząco zwiększa niezawodność systemu hodowli, jednocześnie poprawiając czystość i żywotność kardiomiocytów. Te postępy techniczne stanowią solidną platformę do modelowania chorób sercowo-naczyniowych z wykorzystaniem pierwotnych kardio...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Z wdzięcznością dziękujemy za wsparcie finansowe udzielone przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82400312).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BDMAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyD111028
BSAAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyB265994
C57BL/6 myszy  GemPharmatech Co., Ltd8– 12-tygodniowy samiec 
CaCl2Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyC431202
Kolagenaza typu IIWorthington Biochemical Corporation (USA)LS004176LOT#:43D23502    Jednostki aktywności enzymów: 270u/mg dw
FBSBeyotime Biotechnology, ChinyC0226
GlukozaAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyD639737
HEPESSigma-AldrichH7006
KClAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyP112134
KH2PO4Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyP104075
L-glutaminaThermo Fisher Scientific25030081
MEMThermo Fisher Scientific11095080
MgSO4Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyM116444
Na2HPO4Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyS274390
NaClAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyC111547
NaH2PO4Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyS108339
NaHCO3Aladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyS112338
Penicylina-streptomycyna (100x)Beyotime Biotechnology, ChinyC0222
Mikroskop do hodowli komórek odwróconych dla primovertów;Carl Zeiss
TaurynaAladdin Scientific Corporation, Szanghaj, ChinyT103829

Bibliografia

  1. Crea, F. The burden of cardiovascular risk factors: a global perspective. Eur Heart J. 43 (30), 2817-2820 (2022).
  2. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  3. Claycomb, W. C., Palazzo, M. C. Culture of the terminally differentiated adult cardiac muscle cell: a light and scanning electron microscope study. Dev Biol. 80 (2), 466-482 (1980).
  4. Karakikes, I., Ameen, M., Termglinchan, V., Wu, J. C. Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: insights into molecular, cellular, and functional phenotypes. Circ Res. 117 (1), 80-88 (2015).
  5. Protze, S. I., Lee, J. H., Keller, G. M. Human pluripotent stem cell-derived cardiovascular cells: From developmental biology to therapeutic applications. Cell Stem Cell. 25 (3), 311-327 (2019).
  6. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  7. Mohamed, T. M. A., et al. Regulation of cell cycle to stimulate adult cardiomyocyte proliferation and cardiac regeneration. Cell. 173 (1), 104-116.e12 (2018).
  8. Wang, W. E., et al. Dedifferentiation, proliferation, and redifferentiation of adult mammalian cardiomyocytes after ischemic injury. Circulation. 136 (9), 834-848 (2017).
  9. Pinz, I., Zhu, M., Mende, U., Ingwall, J. S. An improved isolation procedure for adult mouse cardiomyocytes. Cell Biochem Biophys. 61 (1), 93-101 (2011).
  10. Li, D., Wu, J., Bai, Y., Zhao, X., Liu, L. Isolation and culture of adult mouse cardiomyocytes for cell signaling and in vitro cardiac hypertrophy. J Vis Exp. (87), e51357(2014).
  11. Alam, P., Maliken, B. D., Ivey, M. J., Jones, S. M., Kanisicak, O. Isolation, transfection, and long-term culture of adult mouse and rat cardiomyocytes. J Vis Exp. (164), e61073(2020).
  12. Kruppenbacher, J. P., May, T., Eggers, H. J., Piper, H. M. Cardiomyocytes of adult mice in long-term culture. Naturwissenschaften. 80 (3), 132-134 (1993).
  13. Dambrot, C., et al. Serum supplemented culture medium masks hypertrophic phenotypes in human pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. J Cell Mol Med. 18 (8), 1509-1518 (2014).
  14. Karliner, J. S., Simpson, P. C., Taylor, J. E., Honbo, N., Woloszyn, W. Adrenergic receptor characteristics of cardiac myocytes cultured in serum-free medium: comparison with serum-supplemented medium. Biochem Biophys Res Commun. 128 (1), 376-382 (1985).
  15. Zheng, X., et al. Proteomic analysis for the assessment of different lots of fetal bovine serum as a raw material for cell culture. Part IV. Application of proteomics to the manufacture of biological drugs. Biotechnol Prog. 22 (5), 1294-1300 (2006).
  16. O'Connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  17. Gong, Y., et al. Mitochondrial tumor suppressor 1A attenuates myocardial infarction injury by maintaining the coupling between mitochondria and endoplasmic reticulum. Circulation. 152 (3), 183-201 (2025).
  18. Xiao, C., et al. FMO2 prevents pathological cardiac hypertrophy by maintaining the ER-mitochondria association through interaction with IP3R2-Grp75-VDAC1. Circulation. 151 (23), 1667-1685 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Izolacja kardiomiocyt wserce doros ej myszypuryfikacja kardiomiocyt wtrawienie kolagenazpowlekanie lamininywotno kom rekstruktura sarkomer wbadania sercowo naczyniowe
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.