Artykuł metodologiczny

Ultrasonografia Dopplera do obrazowania na żywo i ilościowej funkcji naczyń jajników u myszy

DOI:

10.3791/69169

⸱

14 listopada 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiany w przepływie krwi w jajnikach w okresie przedowulacyjnym są niezbędne do owulacji. Ultrasonografia Dopplera była stosowana u ludzi i dużych zwierząt do oceny hemodynamiki jajnika i perfuzji. Przedstawiono protokół stosowania ultrasonografii Dopplera w celu oceny hemodynamiki jajników w fazie przedowulacyjnej i okołoowulacyjnej u myszy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby skutecznie ocenić funkcję naczyń jajników i zrozumieć ich rolę w fizjologii i patologii jajnika, nieinwazyjne podejścia in vivo są niezbędne do rejestrowania zmian w czasie rzeczywistym bez zakłócania prawidłowego przepływu krwi. USG Dopplera to dobrze ugruntowane, nieinwazyjne narzędzie do oceny przepływu krwi jajników u większych gatunków, jednak jej zastosowanie u myszy jest ograniczone, które są jednym z najczęściej stosowanych modeli zwierzęcych w badaniach biologii jajników, takich jak owulacja. Owulacja to ściśle regulowany proces, który zależy od skoordynowanego dojrzewania pęcherzyków stymulowanego hormonem stymulującym pęcherzyki, po którym następuje przedowulacyjny wzrost hormonu luteinizującego (LH), który prowadzi do pęknięcia ściany pęcherzyka i uwolnienia oocytów do zapłodnienia. Wzrost LH wywołuje również szereg zmian strukturalnych i funkcjonalnych w naczyniach jajnika (remodelacja naczyń), takich jak angiogeneza i zwężenie naczyń włosowatych w miejscu pęknięcia mieszków tuż przed owulacją. Ponadto odnotowano gwałtowny wzrost przepływu krwi w jajnikach po wzroście LH u wielu gatunków, ale nie u myszy. Protokół ten wykorzystuje USG Dopplera do wizualizacji naczyń jajnika myszy oraz ilościowego określenia parametrów hemodynamicznych. Przedstawiony protokół zawiera szczegółowe metody stymulacji hormonalnej, znieczulenia, ustawiania myszy, identyfikacji jajnika i jego naczyń za pomocą Dopplera mocy i koloru oraz pomiar prędkości przepływu krwi i parametrów oporności. Metoda ta umożliwia w czasie rzeczywistym, podłużną ocenę funkcji naczyń jajników u żywych myszy, stanowiąc potężne narzędzie do badania funkcji naczyń jajników zarówno w kontekście fizjologicznym, jak i patologicznym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jajnik jest silnie unaczynionym organem, a ściśle regulowane zmiany cykliczne, strukturalne i funkcjonalne w jego naczyniach (remodelacja naczyń) są niezbędne dla prawidłowej fizjologii jajnika, w tym rozwoju mieszków, owulacji oraz formowania ciała żółtego 1,2,3,4. Remodelowanie naczyń obejmuje szereg skoordynowanych procesów, takich jak zmiany przepuszczalności naczyniowej, angiogeneza, rozszerzenie naczyń, zwężenie naczyń oraz zmiany przepływu krwi (hemodynamika). Procesy te pozwalają jajnikowi szybko dostosować dopływ krwi w odpowiedzi na sygnały hormonalne w cyklurui 1,2,3,5,6,7,8,9. Zaburzenia w przebudowie naczyń i przepływie krwi w jajnikach upośledzają owulację i są powiązane z zaburzeniami płodności, takimi jak zespół policystycznych jajników 2,3,10,11. Podobnie wykazano, że otyłość zakłóca angiogenezę i zmniejsza ekspresję mediatorów naczyniowych, takich jak endotel-212,13. Dodatkowo zespół nadmiernej stymulacji jajnika, powikłanie głównie związane ze stymulacją jajników za pomocą leczenia gonadotropiną podczas zapłodnienia in vitro, często wiąże się ze zwiększonym przepływem krwi stromalnej w jajniku, co podkreśla negatywne skutki dysregulowanej funkcji naczyniowej14. Łącznie te schorzenia podkreślają kluczową rolę remodelacji naczyń jajników w utrzymaniu płodności kobiet oraz podkreślają znaczenie hemodynamiki we wspieraniu funkcji jajników.

Dokładna ocena funkcji naczyń jajników wymaga pomiaru hemodynamiki w czasie rzeczywistym bez zakłócania środowiska fizjologicznego. U ludzi oraz dużych modeli zwierzęcych, takich jak bydło, owce i konie, ultrasonografia Dopplera jest szeroko stosowanym, nieinwazyjnym narzędziem do oceny przepływu krwi jajników i struktury naczyniowej 15,16,17,18. Technika ta umożliwia dynamiczną analizę unaczynienia jajników i rejestruje hormonalne zmiany przepływu krwi, dostarczając cennych informacji na temat funkcji i dysfunkcji jajników 15,16,17,18.

Pomimo szerokiego wykorzystania myszy laboratoryjnych jako modelu do badań w biologii jajników ze względu na ich krótki cykl rozrodczy i genetyczną podatność na leczenie, metody nieinwazyjne, in vivo badania przepływu krwi w jajnikach w tym modelu pozostają ograniczone19,20. Istniejące podejścia opierają się na wysoce inwazyjnych procedurach wymagających zewnętrznej interakcji jajnika (mikroskopia śródwitalna), lub na technikach takich jak podejście CLARITY czy obrazowanie całego montażu, które nie mają rozdzielczości czasowej i zakłócają kontekst fizjologiczny 1,2,3,4. Jako najczęściej stosowany model ssaków do manipulacji genetycznej i badań reprodukcyjnych, mysz stanowi okazję do badania molekularnych mechanizmów hemodynamiki jajnika oraz oceny ukierunkowanych interwencji. Podkreśla to potrzebę stosowania nieinwazyjnych, podłużnych i ilościowych metod obrazowania do monitorowania dynamicznych zmian naczyń jajnika in vivo.

Proces owulacyjny, będący kluczowym wydarzeniem w płodności kobiet, ilustruje znaczenie przebudowy naczyń jajników w płodności kobiet. Zaczyna się od dojrzewania pęcherzyków wywołanego hormonem folikulo-stymulującym (FSH) i kończy się narastem LH, który wywołuje pęknięcie pęcherzyków i uwolnienie komórek jajowych1. Po stymulacji gonadotropiną kosmówkową końców (eCG), która naśladuje działanie FSH, sieć naczyń jajnika rozszerzasię 2. Ten wzrost naczyniowy rozprzestrzenia się od rdzenia jajnika w kierunku kory, aby wspierać rozwijające się pęcherzyki2. Na krótko przed owulacją naczynia krwionośne sięgają do warstwy komórkowej ziarnistek, a miejscowe zwężenie naczyń obserwuje się na szczycie pęcherzyka – miejscu ostatecznego pęknięcia i uwolnienia oocytu3. Te skoordynowane zmiany naczyniowe są kluczowe dla pomyślnej owulacji 1,2,3. Badania Dopplera na dużych modelach zwierzęcych i na ludziach wykazały zmiany w hemodynamice w okresie przedowulacyjnym, w tym gwałtowny wzrost perfuzji jajnika i lokalizowaną redystrybucję przepływu krwi w pęcherzyku przedowulacyjnym, charakteryzujący się zwiększonym przepływem u nasady (najbliżej ziemka jajnika – naprzeciwko wierzchołka) oraz zmniejszonym przepływem na szczycie16. Wzrost szybkości przepływu krwi w jajnikach bezpośrednio po skoku LH był powiązany z udaną owulacją u kobietw wieku 15 lat. Jednak żadne badania nie śledziły jeszcze podłużnie tych zmian hemodynamicznych w nienaruszonym jajniku myszy, co ogranicza nasze rozumienie remodelacji naczyniowej w tym szeroko stosowanym modelu.

Aby wypełnić tę lukę, przedstawiamy protokół do ultrasonografii Dopplera, który umożliwia nieinwazyjną wizualizację jajnika myszy i jego naczyń, wraz z ilościową identyfikacją hemodynamiki jajnika, w tym wskaźników prędkości i oporności. Chociaż sonda MS-700 użyta w tym badaniu ma ograniczoną rozdzielczość (osiowo/bocznie: 30/58 μm), co uniemożliwia szczegółową analizę naczyń włosowatych, nadal umożliwia jasną wizualizację i ilościową identyfikację głównych naczyń krwionośnych jajnika. Zastosowanie środków kontrastowych w przyszłych zastosowaniach może dodatkowo poprawić wizualizację naczyń. Ogólnie rzecz biorąc, takie podejście pozwala na powtarzalne, podłużne pomiary u tego samego zwierzęcia w określonych punktach czasowych, na przykład w okresie przedowulacyjnym, przy jednoczesnym zachowaniu integralności fizjologicznej, co stanowi kluczową przewagę nad istniejącymi technikami inwazyjnymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie użyte myszy były utrzymywane w ścisłej zgodności z Przewodnikiem Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, z etyczną aprobatą Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych na Uniwersytecie Cornella. Wszystkie zwierzęta użyte w tym protokole to niedojrzałe (21-23 dni) myszy C57BL6.

1. Stymulacja hormonalna w celu superowulacji

  1. Wstrzyknąć myszom w wieku 21-23 dni ważących 10-12 g dootrzewkowo 5 IU gonadotropiny w surowicy ciężarnej (PMSG), a 48 godzin później podać 5 IU ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej (hCG). Każdy zastrzyk przygotuj, rozcieńczając 50 μL hormonu (zrekonstytuowanego z fiolki o pojemności 5000 IU) w 950 μL bezpłodnej soli fizjologicznej z buforem fosforanowym i podawaj 0,1 mL na mysz.

2. Sekwencja włączania i ustawianie przetwornika przez aparat ultrasonograficzny

  1. Włącz główne zasilanie umieszczone z tyłu systemu obrazowania. Po uruchomieniu systemu włącz przełącznik czuwania komputera po lewej stronie kartridża, aby obudzić monitor i komputer.
  2. Podłącz pożądany przetwornik (MS-700 używany tutaj - 30-70 MHz) do aktywnego portu przetwornika w jednostce obrazującej (port najbardziej prawy). Wyrównaj sworzeń blokujący na złączu przetwornika z nacięciem w porcie, następnie całkowicie wciskaj złącze i obróć dźwignię blokującą do pozycji pionowej, aby je zabezpieczyć.
  3. Uruchom oprogramowanie analityczne, klikając ikonę programu. Po otwarciu programu i wykryciu przetwornika (automatycznie) wybierz pakiet aplikacji ovari . Kliknij Nowe, aby utworzyć nowe badanie i wybrać odpowiednią nazwę z rozwijanego menu. W oknie Informacje o studiu wpisz wymagane pola: Nazwa badania; Nazwa serii; Pakiet aplikacji: Ovary; Pakiet pomiarowy: Naczyniowy.

3. Znieczulenie, przygotowanie myszy i przygotowanie sceny USG

  1. Włącz jednostkę do monitorowania fizjologicznych (temperatura i tętno). Upewnij się, że platforma jest ogrzewana (37 °C).
  2. Sprawdź, czy poziom izofluranu przekracza minimalną linię napełniania w zbiorniku waporyzatora. W razie potrzeby dodaj izofluran, używając odpowiedniego sprzętu ochronnego. Otwórz zawór butli tlenowej powoli i całkowicie. Ustaw przepływ tlenu na 1 litr na minutę.
  3. Reguluj zaworek korek na rurce typu Y, aby umożliwić przepływ tlenu i izofluranu do komory indukcyjnej. Upewnij się, że zaworek prowadzący do stożka nosa na platformie myszy jest zamknięty podczas tego etapu. Ustaw pokrętło waporyzatora tak, aby dostarczało 3-4% izofluranu (vol/vol) podczas indukcji.
  4. Włóż mysz do komory indukcyjnej i szczelnie zamknij pokrywkę.
    UWAGA: Komora indukcyjna jest funkcjonalnie szczelna. Nigdy nie zostawiaj zwierzęcia w szczelnej komorze bez aktywnego przepływu gazu.
  5. Przygotuj platformę obrazową, nakładając niewielką ilość kremu elektrod na każdą elektrodę, aby zapewnić prawidłowy kontakt do monitorowania tętna.
  6. Gdy zwierzę jest całkowicie uśpione, przekieruj przepływ gazu, otwierając zaworek do stożka nosa na platformie obrazującej i zamykając zaworek do komory doprowadzającej.
  7. Delikatnie przenieś mysz na podgrzewaną platformę obrazującą. Umieść mysz w pozycji leżącej (grzbietową stroną skierowaną do góry) (Rysunek 1A). Umieść stożek nosowy mocno na nosie zwierzęcia, dbając o to, by nos i usta były zakryte, aby utrzymać znieczulenie. Przyklej każdą stopę w kremie elektrody na odpowiednią podkładkę elektrody dla monitorowania fizjologicznego. Stosuj maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia.
  8. Zmniejsz stężenie izofluranu do 1,5-2,0%, aby utrzymać znieczulenie, przekręcając pokrętło w lewo. Potwierdź odpowiednią głębokość znieczulenia metodą odruchu zaciskania palców u stóp (nie należy obserwować wycofania). Dokładnie monitoruj parametry życiowe zwierzęcia co 5 minut podczas sesji obrazowej: (i) tempo oddychania; (ii) tempo bicia serca; (iii) wszelkie ruchy mogące wskazywać na dyskomfort; oraz (iv) zapewnienie, że platforma obrazująca jest podgrzana do właściwej temperatury przez cały czas.
  9. Przygotuj dolny prawy kwadrant pleców, goląc ten obszar golarką elektryczną. Gol od prawej tylnej kończyny aż do linii środkowej pleców, pozostając tuż bocznie od kręgosłupa. Nałóż cienką warstwę kremu do usuwania włosów na wcześniej ogolonym miejscu przez 30 sekund do 1 minuty, aby usunąć pozostałe włosy. Dokładnie przetrzyj wilgotną gazą. Nałóż obfitą, równomierną warstwę żelu ultradźwiękowego na ogolony obszar, aby zapewnić optymalne sprzężenie akustyczne.
  10. Ustawij sondę przetwornika w trybie poprzecznym względem myszy na stanowisku mechanicznym, z nacięciem orientacyjnym skierowanym w lewo od operatora. Zabezpiecz sondę na miejscu za pomocą zacisku.

4. Identyfikacja naczyń krwionośnych jajnika i jajnika za pomocą ultrasonografii Dopplera

  1. Na panelu sterowania naciśnij klawisz B-Mode , aby aktywować standardowe okno obrazowania w skali szarości, które pozwala na wizualizację struktur anatomicznych.
  2. Delikatnie opuszczaj przetwornik na ogolone miejsce pokryte żelem ultrasonograficznym.
    1. Upewnij się, że platforma obrazująca i mysz są ustawione płasko (równolegle do powierzchni stołu), a przetwornik jest opuszczony prostopadle (pod kątem 90° – pionowo) do myszy i platformy (Rysunek 1A).
    2. Aby zlokalizować jajnik, pociągnij skórę w lewo, a następnie ustaw przetwornik blisko górnej części ogolonego kwadrantu, bliżej linii środkowej pleców. Ustaw lewą krawędź sondy obok kręgosłupa, z prawą krawędzią lekko wysuwającą się na prawy boczny bok.
  3. Aby zidentyfikować jajnik, najpierw wykryj nerkę, dużą, jasnoszarą strukturę owalną (5 mm × 6 mm) z widoczną korą i rdzeniem przedkowym. Następnie lekko przesunąć platformę obrazową do przodu (w kierunku głowy myszy), powodując pojawienie się jajnika i tkanki tłuszczowej okołojajnika (POAT).
    UWAGA: Jajnik to mała, okrągła, niedochoiczna (ciemnoszara) struktura, około 1 x 2 mm (na etapie przedowulacyjnym), położona bocznie względem rdzenia kręgowego. POAT wydaje się hiperechyczny (jasna biel).
  4. Aby przechwycić i przechować filmy z jajnika w trybie B, poczekaj, aż liczba klatek wzrośnie (do 100), i naciśnij przycisk Cine Store na klawiaturze.
  5. Aby potwierdzić identyfikację jajnika i zobrazować naczynia krwionośne o wysokiej wrażliwości na przepływ o niskiej prędkości, należy przełączyć się z trybu B na tryb zasilania Dopplera , naciskając wyznaczony klawisz na panelu sterowania.
  6. Doreguluj następujące ustawienia mocy, Dopplera dla optymalnej wizualizacji naczyń jajnika, przekręcając pokrętła na klawiaturze: Wzmocnienie Dopplera: 32-55 dB; Czułość: 5; Zakres dynamiczny: 15 DR; Prędkość 1 kHz.
    UWAGA: Wartości można zobaczyć na lewym panelu bocznym i zmieniają się po przekręceniu pokręteł
  7. W trybie Power Doppler lub kolorowym trybie Dopplera (naciśnij wyznaczony klawisz na klawiaturze), zidentyfikuj następujące naczynia, delikatnie poruszając platformą tam i z powrotem, aby zobaczyć różne aspekty naczyń: (i) Tętnica jajnikowa (OA), odchodząca od aorty brzusznej i pochodząca z kierunku POAT, aby wchodzić do jądrowego kłębka; (ii) Naczynia rdzeniowe (MV) wewnątrz środkowej rdzenia przedłużonego; oraz (iii) Naczynia korowe (CV) otaczające rozwijające się pęcherzyki w korze zewnętrznej (Rysunek 1B).
    UWAGA: Naczynia korowe mogą nie być zawsze widoczne ze względu na ich małą średnicę i niską prędkość przepływu. Naczynia u nasady mieszka są łatwiej wyczuwalne, natomiast te na szczycie często nie są widoczne, szczególnie tuż przed owulacją.
  8. Naciśnij Cine store, aby w dowolnym momencie nagrywać filmy jajnika i jego naczyń w trybie zasilania lub kolorowego Dopplera, aby zapisać aktualnie wyświetlany na ekranie.
  9. Aby odróżnić przepływ tętnicowy od żylnego, naciśnij kolorowy klawisz Trybu Dopplerowskiego na klawiaturze. W tym trybie kierunek przepływu jest oznaczony kolorami: czerwony oznacza przepływ w kierunku przetwornika, a niebieski oznacza przepływ od niego. Naczyniem o wyższej średniej prędkości jest tętnica jajnikowa.
  10. Zmiany w przekręcaniu krwi można dostrzec w trybie kolorowym lub mocowym Dopplera, wizualizując rozmiar naczyń krwionośnych i intensywność koloru (żółty w mocowym Dopplerze, czerwony lub niebieski w kolorowym Dopplerze).

5. Ocena hemodynamiki za pomocą ultrasonografii kolorowej i mocowej Dopplera.

  1. W trybie kolorowego Dopplerowa lub mocowego Dopplera, naciśnij przycisk Dopplerowa Impulsowej (PW) na klawiaturze systemu ultradźwiękowego. To prowadzi do bramki objętości próbki (czyli dwóch poziomych linii). Naciśnij przycisk PW po raz drugi, aby aktywować przebieg spektralny Dopplera w dolnym panelu.
  2. Umieść bramkę próbki (narzędzie do regulowanego pomiaru – pozwala użytkownikowi zdefiniować obszar, w którym będą mierzone prędkości) w środku lumenu naczynia, zapewniając zgodność z kierunkiem przepływu krwi. Reguluj kąt insonacji tak, aby był jak najbardziej równoległy do naczynia i utrzymuj go pod kątem ≤60°, aby zapewnić dokładne obliczenia prędkości. Reguluj kąt insonacji, przekręcając odpowiedni pokrętło kątowe .
  3. Umieść bramkę próbki w następujących miejscach dla każdego typu naczyń. Tętnica jajnikowa: wewnątrz naczynia, tuż blisko punktu wejścia do jajnika. Naczynie rdzeniowe: w centralnym punkcie rozgałęzienia, gdzie MV rozgałęzia się na naczynia korowe. Ten punkt rozgałęzienia pojawia się jako kałuża krwi zaraz po wejściu do jajnika. Naczynie korowe: w naczyniu u podstawy rosnącego pęcherzyka, gdy jest rozpoznawalne.
  4. Gdy bramka próbki zostanie ustawiona w pożądanym miejscu i widoczny jest wyraźny przebieg impulsu, naciśnij Cine Store , aby zarejestrować i zapisać zarówno obraz ultradźwiękowy, jak i odpowiadający mu spektralny przebieg Dopplera.
  5. Po zakończeniu obrazowania delikatnie usuń mysz z platformy obrazującej. Zetrzyj żel ultrasonograficzny z tyłu i połóż mysz na termoforze, aż się całkowicie obudzi.

6. Eksport i zapisywanie danych

  1. Po zakończeniu wszystkich obrazów i zapisaniu pożądanych klatek statycznych oraz pętli filmowych za pomocą funkcji Cine Store naciśnij przycisk Study Management znajdujący się po lewym górnym rogu klawiatury systemu ultradźwiękowego. To otworzy okno Study Browser , wyświetlające listę wszystkich zapisanych obrazów i pętli filmowych z bieżącej sesji.
  2. W oknie Przeglądarki Study wybierz pliki do zapisu.
    1. Aby zapisać całą serię, wybierz odpowiednią nazwę serii — automatycznie podświetli to wszystkie powiązane obrazy i pętle filmowe. Kliknij przycisk Kopiuj, aby przejść dalej.
    2. Gdy pojawi się pytanie, kliknij na docelowy folder lub dysk zewnętrzny, gdzie powinny być zapisane wyeksportowane pliki. Potwierdź, że format pliku i ścieżka docelowa są poprawne, zanim sfinalizujesz eksport.

7. Wyłącz sekwencję i posprzątaj

UWAGA: Te kroki należy wykonać natychmiast po zakończeniu obrazowania oraz zapisaniu i wyeksportowaniu wszystkich danych.

  1. Po wyeksportowaniu wszystkich niezbędnych danych kliknij ikonę Zamknij w oknie Przeglądarki Study w aplikacji analitycznej. To bezpiecznie wyłączy zarówno komputer akwizycji, jak i panel sterowania.
  2. Pozwól wentylatorom chłodzącym system pracować przez 5-10 minut. Po zakończeniu chłodzenia wyłącz główne zasilanie za pomocą przełącznika umieszczonego z tyłu kartridża obrazowania.
  3. Wyłącz cały sprzęt pomocniczy: dopływ tlenu, parownik izofluranu oraz jednostkę monitorującą fizjologię.
  4. Wyczyść przetwornik ultradźwiękowy: najpierw zetrzyj resztki żelu ultradźwiękowego chusteczkami bez kłaczków, a następnie zdezynfekuj powierzchnię wilgotnymi chusteczkami lub chusteczkami dezynfekującymi zalecanymi dla wrażliwego sprzętu elektronicznego.
  5. Wyczyść platformę myszy i klawiaturę chusteczkami dezynfekującymi. Nie używaj alkoholu etylowego na elektrodach platformy myszy, ponieważ może on uszkodzić wrażliwe elementy.
  6. Przetrzyj komorę indukcyjną wilgotnymi ręcznikami papierowymi. Utylizuj ręczniki papierowe do pojemnika na odpady niebezpieczne.
  7. Wszystkie materiały jednorazowego użytku (np. rękawiczki, taśma chirurgiczna, gaza, aplikatory z bawełnianymi końcówkami) należy wyrzucić do wyznaczonego pojemnika zagrożenia biologicznego.

8. Pomiar parametrów hemodynamicznych z użyciem impulsów Dopplera

  1. W aplikacji analitycznej kliknij "kopiuj od", wybierz odpowiednią nazwę z menu rozwijanego, przejdź do miejsca, gdzie zapisano badanie, wybierz je i kliknij dobrze , aby je zaimportować.
  2. Otwórz pożądany obraz PW Doppler i kliknij ikonę pomiarów w lewym dolnym rogu, aby otworzyć panel pomiarowy.
  3. Kliknij narzędzie do pomiaru prędkości w lewym górnym rogu panelu pomiarowego, aby określić trzy najwyższe szczytowe prędkości skurczowe (PSV) i końcowe prędkości rozkurczowe (EDV) na podstawie spektralnego przebiegu Dopplera, klikając na górze fal PSV i EDV (narzędzie automatycznie zmierzy rozmiar fali od punktu kliknięcia do osi x). Uwzględniaj tylko przebiegi pokazujące co najmniej trzy wyraźne cykle serca z wyraźnymi i stałymi szczytami PSV i EDV.
  4. Aby obliczyć średnią prędkość, najpierw oblicz średnią trzech wybranych wartości PSV oraz średnią trzech wartości EDV. Następnie oblicz średnią prędkość według wzoru: Średnia prędkość = (Średnia PSV + Średnia EDV)/2.
  5. Dla prędkości poniżej progu wykrywania 10 mm/s należy przypisać wartość 5 mm/s (średnia prędkość poniżej progu) lub odrzucić pomiar w zależności od celu badawczego.
  6. Aby obliczyć indeks rezystancyjny (RI), użyj standardowego wzoru: RI = (PSV - EDV)/PSV. Ten wskaźnik stanowi miarę oporu naczyniowego i powinien być obliczany na podstawie uśrednionych wartości PSV i EDV dla dokładności.
  7. Aby obliczyć wskaźnik pulsatilności (PI), użyj standardowego wzoru: PI = (PSV - EDV)/Średnia prędkość

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest zastosowanie ultrasonografii Dopplera w celu wizualizacji jajnika myszy i jego naczyń, oceny zmian w przetłuszczaniu jajnika oraz ilościowego określenia hemodynamiki jajnika.

Rysunek 2 przedstawia reprezentatywne obrazy tego samego jajnika w wielu punktach czasowych okresu owulacyjnego (12 godzin przed i 12 godzin po owulacji) po podaniu hCG. Rysunek 2A pokazuje obrazy w trybie B użyte do lokalizacji jajnika ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejsze badanie wprowadza nieinwazyjną metodę wizualizacji i ilościowej hemodynamiki jajnika in vivo za pomocą ultrasonografii Dopplera. W przeciwieństwie do istniejących metod, to podejście umożliwia ocenę przepływu krwi w czasie rzeczywistym bez zakłócania funkcji naczyń. Ultrasonografia Dopplera jest szeroko stosowanym i skutecznym narzędziem do oceny morfologii jajników i funkcji naczyń u ludzi oraz dużych modeli zwierząt 15,16,17,18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to zostało poparte przez NICHD 1R01HD109392. Dane obrazowe zostały pozyskane w Cornell Biotechnology Resource Center (BRC) Imaging Facility, a NIH S10OD016191 ultrasonografię VisualSonics Vevo-2100.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Taśma chirurgiczna 3MVWR International LLCMMM1534-3
Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel & nbsp;ParkerPKR-03-08
Maszynka do strzyżania włosówSkull Shaver LLCBBT 2020
Gonadotropina ludzka kosmówkowaSigma Aldrich9002-61-3
Krem do ciała Nair Body Cream do usuwania owłosieniaNairUsuwanie owłosienia
Optixcare Eye Lube Plus AventixOPX-4252
Krem Parker Signacreme ElectrodeParkerPKR-17-05-CS
Gonadotropina w surowicy w ciążyEnzymy kreatywneNATE-0969
System obrazowania VisualSonics Vevo 2100VisualSonics Inc.

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Duffy, D. M., Ko, C., Jo, M., Brannstrom, M., Curry, T. E. Jr Ovulation: Parallels with inflammatory processes. Endocr Rev. 40 (2), 369-416 (2018).
  2. Feng, Y., et al. Clarity reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7 (1), 44810(2017).
  3. Migone, F. F., et al. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 2294-2299 (2016).
  4. Fan, H. Y., Liu, Z., Johnson, P. F., Richards, J. S. CCAAT/enhancer-binding proteins (C/EBP)-α and -β are essential for ovulation, luteinization, and the expression of key target genes. Mol Endocrinol. 25 (2), 253-268 (2011).
  5. Janson, P. O., Albrecht, I., Ahrén, K. Effects of prostaglandin F2α on ovarian blood flow and vascular resistance in the pseudopregnant rabbit. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (2), 337-350 (1975).
  6. Brännström, M., et al. Preovulatory changes of blood flow in different regions of the human follicle. Fertil Steril. 69 (3), 435-442 (1998).
  7. Murdoch, W. J., Nix, K. J., Dunn, T. G. Dynamics of ovarian blood supply to periovulatory follicles of the ewe. Biol Reprod. 28 (4), 1001-1006 (1983).
  8. Siddiqui, M., et al. Temporal relationships of the LH surge and ovulation to echotexture and power Doppler signals of blood flow in the wall of the preovulatory follicle in heifers. Reprod Fertil Dev. 22, 1110-1117 (2010).
  9. Acosta, T. J., Miyamoto, A. Vascular control of ovarian function: Ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci. 82 - 83, 127-140 (2004).
  10. Tal, R., Seifer, D. B., Arici, A. The emerging role of angiogenic factor dysregulation in the pathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Semin Reprod Med. 33 (3), 195-207 (2015).
  11. Di Pietro, M., Pascuali, N., Parborell, F., Abramovich, D. Ovarian angiogenesis in polycystic ovary syndrome. Reproduction. 155 (5), R199-R209 (2018).
  12. Velazquez, C., et al. Beneficial effects of metformin on mice female fertility after a high-fat diet intake. Mol Cell Endocrinol. 575, 111995(2023).
  13. Yang, P. -K., et al. Obesity alters ovarian folliculogenesis through disrupted angiogenesis from increased IL-10 production. Mol Metab. 49, 101189(2021).
  14. Agrawal, R., et al. Serum vascular endothelial growth factor and Doppler blood flow velocities in in vitro fertilization: Relevance to ovarian hyperstimulation syndrome and polycystic ovaries. Fertil Steril. 70 (4), 651-658 (1998).
  15. Waseda, T., et al. Hemodynamic response of ovarian artery after hCG injection. Mol Cell Endocrinol. 202 (1), 71-75 (2003).
  16. Acosta, T. J., Hayashi, K. G., Ohtani, M., Miyamoto, A. Local changes in blood flow within the preovulatory follicle wall and early corpus luteum in cows. Reproduction. 125 (5), 759-767 (2003).
  17. Petridis, I. G., et al. Doppler ultrasonographic examination in sheep. Small Rumin Res. 152, 22-32 (2017).
  18. Miro, J. Ovarian ultrasonography in the mare. Reprod Domest Anim. 47 (s3), 30-33 (2012).
  19. Cunha, G. R., et al. Reproductive tract biology: Of mice and. Differentiation. 110, 49-63 (2019).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Lee, W., Novy, M. J. Effects of luteinizing hormone and indomethacin on blood flow and steroidogenesis in the rabbit ovary. Biol Reprod. 18 (5), 799-807 (1978).
  22. Janson, P. O. Effects of the luteinizing hormone on blood flow in the follicular rabbit ovary, as measured by radioactive microspheres. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (1), 122-133 (1975).
  23. Dowell, R. T., Gairola, C. G., Diana, J. N. Reproductive organ blood flow measured using radioactive microspheres in diestrous and estrous mice. Am J Physiol. 262 (4 Pt 2), R666-R670 (1992).
  24. De Visscher, G., Haseldonckx, M., Flameng, W. Fluorescent microsphere technique to measure cerebral blood flow in the rat. Nat Protoc. 1 (4), 2162-2170 (2006).
  25. Deveci, D., Egginton, S. Development of the fluorescent microsphere technique for quantifying regional blood flow in small mammals. Exp Physiol. 84, 615-630 (1999).
  26. Raz, T., et al. The hemodynamic basis for positional- and inter-fetal dependent effects in dual arterial supply of mouse pregnancies. PLoS One. 7 (12), e52273(2012).
  27. Fiorentino, G., Parrilli, A., Garagna, S., Zuccotti, M. Three-dimensional micro-computed tomography of the adult mouse ovary. Front Cell Dev Biol. 8, e52273(2020).
  28. Christensen-Jeffries, K., Browning, R. J., Tang, M. X., Dunsby, C., Eckersley, R. J. In vivo acoustic super-resolution and super-resolved velocity mapping using microbubbles. IEEE Trans Med Imaging. 34 (2), 433-440 (2015).
  29. Bar-Zion, A., et al. Doppler slicing for ultrasound super-resolution without contrast agents. BioRxiv. , (2021).
  30. You, Q., et al. Contrast-free super-resolution power Doppler (CS-PD) based on deep neural networks. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 70 (10), 1355-1368 (2023).
  31. Harmon, J. N., et al. Quantitative tissue perfusion imaging using nonlinear ultrasound localization microscopy. Sci Rep. 12 (1), 21943(2022).
  32. Welsh, A. W., et al. Three-dimensional US fractional moving blood volume: Validation of renal perfusion quantification. Radiology. 293 (2), 460-468 (2019).
  33. Schnell, D., Darmon, M. Bedside Doppler ultrasound for the assessment of renal perfusion in the ICU: Advantages and limitations of the available techniques. Crit Ultrasound J. 7 (1), 24(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przep yw krwi w jajnikuunaczynienie jajnikaPower DopplerColor Dopplerpr dko przep ywu krwihemodynamika przedowulacyjnajajnik myszy

Powiązane artykuły