Artykuł metodologiczny

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

DOI:

10.3791/69314

⸱

10 października 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular Biology and Anatomy, Medical College of Georgia at Augusta University, 2National Institute of Biotechnology, 3Department of Neuroscience and Regenerative Medicine, Medical College of Georgia at Augusta University, 4Department of Neurology, Medical College of Georgia at Augusta University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroencefalografia (EEG) pełni rolę podstawowego narzędzia do śledzenia aktywności elektrycznej w mózgu i zyskuje coraz większe znaczenie zarówno w diagnostyce klinicznej, jak i badaniach przedklinicznych na zwierzętach. Chociaż EEG gryzoni stanowi potężną platformę do modelowania ludzkich zaburzeń neurologicznych, długoterminowe nagrania często są ograniczone przez wysokie koszty, inwazję lub złożoność techniczną istniejących systemów. Przedstawiamy tutaj niezawodny, dostępny, ekonomicznie opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłego, wielomiejscowego pobierania EEG kory u swobodnie poruszających się myszy. Technika polega na wytwarzaniu drutów platynowo-irydowych z elektrodami śrubowymi połączonymi z uniwersalnym interfejsem magistrali szeregowej (USB), które są mocowane znieczulenie zewnątrzoponowo za pomocą śrub kostnych i zabezpieczane klejem oraz cementem dentystycznym. System umożliwia stabilne przechwytywanie sygnału przez kilka miesięcy, co wykazano u myszy typu dzikiego typu C57BL/6J z 85% wskaźnikiem przeżycia po operacji (n = 20). EEG było próbkowane przy częstotliwości 1 000 Hz i filtrowane między 1 Hz a 500 Hz przy użyciu wzmacniacza różnicowego. Aby zweryfikować działanie układu, podano pentylenetetrazol (20 mg/kg), aby wywołać aktywność przypominającą napady, co doprowadziło do wyraźnego wzrostu wydzielin międzypadaczkowych – z 2-5 na początku do 20-51 zdarzeń po wstrzyknięciu – z dodatkiem zwiększonej amplitudy sygnału. Wyładowania zostały zidentyfikowane na podstawie morfologii fali i charakterystyk sygnału odpowiadających uznanym kryteriom elektrofizjologicznym. Konfiguracja jest kompatybilna z behawioralnym śledzeniem wideo oraz otwartymi analizami i wspiera integrację z badaniami farmakologicznymi, genetycznymi lub neuromodulacyjnymi. Ta metoda zapewnia stabilną i adaptowalną platformę do badania dynamiki sieci mózgowych w modelach gryzoni, z zastosowaniami w badaniach nad padaczką i poza nią.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroencefalografia (EEG) dostarcza bezpośredniego pomiaru aktywności elektrycznej mózgu i jest szeroko stosowana w diagnozowaniu padaczki1. W ostatnich latach techniki EEG są coraz częściej adaptowane do zastosowań w modelach małych zwierząt do badania zaburzeń neurologicznych, fizjologii snu oraz dynamiki sieci mózgowych 2,3,4. Wraz z pojawieniem się genetycznie modyfikowanych modeli myszy i znaczącym postępem w technologiach rejestracji, EEG gryzoni stało się niezbędnym narzędziem badań przedklinicznych, oferując cenne informacje na temat mechanizmów translacyjnych istotnych dla zdrowia ludzkiego mózgu 5,6.

Jednoczesne wychwytywanie i manipulowanie aktywnością neuronową jest kluczowe dla badania dynamiki mózgu zarówno na poziomie makro- jak i mikroobwodowym. To podwójne podejście umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym sieci neuronowych zaangażowanych w inicjowanie i postęp napadów. Padaczka, charakteryzująca się nawracającymi i często nieprzewidywalnymi napadami, powstaje w wyniku zakłóceń w złożonych obwodach mózgowych4. Pomimo szeroko zakrojonych badań, mechanizmy regulujące rozprzestrzenianie się i jej wystąpienie pozostają niedo do końca poznane, częściowo z powodu ograniczonego wykorzystania technologii umożliwiających jednoczesne nagrywanie w wielu obszarach mózgu7.

Zapisy EEG z modeli zwierzęcych, które odtwarzają ludzkie zaburzenia neurologiczne, ujawniły skoki międzykręgowe, wyładowania falowe i wzorce napadów, które bardzo przypominają te obserwowane u pacjentów 8,9, co pogłębia naszą wiedzę o zmianach elektrofizjologicznych zachodzących w ludzkim mózgu. Podobnie nieprawidłowości EEG wykryte w modelach choroby Alzheimera, zaburzeń ze spektrum autyzmu i schizofrenii dostarczają kluczowych informacji o zaburzonej aktywności oscylacyjnej nerwowej i wskazują potencjalne cele terapeutyczne10.

Pomimo różnic w anatomii i skali mózgu, EEG myszy i człowieka wykazują uderzające podobieństwa 2,11. Oba wykazują charakterystyczne pasma częstotliwości oscylacyjnych — delta, theta, alfa, beta i gamma — z widmami mocy zazwyczaj według rozkładu 1/f 2,11. Przejścia między stanami mózgu, takie jak pojawienie się aktywności delta podczas snu o nieszybkim ruchu oczu (NREM) czy zwiększona synchronizacja gamma podczas zadań związanych z uwagą i pamięcią, są zachowane we wszystkich gatunkach. Ponadto aktywność padaczki, w tym oscylacje wysokoczęstotliwościowe (HFO) i wzorce krodłowe, wykazują porównywalne profile czasowe i spektralne zarówno u myszy, jak i ludzi7.

Zachowane cechy EEG gryzoni i ludzi sprawiają, że modele myszy są wysoce translacyjne do badania zaburzeń mózgu. EEG myszy umożliwia inwazyjne, wysokorozdzielcze nagrania, umożliwiające szczegółową analizę na poziomie obwodów12. Wspiera także testowanie strategii neuromodulacyjnych, w tym środków farmakologicznych, kontroli optogenetycznej oraz stymulacji zamkniętejpętli 13,14, które można łączyć z narzędziami behawioralnymi i molekularnymi do precyzyjnego badania dysfunkcji nerwowych.

Niemniej jednak należy zachować ostrożność przy ekstrapolacji wniosków. Mniejszy rozmiar i prostsza struktura korowa mózgu myszy mogą wpływać na propagację sygnału, a potencjały związane z wydarzeniami poznawczymi (ERP) mogą być mniej widoczne w porównaniu z ludźmi15. Zapewnienie spójności w rozmieszczeniu elektrod, referencjach sygnałowych i analizach jest kluczowe dla poprawy powtarzalności i ważności w laboratoriach16.

Rejestrowanie EEG u małych zwierząt niesie ze sobą zarówno możliwości, jak i wyzwania. EEG myszy jest zazwyczaj wykonywane za pomocą przewlekle wszczepionych elektrod umieszczonych znieczuleniem zewnątrzoponowym na powierzchni czaszki lub jako elektrody głębokie wprowadzane do struktur podkorowych17,18. Elektrody powierzchniowe, takie jak elektrody śrubowe lub druciane umieszczane na sura mater, są mało inwazyjne i nadają się do długoterminowych, podłużnych nagrań. Takie elektrody znajdują się poniżej kości, co zapewnia wysoką barierę impedancyjną podczas nagrywania. W związku z tym elektrody twardówkowe u gryzoni można uznać za bardziej porównywalne z elektrokortykografią (eCoG) niż z EEG. Elektrody głębokościowe, w przeciwieństwie do nich, oferują wyższą rozdzielczość przestrzenną i umożliwiają dostęp do głębokich obszarów mózgu, takich jak hipokamp, wzgórze czy ciało migdałowate, ułatwiając badania nad sieciami napadowymi i oscylacyjnym sprzężeniem między obszarami rozkładu 2,11.

Nowoczesne systemy EEG dla gryzoni obsługują nagrywanie wielokanałowe o wysokiej rozdzielczości czasowej i często są łączone z monitoringiem wideo w celu korelacji behawioralnej18. Dodatkowo, bezprzewodowe systemy EEG umożliwiają nieuwięzione, w czasie rzeczywistym akwizycję zwierząt zachowujących się swobodnie, minimalizując ograniczenia ruchowe i stres19. Chociaż z czasem te modernizacje stały się dostępne komercyjnie, są albo bardzo drogie, albo zbyt inwazyjne, by móc badać model gryzoni przez dłuższy czas.

Aby wypełnić tę lukę, przedstawiamy wszechstronny i opłacalny protokół wielomiejscowego pozyskiwania EEG w modelach gryzoni, odpowiedni do długoterminowych badań przy minimalnej inwazji. To podejście do rejestracji EEG jest szczególnie odpowiednie do badań wymagających wysokiej rozdzielczości oceny aktywności korowej u myszy w kontrolowanych warunkach eksperymentalnych. Najlepiej stosować je, gdy (i) zwierzę jest w stanie znieść krótką anestezję podczas implantacji elektrody i całkowicie się regeneruje, (ii) stabilne ustawienie głowy lub minimalny ruch podczas nagrań, (iii) pożądane jest długoterminowe lub powtarzane monitorowanie aktywności nerwowej oraz (iv) projekt eksperymentalny umożliwia rejestrację pojedynczego lub ograniczonego udziału wielu zwierząt, w zależności od pojemności wzmacniacza. Badacze powinni wziąć pod uwagę te ograniczenia, aby ustalić, czy metoda ta odpowiada ich celom eksperymentalnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten uzyskał zgodę Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Augusta. Na każdym etapie eksperymentu stosowano Przewodnik Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczący opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Wprowadzono wszystkie możliwe środki, aby zminimalizować liczbę zwierząt zaangażowanych w to badanie. Myszy użyte do tego badania to dwumiesięczne dzikie typy C57Bl6J. Czas potrzebny na wykonanie każdego kroku jest uwzględniony w odpowiednich etapach.

1. Przygotowanie pinów wtyczek za pomocą elektrod (5 min)

  1. Użyj żeńskich pinów USB typu B z 5 pinami, aby lutować przewód platynowo-irydowy o średnicy 0,003". Usuń warstwę z przewodu przed lutowaniem go pinem. Czwarty pin spośród pięciu to piny uziemiający; nie używaj go do podłączania do elektrod (Rysunek 1A). Użyj pozostałych 4 pinów do połączenia elektród.
  2. Zgnij piny pod kątem około 45° i owiń przewody wokół każdego pinu dwukrotnie, aby upewnić się, że przewody pozostają prawidłowo połączone i nie odpadają (rysunek 1A).
  3. Dodaj trochę pasty topnika lutowniczego na każdy pin, aby wyczyścić powierzchnię pinu i skutecznie go lutować.
  4. Dodaj mały kawałek cyny do każdego pina, użyj lutownicy, aby stopić drut lutowniczy, i na stałe przymocuj ten pin do drutu platynowo-irydowego (rysunek 1B-D).
    UWAGA: Użyj kleszczy o kącie 45° do przytrzymania przewodu, a inną owiń się wokół pina. Cały zabieg przeprowadź pod mikroskopem jasnego pola. Po owijaniu i lutowaniu przetnij pozostały przewód, a drugi koniec trzymaj przymocowany do elektrod. Przed operacją sterylizuj złącze za pomocą drutu platynowo-rodowego oraz elektrod.

2. Implantacja elektrod (30 min)

  1. Znieczulaj mysz w komorze znieczulonej i montuj ją na scenie stereotaksyjnej. Upewnij się, że mysz nie jest zbyt mocno zaniedowana, zanim zamontujesz ją na scenie, szczypając tylną nogę i czekając, aż przestanie reagować na szczypnięcie. Szybko zacznij podawać parownik izofluran/tlen na nosie z częstotliwością 1,5% v/v.
  2. Wstrzyknij myszy karprofen (5 mg/kg), aby zmniejszyć reakcje zapalne i ból, oraz deksametazon (0,1 mg/kg domięśniowo), aby zmniejszyć stan zapalny i obrzęk mózgu. Używaj maści do oczu, aby utrzymać wilgotność oczu, ponieważ długotrwałe działanie znieczulenia może je wysuszyć i uszkodzić.
  3. Użyj debelka do włosów lub ogol górę czaszki, aby odsłonić skórę. Stosuj technikę aseptyczną, aby oczyścić miejsce nacięcia przy użyciu 70% etanolu i jodu.
  4. Wykonaj wyraźne, pojedyncze nacięcie skalpelem na środku głowy. Przetnij wokół nacięcia, aby odsłonić miejsce implantacji elektrody. Upewnij się, że mięśnie nie są odsłonięte (rysunek 2A).
  5. Przemyj roztworem 0,9% NaCl i wysusz powierzchnię. Szoruj powierzchnię patyczkami namoczonymi lub zanurzonymi w nadtlenku wodoru. Tkanka łączna na kości, która jest trwała, może być usunięta skalpelem. Odczekaj co najmniej minutę po szorowaniu.
  6. Przemyj roztworem 0,9% NaCl i wysusz powierzchnię przed rozpoczęciem wiercenia.
  7. Użyj wiertarki dentystki, aby powierzchnia czaszki była szorstka, co ułatwia przyczepność akrylową.
  8. Zmierz i wyznacz miejsca wszczepienia elektrody (AP: +2, -4, ML: ±1.5)20 (Rysunek 2B).
  9. Wywierć powierzchnię wiertarkami o średnicy 1,4 mm i wkręć 4 śruby kostne (1,5 mm) precyzyjnymi śrubokrętami. Upewnij się, że wiercenie nie robi dziur w kości. Śruby nie powinny robić otworu w mózgu, lecz dotykać powierzchni (rysunek 2C).
  10. Jeśli jest krew, myj roztworem 0,9% NaCl i czekaj, aż wyschnie. Użyj odkurzacza, jeśli trzeba.
  11. Owiń przewody podłączone do złącza USB 2-4 razy wokół każdej ze śrub i przetnij pozostałe przewody (rysunek 2D).
  12. Na wierzch każdej śruby nałóż małą kroplę superglue (Loctite) i pozwól wyschnąć, aby połączenie było mocne. Upewnij się, że złącze jest umieszczone na środku czaszki i nie dotyka czaszki ani żadnych elektrod (Rysunek 2E).
  13. Użyj cyjanoakrylanu, aby stopniowo budować głowicę, stopniowo. Unikaj nakładania zbyt grubej warstwy, bo może to nagrzać kość. Przymocuj dużą śrubę na płaskiej powierzchni złącza, która nie styka się z kością ani zwierzęciem, używając cementu dentystycznego, aby ułatwić podłączenie kabla USB (rysunek 2F).
  14. Pozwól głowicy wyschnąć co najmniej 2 minuty, zanim odłączysz mysz od etapu stereotaksyjnego. Obserwuj mysz przez następne 24 godziny na podkładce grzewczej.
  15. Lecz mysz karprofenem przez następne 7 dni dawką 5 mg/kg co 12 godzin. Mysz będzie gotowa do rejestracji EEG po 2 tygodniach oczekiwania, aby pobudzić wzrost kości na styku akrylowym.
    UWAGA: Staraj się trzymać złącze jak najbliżej czaszki. Upewnij się, że nie dotyka czaszki ani śrub kościanych. Upewnij się, że przewody nie są połączone ze sobą na żadnym ze końców. Uważaj, żeby cyjanoakrylan nie dostał się do złącza USB i oczu.

3. Nagrywanie EEG (65 min)

  1. Rejestruj EEG każdej myszy przez 1 godzinę, 30 minut przed leczeniem pentylenetytrerazolem (PTZ) oraz 30 minut po leczeniu 20 mg/kg PTZ.
  2. Podłącz kabel USB do złącza. Podłącz kabel USB do wzmacniacza różnicowego prądu przemiennego (AC) za pomocą klipsów aligatorowych, z wzmocnieniem ustawionym na 10k i filtrowanym między 0,1 Hz a 250 Hz21. Próbkowanie sygnału EEG przy częstotliwości 1000 Hz (Rysunek 3).
  3. Nagrywaj sygnały wyjściowe ze wzmacniacza jednocześnie na komputerze i wyświetlaj je na oscyloskopie do monitorowania w czasie rzeczywistym. Podłącz wyjścia wzmacniacza do urządzenia USB do akwizycji i kondycjonowania sygnału (np. NIDAQ) podłączonego do komputera (Rysunek 3).
  4. Użyj kodu Pythona do nagrania sygnału EEG (dostępnego w https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Kod cyfrowo filtruje sygnał w zakresie 0,1 Hz i 250 Hz.
    UWAGA: Nagrywanie EEG w pomieszczeniu bez zakłóceń elektrycznych poprawia jakość danych i zapisów.

4. Interpretacja danych

  1. Użyj kodu Pythona do wizualizacji danych (dostępny na https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Zidentyfikuj wyładowania międzykratyczne z każdego nagrania (rysunek 4A).
    UWAGA: Rozładowanie międzykroczowe rozważano, jeśli przebieg fali jest dwukrotnie bliższy bazowej i trwa mniej niż 200 ms22 i spełnia co najmniej 4 z następujących 5 kryteriów – fala di- lub trójfazowa z ostrym szczytem, inną długość niż tło, asymetria przebiegu fali, aktywność tła zakłócona przez obecność, a następnie po przejściu wolnej fali8, 20, 22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektrody zostały wszczepione 20 myszom na tle C57Bl6J, w tym 5 dzikich myszy typu C57Bl6J, z utrzymywanym wskaźnikiem przeżycia pooperacyjnego na poziomie 85% do 6 miesięcy po operacji (rysunek 4B). Po 6 miesiącach nasadki głowy zaczęły się odłączać, a wszystkie myszy zostały uśpione w wieku 8 miesięcy. Średnia masa zespołu głowic, włącznie z złączem i śrubami, wynosiła 1,13 g (n = 20). Myszy odzyskały przytomność w ciągu 30 minut po operacji i wróciły do normalnego ruchu oraz wpatrywania s...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy solidny, opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłego, wielomiejscowego rejestrowania EEG u swobodnie poruszających się myszy. Pomyślna implantacja elektrod śrubowych oraz specjalnie wykonanych elektrod platynowo-irydowych przylutowanych do złącza USB, wraz z obserwowanym wskaźnikiem przeżycia i jakością zapisów, świadczą o wykonalności i niezawodności tej techniki w przewlekłych nagraniach. Co istotne, protokół ten umożliwia precyzyjne zbieranie danych elektrof...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB jest płatnym konsultantem Alfred Mann Foundation. Autorzy nie mają konkurujących interesów finansowych ani innych konfliktów interesów wynikających z tej pracy.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB jest wspierany przez granty NEI R01EY036089 oraz NIA grant RF1AG060754. XF był wspierany grantami z James Fickel Alzheimer's Disease Research Fund, EY028158 i EY032488.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Drut platynowy irydu 0,003"Systemy AM777000
Śruby kostne 1,5 mmSpecjalności Antrin Miniature000-120X1/16 WIĄZANIE SL MS SST
Wzmacniacz AC Systemy AM
KarprofenCovetrus11695-6935-1
Akrylowa podstawa protez ColdpacFirma Yates Motloidhttps://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base
Wiertarka dentystyczna 1,4 mmVolvere GXNie ma
DeksametazonVEDCO50989-437-12
Lubrykant do oczuOptix Carehttps://theoptixcare.com/
Nadtlenek wodoruSigma Aldrich7722-84-1
NIDAQ USB Instrumenty narodowehttps://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.htmlAkwizycja danych i kondycjonowanie sygnału USB 
PentylenetetrazolCaymen Chemicals18682
Pasta topnika do lutowania kalafonii i inkas;Wellerhttps://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/
Przewód lutowniczy 0,32"Radio ShackNie ma
SuperglueLoctiteNie ma
Wtyczki żeńskie USB typu BSprzedawca QMX00292ABU9

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Smith, S. J. EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).
  2. Buzsaki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).
  3. Fisher, R. S., et al. ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).
  4. Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. How can we identify ictal and interictal abnormal activity. Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).
  5. Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest. Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).
  6. Wykes, R. C., et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).
  7. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  8. Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm. Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).
  9. Petrucci, A. N., et al. Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission. Neuroscience. 453, 206-221 (2021).
  10. Colgin, L. L. Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony. Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).
  11. Amat-Foraster, M., et al. Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks. Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).
  12. Sun, G., et al. Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents. Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).
  13. Kang, W., et al. Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially. Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Maheshwari, A. Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis. Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).
  16. Ahuis, T. P., et al. Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study. PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).
  17. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), e54216(2016).
  18. Kadam, S. D., et al. Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).
  19. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system. J Vis Exp. (101), e52554(2015).
  20. Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576. J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).
  21. Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics. Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).
  22. Oblak, A. L., et al. Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study. Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).
  23. Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice. J Vis Exp. (150), e60028(2019).
  24. Schroder, T., et al. The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice. J Vis Exp. (209), e66867(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rejestracja EEG u myszyprzewlek e EEGwielokana owe EEGimplantacja elektrodelektrody platynowo irydoweelektrody w postaci rub kostnychwzmacniacz r nicowymodel napad w indukowanych pentylenetetrazolemd ugoterminowy monitoring neuronalny

Powiązane artykuły