Ubikwitynacja, modyfikacja potranslyczna, jest kluczowym regulatorem funkcjonowania białek wewnątrzkomórkowych. Ubikwitynacja moduluje funkcje białek poprzez promowanie degradacji proteasomalnej lub zmianę lokalizacji subkomórkowej poprzez sygnalizację zależną od łańcucha ubikwityny. Tutaj opisujemy dwie metody lizy komórek do wykrywania poziomów ubikwitynacji SMAD2 w komórkach HEK293T oraz porównamy ich skuteczność w analizie poziomów ubikwitynacji białek. Nadmierna ekspresja białek w komórkach została wywołana przez transfekcję przejściową. Plazmidy (HA-Ub, FLAG-SMAD2 i MYC-SMURF2) oraz odczynniki transfekcyjne zostały osobno dodane do ośrodka bazalnego, wymieszane, a mieszanina dodana do komórek. Przed pobraniem dodano MG132, aby hamować degradację proteasomalną i zwiększyć gromadzenie białek ubiquitinowanych. Główną różnicą między tymi dwoma podejściami eksperymentalnymi są metody lizy komórek – metoda kąpieli lodowej (wykonywana w 4 °C) oraz metoda obróbki cieplnej (inkubacja w 95 °C), co znacząco wpływa na efektywność lizy białek. Po zakończeniu analizy komórek wymieszano lizat komórkowy, koraliki agarozy oraz przeciwciało FLAG i wybudowano w temperaturze 4 °C przez noc. Następnie białka ubikwitynowane były wykrywane analizą western blotem. Przed wykryciem białek ubikwitynowanych stosowano przeciwciało lekkie do inkubacji przeciwciał wtórnych. Następnie wykryto pasma ubiquitynacji. Wyniki pokazują, że zarówno metoda kąpieli lodowej, jak i metody obróbki cieplnej mogą być stosowane do wykrywania poziomów ubikwitynacji, podczas gdy metoda obróbki cieplnej może ułatwić wykrywanie ubikwitynacji SMAD2. Badanie to wyodrębnia i porównuje dwie metody lizy komórek do pomiaru poziomów ubikwitynacji w komórkach ssaków, wykorzystując SMURF2/SMAD2 jako model, aby pomóc naukowcom w wyborze bardziej odpowiednich metod wykrywania poziomów ubikwitynacji białek substratowych.