Artykuł metodologiczny

Elektrofizjologiczne profilowanie przedczołowej brzucha przyśrodkowego w modelu mysim depresji i choroby Parkinsona

DOI:

10.3791/69366

⸱

30 grudnia 2025

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Research of Barcelona (IIBB), Spanish National Research Council (CSIC), 2August Pi i Sunyer Biomedical Research Institute (IDIBAPS), 3Biomedical Research Networking Center for Mental Health (CIBERSAM), ISCIII, 4Human Anatomy and Embryology Department, Faculty of Medicine, University of Valencia

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykorzystując model myszy podobny do choroby Parkinsona (PD), który nadekspresuje zmutowaną formę A53T ludzkiej alfa-synukleiny (h-α-Syn) w grzbietowym jądrze Raphea (DR), opracowaliśmy metodę rejestracji elektrofizjologicznej do badania roli obwodu przedczołowego (vmPFC)-DR w zaburzeniach depresyjnych/lękowych w PD.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż choroba Parkinsona (PD) jest przede wszystkim znana jako zaburzenie ruchowe, objawy niemotoryczne często pojawiają się przed deficytami ruchowymi i znacząco wpływają na postęp choroby, co jest kluczowe na wszystkich etapach choroby. Wśród nich depresja i lęk są najczęstszymi objawami, które powodują wyższe obciążenie objawowe u kobiet niż u mężczyzn. Zmiany w układzie serotoninergicznym (5-HT) często wiążą się z zaburzeniami nastroju, a nagromadzenia α-synukleiny (α-Syn) obserwowano w jądrach 5-HT raphe (RN) pacjentów z chorobą Parkinsona (PD) i depresją. Zrozumienie obwodów nerwowych leżących u podstaw tych niemotorycznych objawów jest zatem kluczowe.

Przedstawiamy tutaj ulepszony protokół badający rolę obwodu kory przedczołowej (vmPFC)-grzbietowego jądra raphe (DR) w zaburzeniach nastroju związanych z PD, wykorzystując model myszy samicy, który nadekspresjonuje mutantną formę A53T ludzkiego α-synu (h-α-syn) w DR. Nasza metoda umożliwia wysokorozdzielczą ocenę aktywności neuronów w korze podczerwiębowej (IL) i przedlimbycznej (PL) zarówno w warunkach podstawowych, jak i podczas warunkowania awersyjnego i wymierania. Stosując paradygmat kondycjonowania sensorycznego ton-światło u myszy przystawionych na jawie, stosujemy wielokanałowe sondy elektrofizjologiczne do rejestrowania odpowiedzi neuronalnych. Eksperymenty prowadzono w korytarzach wirtualnej rzeczywistości, łącząc cylindryczną bieżnię z wyświetlaczem na dwóch ekranach, aby utrzymać zaangażowanie zachowań, jednocześnie zapewniając precyzyjną kontrolę bodźców sensorycznych i stabilność rejestrującej.

Protokół ten opiera się na ustalonym udziale kory IL i PL w warunkowaniu strachu i wygaszaniu oraz zapewnia solidne ramy do badania dynamicznej aktywności nerwowej w obwodach związanych z zachowaniami depresyjnymi i lękowymi w Parkinsony. Dzięki jednoczesnym pomiarom behawioralnym i elektrofizjologicznym w warunkach kontrolowanych, to podejście stanowi potężne narzędzie do wyjaśniania neurobiologicznych mechanizmów objawów nieruchowych w PD oraz do testowania potencjalnych interwencji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Parkinsona (PD) to zaburzenie ruchowe, jednak wiadomo, że objawy niemotoryczne poprzedzają objawy ruchowe i są krytyczne we wszystkich stadiach choroby 1,2,3,4. Wśród nich depresja i lęk są najczęstszymi objawami neuropsychiatrycznymi, poważnie wpływając na jakość życia pacjentów z Parkinsinem i powodując wyższe obciążenie objawowe u kobiet niż u mężczyzn5. Mimo to często są niedodiagnozowane i niewystarczająco leczone6. Z tych wszystkich powodów kluczowe jest zrozumienie neurobiologii oraz obwodów zaangażowanych w neuropsychiatryczne objawy Parkinsona, aby zwarstwić pacjentów i zaoferować im bardziej spersonalizowaną opiekę.

Chociaż etiologia PD pozostaje częściowo niejasna, zidentyfikowano kilka kluczowych cech neuropatologicznych. Choroba charakteryzuje się postępującą degeneracją i utratą neuronów i włókien dopaminergicznych (DA) w układzie nigrostriatalnym, co prowadzi do prototypowych deficytów ruchowych związanych z PD 7,8. Kolejną cechą charakterystyczną Parkinsonowej choroby jest obecność ciałczek Lewy'ego (LB) i neuritów Lewy'ego — inkluzji wewnątrzkomórkowych tworzonych przez agregaty białek fibrylarnych — złożonych głównie z białka α-synukleiny (α-Syn)9,10. Badania neuroobrazowe pokazują również, że inne systemy neuroprzekaźników są dotknięte – nawet przed zaangażowaniem DA – w tym układ serotonergiczny (5-HT) 11,12,13. Zmiany w układzie serotonergicznym (5-HT) są powszechnie związane z zaburzeniami nastroju, a w jądrach 5-HT raphe (RN) u osób zdiagnozowanych z chorobą Parkinsona (PD) i depresją14 wykryto osady α-synukleiny (α-Syn).

Grzbietowe jądro raphe (DR) jest największym jądrem 5-HT w RN15, odgrywającym kluczową rolę w regulacji emocji, percepcji, nagrody, agresji oraz interakcjach społecznych. W konsekwencji dysfunkcja w DR wiąże się z zaburzeniami neuropsychiatrycznymi, takimi jak stres, lęk i depresja15,16. W tym momencie ważne jest podkreślenie silnego, dwukierunkowego funkcjonalnego i anatomicznego połączenia między DR a korą przedczołową (PFC), obszarem mózgu niezbędnym dla funkcji mózgu wyższego rzędu. Podczas gdy bardziej grzbietowe obszary PFC są powiązane z funkcjami poznawczymi, obszary bardziej brzuszne (vmPFC) odgrywają fundamentalną rolę w regulacji emocji, kontroli działań, pamięci i podejmowaniu decyzji17,18. Dlatego vmPFC i DR razem znacząco wpływają na nastrój, a zmieniona aktywność w tym obwodzie wiąże się z objawami depresyjnymi18. Ponadto wykazano, że nagromadzenie zagregowanych form α-Syn w neuronach 5-HT w RN wywołuje lęk i fenotypy depresyjne 19,20,21.

Wykorzystując model myszy z PD z depresyjnym fenotypem, który nadekspresjonuje zmutowaną formę A53T ludzkiego α-synu (h-α-syn) w DR za pomocą wektora wirusowego adenogeno-powiązanego (AAV), opracowaliśmy metodę rejestracji elektrofizjologicznej. Metoda ta ma na celu zbadanie roli obwodu vmPFC-DR w zaburzeniach depresyjnych/lękowych w PD. Podejście to polega na ocenie aktywności neuronalnej kory podczerwinkowej (IL) i przedlimbycznej (PL) u myszy czujnych za pomocą nagrań pojedynczych jednostek i lokalnych potencjałów pola (LFP). Odbywa się to za pomocą wielokanałowej sondy we współpracy z biegaczem wirtualnej rzeczywistości. Uznając udział kory PL i IL w warunkowaniu awersyjnym, mierzymy także ich aktywność w takim paradygmatze, aby ocenić ich funkcję w sytuacjach stresowych. Ważne jest, aby zrozumieć, że PL przede wszystkim wywołuje reakcje warunkowe, podczas gdy kora IL odgrywa kluczową rolę w ich wygaszaniu22,23.

Poniższy protokół opisuje kroki wszczepienia głowy i ostrego rejestrowania aktywności elektrycznej kory PL i IL in vivo. Osiągamy to dzięki korytarzowi wirtualnej rzeczywistości, który łączy cylindryczną bieżnię dla myszy z głową z podwójnym ekranem wizualnym. Protokół podzielony jest na cztery główne etapy: (1) chirurgia implantacji pręta głowy, (2) habituacja, (3) nagrywanie i pozyskiwanie sygnału oraz (4) analiza danych: sortowanie kolców i wstępne przetwarzanie danych.

Trzy tygodnie po wywołaniu nadekspresji h-α-Syn w systemie 5-HT mózgu, myszy przechodzą operację implantacji pręta głowy, która umożliwia późniejsze ustabilizowanie głowy. Po tygodniowym okresie rekonwalescencji myszy są przyzwyczajone przez 4 dni zarówno do eksperymentatora, jak i do bieżni oraz systemu fiksacji głowy. W dniu rejestracji ten układ służy do rejestrowania aktywności nerwowej kory PL i IL w warunkach wyjściowych oraz podczas warunkowania awersyjnego. Surowe dane neuronalne są przetwarzane za pomocą automatycznego sortowania impulsów w Kilosort4, a następnie ręcznej kuracji w Phy2, aby wydobyć wysokiej jakości klastry pojedynczych jednostek do dalszej analizy (Rysunek 1).

Proponowany protokół nagrywania vmPFC z obudzeniem, głową i głową oferuje kilka zalet w porównaniu z klasycznymi alternatywami, takimi jak przygotowania znieczulone lub ex vivo oraz bezprzewodowe nagrania u swobodnie poruszających się zwierząt. W przeciwieństwie do metod znieczulonych lub ex vivo, ta metoda pozwala ocenić aktywność vmPFC pod kontrolowaną stymulacją wzroku i słuchu w środowisku wirtualnej rzeczywistości, co jest niezbędne do wdrożenia paradygmatów warunkowania awersyjnego24,25. W przeciwieństwie do swobodnie poruszających się nagrań, konfiguracja z głową zapewnia precyzyjną kontrolę eksperymentalną nad bodźcami sensorycznymi i zadaniowymi warunkami, co zmniejsza zmienność i umożliwia spójną strukturę prób. Ponadto fiksacja głowy zmniejsza ryzyko rozłączenia zadania obserwowanego w swobodnie poruszających się paradygmatach, szczególnie przy stymulacji awersyjnej, jednocześnie pozwalając na stabilne, wydajne nagrania wielokanałowe26.

Z praktycznego punktu widzenia protokół ten wymaga, aby zwierzęta były przyzwyczajone do fiksacji głowy i biegania na bieżni, ale korzysta z komercyjnie dostępnych, stosunkowo przystępnych cenowo systemów stabilizacji głowy wyposażonych w cylindryczne bieżnie. Dzięki temu podejście to jest dostępne dla mniejszych laboratoriów, ponieważ sondy można wielokrotnie używać (do ~10 wszczepień), co znacznie obniża koszty w porównaniu z przewlekle swobodnie poruszającymi się implantami. W konsekwencji ta metoda zapewnia równowagę między kontrolą eksperymentalną, istotnością behawioralną a efektywnością kosztową. Kolejnym czynnikiem do rozważenia jest wdrożenie paradygmatu warunkowania awersyjnego. W tym badaniu zastosowaliśmy eksperymentalny projekt oparty na naturalnej awersji gryzoni na światło: 10 tonów słuchowych (bodźców warunkowanych), po których następowało krótkie wystawienie na intensywne światło (bodziec niewarunkowany). Chociaż ten wzór jest mniej stresujący niż inne klasyczne metody warunkowania, takie jak te z użyciem wstrząsów elektrycznych, stanowi bardziej podobny czynnik stresoru w rzeczywistości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty przeprowadzano z kontrolami dopasowanymi do wieku, a procedury na zwierzętach zaprojektowano zgodnie z zasadami 3R; przeprowadzone zgodnie z wytycznymi etycznymi zawartymi w Dyrektywie UE 2010/63 (22 września 2010), hiszpańskim ustawodawstwie (RD 1201/2005, L.32/2007 i L.6/2013) oraz zatwierdzonym przez Generalitat Valenciana (ES462500001003; nr 2023-VSC-PA-0073) oraz lokalnym Komitetem Bioetyki Uniwersytetu w Walencji (ref. A20230214153605).

UWAGA: Aby zapewnić bezpieczeństwo i zapobiec zanieczyszczeniu, przez cały czas trwania procedury należy nosić środki ochrony osobistej, w tym jednorazowe rękawiczki i buciki, fartuch laboratoryjny, maseczkę oraz siatkę na włosy. Stosuj systemy zwrotu leków weterynaryjnych do utylizacji pozostałości powstałych w wyniku ich użycia, zgodnie z lokalnymi przepisami i obowiązującymi krajowymi programami zwrotu.

1. Generowanie modeli myszy

UWAGA: Dorosłe samice myszy C57BL/6J (9 tygodni) były trzymane w kontrolowanych warunkach środowiskowych (22 ± 1 °C; 12-godzinny cykl światła/ciemności) z doraźnym dostępem do jedzenia i wody.

  1. Pod znieczuleniem izofluranowym (4% do indukcji, 2% do podtrzymywania utrzymania) w komorze znieczulenia myszy losowo przypisuj myszom do stereotaktycznych mikrozastrzyków do DR (współrzędne względem bregmy: anteroposterior [AP] −4,5 mm, mediolateralny [ML] −1,0 mm, grzbietowo-wentralny [DV] −3,2 mm; kąt wstrzyknięcia: 20°) za pomocą automatycznego mikrowtłaczającego o przepływie 0,4 μL/min, jak wcześniej opisano 19,27,28.
  2. Upewnij się, że każda mysz otrzymuje całkowitą objętość 0,6 μL albo rekombinowanego wirusa adeno-asociowanego serotypu 1/2 (AAV1/2; stężenie: 5,16 × 1012 gp/mL) kodującego mutantną formę A53T ludzkiego h-α-synu, aby wywołać nadekspresję w neuronach 5-HT DR (n = 4), lub pustego wektora AAV1/2 zawierającego niekodujące wypełniające DNA (AAAV-EV), używana jako grupa kontrolna (n=5).
  3. Aby zapobiec refluksu, trzymaj igłę na miejscu przez dodatkowe 8 minut, zanim powoli ją wyjmij z prędkością 320-400 μm/min.
    UWAGA: Dla bezpieczeństwa upewnij się, że systemy usuwania działają prawidłowo, aby wychwytywać opary znieczulające przed jakąkolwiek operacją stereotaksyjną (sekcje 1 i 2). W przypadku wycieku izofluranu podczas napełniania waporyzatora, natychmiast go oczyść za pomocą bezwładnego, chłonącego materiału, takiego jak trociny. Do utylizacji filtrów izofluranowych i wszelkich pozostałości powstałych w wyniku ich stosowania należy stosować systemy weterynaryjne do przyjmowania leków, zgodnie z lokalnymi przepisami.

2. Operacja implantacji z główką

UWAGA: Wykonaj operację implantacji z głową zgodnie z poniższymi krokami, 3 tygodnie po wygenerowaniu modelu myszy.

  1. Przygotowanie przedoperacyjne i znieczulenie
    1. Znieczulenie zwierzęcia podano izofluranem (4% podczas indukcji, 1,5-2% do podtrzymywania utrzymania) za pomocą parownika izofluranowego.
    2. Umieść mysz w urządzeniu stereotaksyjnym na podkładce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała przez cały zabieg.
    3. Delikatnie otwórz pysk myszy, aby położyć zęby na drążku gryzącym i przymocuj maskę podłączoną do aparatu stereotaksyjnego, aby zapewnić ciągłe podawanie izofluranu do utrzymania znieczulenia.
    4. Stosuj krople do oczu, aby zapobiec owrzodzeniom oka.
    5. Podaj środki przeciwbólowe co najmniej 10 minut przed nacięciem skalpelem poprzez podskórne wstrzyknięcie butorfanolu (5 mg/kg w roztworze soli fizjologicznej).
    6. Należy stosować lidokainę regionalną (0,03 mL w każdym uchu, 4 mg/kg, nie przekraczać maksymalnych dawek 7 mg/kg lub kremu lidokainowego/prilokainowego [25 mg/g lidokainy i 25 mg/g prilokainy]) na ucho wewnętrzne, aby zmniejszyć dyskomfort związany z pręcikami usznymi.
  2. Stereotaksyjne ustawienie i przygotowanie czaszki
    1. Ustaw nauszniki tak, aby pewnie trzymały głowę, zapewniając symetrię i minimalny ruch.
    2. Reguluj siekacz, aby przywrócić bregmę i lambdę do tego samego poziomego poziomu, upewniając się, że są na linii środkowej.
    3. Potwierdź indukcję znieczulenia, sprawdzając utratę odstawienia pedałów, odruch palpebralny, obniżoną częstość oddychania oraz brak ruchu wąsa.
    4. Upewnij się, że mysz jest prawidłowo ustawiona w stereotaksyjnej ramie, a nauszniki są starannie wyregulowane.
    5. Ogol obszar operacyjny i zdezynfekuj go roztworem antyseptykowym (povidon-jod, a następnie 70% etanolu), aby zminimalizować ryzyko infekcji.
    6. Wykonaj nacięcie na skórze głowy w linii środkowej i delikatnie cofnij tkanki pod spodem, aby odsłonić czaszkę, jednocześnie utrzymując hemostazę. Upewnij się, że skóra jest wystarczająco otwarta, aby zobaczyć grzbietki ciemiennoskroniowe. Aby to osiągnąć, załóż cztery cienkie zaciski typu bulldog na powięzi pod skórą, aby zmaksymalizować ekspozycję.
    7. Oczyść i dokładnie wysuszyć odsłoniętą czaszkę, aby mieć wyraźny widok anatomicznych punktów orientacyjnych (bregma i lambda).
    8. Wypoziomuj czaszkę względem osi przed-tylnej, ustawiając bregmę i lambdę w tej samej płaszczyźnie poziomej.
    9. Wypoziomuj czaszkę względem osi środkowo-bocznej, dopasowując głębokość obu grzbietów ciemienno-skroniowych.
  3. Wiercenie i zakładanie implantów
    1. Wywierć otwór o średnicy 1 mm nad vmPFC na współrzędnych AP: +1,75; ML: −0,4; DV: +3,1 (Rysunek 2). Użyj ramienia stereotaksyjnego, aby oznaczyć cztery wierzchołki tuszem, aby prowadzić wstawianie sondy krzemowej w dniu nagrywania. Dodatkowo narysuj krzyż, łącząc wcześniej opisane punkty skalpelem i nakładając dużą ilość tuszu, aby przeniknął przez nacięcia, zapewniając stabilność śladów. Usuń nadmiar atramentu patyczką zwilżoną 70% alkoholem.
    2. Wywierć dwa dodatkowe otwory w tylnej części czaszki powyżej móżdżku. Wkładaj ręcznie jeden przewód do każdego otworu dla przyszłego odniesienia i uziemienia (Rysunek 2).
      1. Alternatywnie, można użyć ze stali nierdzewnej (A2 ze stali nierdzewnej, M1 × rozmiar 2 lub 18-8 ze stali nierdzewnej, średnica 0,061" × długość 3/16") lub stalowych męskich sweczków. Bez względu na wybór, upewnij się, że element zapewniający kontakt elektryczny pozostaje w bezpośrednim kontakcie z powierzchnią mózgu, nie wywierając presji, aby uniknąć uszkodzenia tkanek, pogorszenia dobrostanu zwierząt lub negatywnego wpływu na jakość zapisów.
    3. Zrób płytkie rowki na odsłoniętej czaszce skalpelem, aby zwiększyć powierzchnię i poprawić przyczepność implantu.
    4. Nałóż pośrednią żywicę klejącą na oczyszczoną i wysuszoną czaszkę w dwóch kolejnych warstwach: najpierw mieszanką bazowo-katalizatorową, pozwalając jej całkowicie wyschnąć, a następnie mieszanką zawierającą proszek, zapewniając pokrycie całej powierzchni i krawędzi czaszki. Sprawdź pęsetą, czy klej między czaszką a przyszłym cementem implantowym jest w pełni zastygły przed dalszą pracą.
    5. Umieść stalowy główek między otworem rejestrującym PFC a otworami referencyjnymi/uziemiającymi (Rysunek 2). Wyrównaj głowę z ramieniem stereotaksyjnym, aby zapewnić jej całkowitą wysokość czaszki, utrzymując dokładne współrzędne stereotaksyjne podczas stabilizacji głowy i późniejszego włożenia sondy silikonowej.
    6. Sklej wszystkie metalowe elementy z czaszką za pomocą cementu dentystycznego, starannie unikając przedostawania się cementu do otworu rejestracyjnego.
    7. Przykryj kraniotomię silikonem chirurgicznym dwuskładnikowym.
      UWAGA: Jeśli wszystkie kroki zostaną dokładnie przestrzegane, implantacja i późniejsza funkcjonalność głowicy przebiegną bez komplikacji, z szacowanym wskaźnikiem powodzenia powyżej 95%.
  4. Opieka pooperacyjna
    1. Dokładnie monitoruj rekonwalescencję myszy po operacji mózgu, aby upewnić się, że zwierzę odzyskuje przytomność, utrzymuje temperaturę ciała i doświadcza ulgi w bólu.
    2. Myszy domowe w klatkach i monitoruj je do pełnego wyzdrowienia.
    3. Podawaj podskórny butorfanol (5 mg/kg w roztworze soli fizjologicznej) co 12 godzin przez 3 dni po operacji.
      UWAGA: (KRYTYCZNE) Przez cały zabieg operacyjny nieustannie monitoruj parametry życiowe (tętno i oddychanie, saturację tlenem oraz ciśnienie krwi). Stosuj krople do oczu w razie potrzeby, aby zapobiec suchości lub uszkodzeniom rogówki.

3. Przyzwyczajenie

UWAGA: Gdy myszy odzyskają wagę przedoperacyjną (około 5 do 7 dni po operacji), rozpocznij 4-dniowy protokół przyzwyczajenia, aby stopniowo przystosować zwierzęta do warunków eksperymentalnych.

  1. Dzień 1: Przeprowadzić dwie 10-minutowe sesje manipulacji, z godzinną przerwą między sesjami, aby zapoznać myszy z eksperymentatorem. Delikatnie dotknij myszy, gdy jest na przedramieniu, aby zapoznać ją z eksperymentatorem.
  2. Dzień 2: Wykonaj dwie 5-minutowe sesje z manipulacją. Po każdej sesji delikatnie trzymaj myszy za głowę w odstępach po 10 sekund przez łącznie 5 minut.
  3. Dzień 3: Po krótkiej sesji obsługi myszy pozwól swobodnie biegać po bieżni przez 7 minut. Następnie przygotuj głowę i utrzymuj myszy w pozycji z głową przez 5 minut.
  4. Dzień 4: Przeprowadz 15-minutową sesję biegu na bieżni z głową zamocowaną.
    UWAGA: (KRYTYCZNE) Zwierzęta wykazujące nadmierną utratę masy ciała, fryzjerstwo, zmniejszone zachowania eksploracyjne lub obniżoną ruchliwość, zgodnie z ustalonymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt, muszą zostać wycofane z badania. Implant musi pozostać całkowicie stabilny. Każde przemieszczenie wymaga wyłączenia zwierzęcia z badania, ponieważ może uszkodzić sondę wielokanałową podczas nagrywania i/lub skutkować niestabilnymi, hałaśliwymi sygnałami.

4. Przygotowanie sondy

UWAGA: Aby podłączyć sondę do adapterów (rysunek 3A), postępuj zgodnie z następującymi krokami:

  1. Podłącz adapter/złącze sondy do adaptera ramienia stereotaksowego.
  2. Połącz 2 adaptery typu head-stage (każdy Om32) z adapterem sondy (Rysunek 3A), zapewniając dopasowanie orientacji i unikając nadmiernej siły.
  3. Podłącz sondę do adaptera (rysunek 3B). Aby umożliwić jednoczesne nagrywanie z regionów IL i PL na 64 różnych głębokościach, użyj jednokanałowej, 64-kanałowej sondy krzemowej (długość trzonka: 8 mm; Grubość trzpienia: 15 μm) (Rysunek 4A).
  4. Aby ułatwić późniejszą lokalizację sondy, pokryj sondę barwnikami fluorescencyjnymi lub ferromagnetycznymi cząstkami zgodnymi z histologią, umożliwiając późniejszą weryfikację miejsca rejestracji.
  5. Nakładaj barwnik jedną z następujących metod:
    1. Zanurz cały trzon w roztworze.
    2. Wypuścić małą kroplę roztworu z mikropipety na sondę i rozprowadzić ją wzdłuż trzonka.
    3. Użyj cienkiego pędzla zanurzonego w roztworze, aby pomalować tył sondy.
    4. W krokach 4.5.2 i 4.5.3 należy wykonać co najmniej trzy pociągnięcia, aby zapewnić prawidłową powłokę trzonka.
      UWAGA: Kroki 4.1 do 4.3 są wymagane tylko przy pierwszym użyciu sondy, ponieważ może być ona wielokrotnie wykorzystywana podczas wielu sesji nagraniowych. Po nagraniu odłącz kable interfejsu peryferyjnego szeregowego (SPI), pozostając podłączoną do adaptera i adapterów zamontowanych na adapterze ramienia stereotaksowego.

5. Nagrywanie i pozyskiwanie sygnału

  1. Monitoruj cykl rujowy za pomocą nieinwazyjnego protokołu opartego na typologii komórek w rozmazach pochwy, aby upewnić się, że kobiety znajdują się w fazie rui29,30.
  2. Zabezpiecz zwierzę w pozycji z głową na cylindrycznej bieżni zintegrowanej z ramą stereotaksyjną (Rysunek 4B). Upewnij się, że bieżnia i rama są odpowiednio ustawione, aby zapewnić stabilność i porównywalność między różnymi osobami.
  3. Aby rejestrować i pobierać sygnały, należy wykonać kroki 5.3.1-5.3.15.
    1. Użyj soczewki powiększającej, aby upewnić się, że implant pozostaje całkowicie nieruchomy.
    2. Zamontuj zespół sondy — składający się z sondy, adapterów i adapterów do sceny — na ramieniu adaptera ramy stereotaksyjnej.
    3. Podłącz kable SPI, wcześniej połączone z płytką akwizycji, do głównych etapów (Rysunek 3B). Prowadź rejestr, który kabel SPI jest podłączony do każdego etapu głównego, ponieważ ta zgodność jest niezbędna do zachowania układu elektrod podczas automatycznego sortowania kolców.
    4. Podłącz przewód uziemiający z adaptera sondy do mostka męskiego po stronie zarejestrowanej półkuli, a przewód referencyjny do strony przeciwległej. Nałóż niewielką ilość luny lutowniczej na drut osadzony w mózgu, a następnie krótko podgrzej połączenie. Unikaj nadmiernego nagrzewania, aby zapobiec uszkodzeniom tkanki pod spodem lub elektroniki adaptera.
    5. Ustaw soczewkę powiększającą, aby zobrazować otwór przeznaczony do włożenia sondy do kory PL i IL. Upewnij się, że znaki orientacyjne tuszu pozostają wyraźnie widoczne przez cały czas, aby zachować precyzyjne współrzędne stereotaksyjne podczas zabiegu.
    6. Prowadź sondę do środka otworu vmPFC, używając ramienia stereotaksyjnego i oznaczonych wcześniej punktów orientacyjnych.
    7. Ostrożnie umieść sondę w centrum czaszki i delikatnie dotknij powierzchni mózgu. Nałóż ciepłą sól fizjologiczną na odsłoniętą tkankę, aby zapobiec wysychaniu.
    8. Zacznij obniżać sondę z częstotliwością 50 μm/min przez 4-5 minut, aby zminimalizować stan zapalny tkanek. Upewnij się, że trzpień sondy nie wygina się podczas tego pierwszego włożenia.
    9. Zmierz impedancję miejsc nagrywania i porównaj wartości z tymi dostarczonymi przez producenta. Ta wstępna ocena zapewnia, że pierwsze kanały prowadzące do mózgu nie zostały uszkodzone ani zablokowane podczas wprowadzania.
      UWAGA: (KRYTYCZNE) Impedancje elektrod należy porównać z wartościami wyjściowymi producenta. Odchylenia sięgające do ~30% są zazwyczaj akceptowalne i nie ograniczają nagrań. Wzrosty w zakresie 30-100% nadal mogą być użyteczne, ale wymagają ostrożności i ścisłego monitorowania. Zmiany przekraczające 100% często wskazują na uszkodzenia lub blokady, a dotknięte miejsca powinny być uznawane za niewiarygodne. W takich przypadkach sonda powinna być czyszczona, aby zmniejszyć impedancję, jak opisano wcześniej. Jeśli impedancji nie można przywrócić do akceptowalnego zakresu, sonda musi zostać odrzucona. Jednak ostatecznie to eksperymentator rozważa, ile niewiarygodnych kanałów można tolerować przed odrzuceniem sondy; powszechnie stosowanym standardem jest to, że nie więcej niż ~10% kanałów powinno być kompromitowanych.
    10. Kontynuuj obniżanie sondy z częstotliwością 50 μm/min, monitorując sygnał na żywo z kanałów wchodzących do mózgu. Sprawdź, czy sygnały te przypominają sygnały wcześniej ocenianych kanałów, aby potwierdzić prawidłowe wprowadzenie.
    11. Przesuwaj sondę do głębokości +3,1 mm DV, utrzymując nawilżenie kraniotomii poprzez stosowanie ciepłej soli fizjologicznej podczas opuszczania.
    12. Usuń soczewkę powiększającą i usuń wszelkie inne źródła zakłóceń elektrycznych z pomieszczenia.
    13. Ponownie zmierzyć impedancję, aby upewnić się, że żadne miejsce nagrywania nie zostało zablokowane podczas opuszczania sondy.
    14. Monitoruj sygnał z 4-5 kolejnych kanałów jako punkt odniesienia i czekaj 90-120 minut na stabilizację sygnału sondy. Po tym okresie stabilizacji należy sprawdzić, czy dryf sygnału jest minimalny, aby mieć pewność, że automatyczne sortowanie spike może niezawodnie izolować skupiska pojedynczych jednostek.
    15. Przed rozpoczęciem zbierania danych ponownie zmierzyć impedancję, aby potwierdzić odpowiednie warunki w miejscu rejestracji i ustalić bazowy pomiar impedancji. Regularnie stosuj ciepłą sól fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu tkanek. Zapisz nagranie jako plik binarny (np. .dat lub .bin), aby ułatwić późniejsze wstępne przetwarzanie danych.
  4. Po ustabilizowaniu się krok wykonaj kroki 5.4.1-5.4.6.
    1. Rejestruj bazową aktywność neuronalną przez 30 minut (rysunek 4C).
    2. Rozpocznij protokół kondycjonowania awersyjnego za pomocą Arduino, 30 minut po pomiarze wyjściowym. Składa się ona z 10 dźwięków dźwiękowych (10 s/ton), wykonywanych raz na minutę przez 10 minut. Każdy ton jest natychmiast poprzedzony 10-sekundowym bodźcem świetlnym wyświetlanym na ekranach labiryntu wirtualnej rzeczywistości (rysunek 4C).
    3. Rejestruj aktywność nerwową przez 10 minut bez żadnych bodźców warunkujących.
    4. Rejestruj aktywność kory PL i IL podczas protokołu wygaszenia, w którym prezentowanych jest 10 tonów słuchowych bez następującego bodźca świetlnego.
    5. Rejestruj aktywność neuronalną przez kolejne 10 minut bez żadnych bodźców.
    6. Zatrzymaj nagrywanie.
  5. Procedury po nagraniu: Po zakończeniu sesji nagrania postępuj zgodnie z krokiem 5.5.1.
    1. Wyciąganie sondy: Nakładaj ciepłą sól fizjologiczną i ostrożnie wyciągaj sondę z prędkością 100-150 μm/min, nieustannie monitorując sygnały elektrod, aby uniknąć mechanicznych uszkodzeń sondy i rozciągnięcia tkanki, co mogłoby utrudnić późniejszą rekonstrukcję histologiczną.
    2. Po wyjęciu sondy z mózgu natychmiast zanurz trzonek w wodzie destylowanej na 10 minut, aby zapobiec wysychaniu przyczepionej tkanki.
    3. Znieczulaj zwierzę pentobarbitalem sodowym (100 mg/kg). Następnie, wewnątrz chemicznego okapu oparowego, perfuzuj mysz transkardialnie 80 mL roztworu soli fizjologicznej (0,9%), a następnie 80 mL paradehydu 4% rozcieńczonego w PB (0,1 M, pH 7,6).
      1. Aby uniknąć paraformaldehydu, kontaktu kontaktowego i inhalacyjnego, używaj sprzętu ochronnego przed oczami i twarzy, rękawiczek chemicznych oraz maski przeciwkurzowej. Po zakończeniu perfuzji pozostały paradehyd należy umieścić w pojemniku na rozpuszczalniki niehalogenowane.
      2. W przypadku rozlania zwilż materiał, aby zapobiec rozprzestrzenianiu się kurzu, i umieść go w szczelnie zamkniętych pojemnikach. Oczyszczaj skażone obszary i powierzchnie robocze wybielaczem, aby zneutralizować paraformaldehyd.
    4. Usuń mózg, postfixuj na noc w 4 °C i przechowuj w 30% sacharozy w PB (0,1 M, pH 7,6) w 4 °C w celu krioprotekcji. Uzyskaj 30 μm przekroje koronalne za pomocą mikrotomu zamrażającego i zamontuj te fragmenty na żelatynowanych szkiełkach.
      UWAGA: Te sekcje zostaną użyte do potwierdzenia nadekspresji DR α-Syn przez immunohistochemię jak wcześniej19, 20, 21oraz lokalizację sondy.
    5. Czyszczenie sondy: Zanurz wszczepialny obszar sondy w roztworze detergentu enzymatycznego o stężeniu 1% w wodzie destylowanej na 1 godzinę.
    6. Namocz trzonek sondy w wodzie destylowanej przez kolejne 10 minut, aby usunąć pozostałości detergentu.
    7. Susz przez 20-30 minut w pozycji pionowej. Po wyschnięciu obejrzyj sondę pod mikroskopem, aby upewnić się, że na miejscach rejestracji nie pozostał żaden tkanka ani zanieczyszczenia. Jeśli sonda jest całkowicie czysta, zanurz ją w wysokokwalifikacyjnym alkoholu izopropylowym na 1 minutę i przechowuj w oryginalnym pudełku antystatycznym.

6. Analiza danych: sortowanie impulsów i wstępne przetwarzanie danych

UWAGA: Aby analizować zapisy neuronalne z zewnątrzkomórkowych i przypisywać pojedyncze impulsy konkretnym neuronom, użyj algorytmu sortowania impulsów Kilosort431 .

  1. Wykonaj automatyczne sortowanie kolców za pomocą Kilosort431. W interfejsie graficznym Kilosort4 wybierz plik binarnego nagrywania i określ układ sondy zgodnie z arkuszem konfiguracyjnym producenta. Uruchom sortowanie impulsów według domyślnych parametrów, które są idealne do rejestrowania przebiegów fal zarejestrowanych w korze IL i PL bez dalszych korekt.
  2. Sprawdź wyjście Kilosort za pomocą Phy2 (kwikteam/phy) w celu dodatkowej ręcznej kuracji. Włączaj wtyczki stworzone przez społeczność (petersenpeter/phy2-plugins; jiumao2/PhyWaveformPlugin), aby dodać dodatkowe funkcje do Phy2 i poprawić jakość wyselekcjonowanych danych.
  3. Oznacz jako szum i odrzuć wszelkie klastry o częstotliwości <0,05 Hz lub zawierające mniej niż 500 pików.
  4. Oznacz także następujące klastry jako szumy:
    1. Oznacz te, które pokazują trójkątne auto-korelogramy, jako szum.
    2. Oznacz te o kształtach fal, które nie przypominają kolców, jako szum.
    3. Oznacz te wykryte na jednym kanale nagraniowym lub na wszystkich kanałach o zmiennej amplitudzie jako szum.
    4. Oznacz te, które wykazują silną periodyczność w swoich auto-korelogramach, jako szum.
  5. Wybieraj tylko skupiska o fizjologicznie odpowiednich przebiegach, dowodach na dolinę oporną w auto-korelogramie, prawdopodobne zmiany amplitudy oraz wyraźnie oddzielone główne składniki.
  6. Ręcznie czyść każdy klaster, stosując usuwanie odstających oparte na odległości Mahalanobis.
  7. Kontynuuj przeglądanie kształtów fal i zmian amplitudy jako kluczowych wskaźników ważności ręcznego czyszczenia.
    UWAGA: Po zakończeniu sortowania impulsów wzorce aktywności neuronów vmPFC można analizować za pomocą procedur zaimplementowanych w Pythonie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najnowsze zapisy aktywności korowej PL i IL, wykorzystujące szczegółowy protokół eksperymentalny, ujawniają istotne wyniki: nadekspresja h-α-Syn w DR, która wywołuje fenotyp podobny do lęku u samic myszy, również zmienia aktywność vmPFC w wentromedialnym zakresie. Dzięki analizie opartej na Pythonie wykazaliśmy, że nadekspresja α-Syn w neuronach 5-HT jądra DR zmieniała dynamikę wyładowania oraz funkcjonalną organizację obwodu vmPFC-DR, zmniejszając elektrofizjologiczne rozróżnienia między podtypami neuronów. U zwierząt k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten przedstawia solidną metodologię badania elektrofizjologicznego in vivo kory PL i IL u czujnych, głowowych myszy, wykorzystując system korytarzy wirtualnej rzeczywistości. Znaczenie tej metody polega na jej zdolności do badania obwodu vmPFC-DR bezpośrednio w stanie czujnym, zachowującym się myszom w modelu PD. Nawet jeśli fiksacja głową ogranicza ruchy zwierząt i może być stresująca, zapewnia precyzyjną kontrolę bodźców, rejestruje stabilność i jest odpowiednia do badania percepcji oraz procesów pozn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te zostały sfinansowane z grantu BBRF Young Investigator Grant 31547 (MSA) 2023, grantu MCIU/AEI/FEDER EU PID2022-141700OB-I00, MCIN/AEI/10. 13039/501100011033 (AB), AGAUR 2021-SGR-01358, Rząd Katalonii (AB) oraz PID2022-141733NB-I00 (VT). Chcielibyśmy również podziękować Hiszpańskiej Sieci Badań nad Stresem, MCIN/AEI/10.13039/501100011033 oraz CB/07/09/0034 Centrum Badań Biomedycznych w Zdrowiu Psychicznym (CIBERSAM). MSA posiada stypendium Margarity Salas (MS21-132) od Uniwersytetu w Walencji (reklasyfikacja hiszpańskiego systemu uniwersyteckiego Ministerstwa Uniwersytetów Rządu Hiszpanii, finansowane przez Unię Europejską, Next Generation EU).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AAV1/2-CMV/CBA-Human A53T aSyn-WPRE-BGH-polyARzeka CharlesGD1001-RVHuman A53T aSyn
AAV1/2-CMV/CBA-Null/Empty-WPRE-BGH-polyARzeka CharlesGD1004-RVSterowanie wektorem pustym
ADPT A64-Om32x2Cambridge NeuroTechOmnetics 2228Adapter
silikon chirurgiczny dwuskładnikowy  Światowe Precyzyjne InstrumentyKWIK-SIL
Butorphanol  weterynarz torbugesic / quire cymit quí Mica67753-31-5
DuraLayReliance Dental Manufacturing / Kalma43640cement dentystyczny  
Sonda wielokanałowa H9Cambridge NeuroTechASSY-77 H9
Krem EMLA (lidokaina / prikolaina)  Lirios Vañ i ostry; Apteka Sempere679290
mikrowtryskiwacz  Światowy Instrument PrecyzyjnyKDS-310-PLUS
MSS Izofluran Vaporizer Zaopatrzenie i usługi medyczne, Wielka BrytaniaMSSVAP02 
Otwarta Rada Zakupów EphysOpen EphysOEPS-9029Zarząd ds. Zakupów; Open Ephys Acquisition Board może przesyłać do 512 kanałów danych neuronowych do komputera przez USB
C& B MetaBond ParkellS380-RDSzybkoprzylepny klej
Pentobarbital Dolethal Vetoquinol / Merck Life Science, S.L.U.P-010-1MLBarbituratan
RHD 32-kanałowy  Scena głównaIntan Technologies#C3314adapter do sceny głównej & nbsp;
SiccafluidThea S.A. Laboratories / Lirios Vañ i ostry; Apteka Sempere6515167Żel okulistyczny  
aparatura stereotaksyczna  Stoelting51730U
Rama stereotaksycznaNarishigeSR-6N/SM-15R
Terg-a-zymeSigma AldrichZ273287Roztwór do czyszczenia sond

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cooney, J. W., Stacy, M. Neuropsychiatric issues in Parkinson's disease. Curr Neurol Neurosci Rep. 16 (5), 49(2016).
  2. Schapira, A. H. V., Chaudhuri, K. R., Jenner, P. Non-motor features of Parkinson disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 435-450 (2017).
  3. Ahmad, M. H., Rizvi, M. A., Ali, M., Mondal, A. C. Neurobiology of depression in Parkinson's disease: Insights into epidemiology, molecular mechanisms and treatment strategies. Ageing Res Rev. 85 (1), 101840(2023).
  4. Absalyamova, M., Traktirov, D., Burdinskaya, V., Artemova, V., Muruzheva, Z., Karpenko, M. Molecular basis of the development of Parkinson's disease. Neuroscience. 565 (1), 292-300 (2024).
  5. Crispino, P., et al. Gender differences and quality of life in Parkinson's disease. Int J Environ Res Public Health. 18 (1), 198(2020).
  6. Chuquilín-Arista, F., Álvarez-Avellón, T., Menéndez-González, M. Prevalence of depression and anxiety in Parkinson's disease and impact on quality of life:A community-based study in Spain. J Geriatr Psychiatry Neurol. 33 (1), 207-213 (2020).
  7. Greffard, S., et al. Motor score of the Unified Parkinson Disease Rating Scale as a good predictor of Lewy body-associated neuronal loss in the substantia nigra. Arch Neurol. 63 (1), 584-588 (2006).
  8. Mamelak, M. Parkinson's disease, the dopaminergic neuron and gammahydroxybutyrate. Neurol Ther. 7 (1), 5-11 (2018).
  9. Wakabayashi, K., Tanji, K., Mori, F., Takahashi, H. The Lewy body in Parkinson's disease:Molecules implicated in the formation and degradation of alpha-synuclein aggregates. Neuropathology. 27 (5), 494-506 (2007).
  10. Sezgin, M., Bilgic, B., Tinaz, S., Emre, M. Parkinson's disease dementia and Lewy body disease. Semin Neurol. 39 (2), 274-282 (2019).
  11. Jellinger, K. A. The pathobiological basis of depression in Parkinson disease:Challenges and outlooks. J Neural Transm. 129 (12), 1397-1418 (2022).
  12. Wang, J., Sun, J., Gao, L., Zhang, D., Chen, L., Wu, T. Common and unique dysconnectivity profiles of dorsal and median raphe in Parkinson's disease. Hum Brain Mapp. 44 (1), 1070-1078 (2023).
  13. Miquel-Rio, L., Sarriés-Serrano, U., Pavia-Collado, R., Meana, J. J., Bortolozzi, A. The role of α-synuclein in the regulation of serotonin system: Physiological and pathological features. Biomedicines. 11 (2), 541(2023).
  14. Halliday, G. M., Blumbergs, P. C., Cotton, R. G., Blessing, W. W., Geffen, L. B. Loss of brainstem serotonin- and substance P-containing neurons in Parkinson's disease. Brain Res. 510 (1), 104-107 (1990).
  15. Ren, J., et al. Single-cell transcriptomes and whole-brain projections of serotonin neurons in the mouse dorsal and median raphe nuclei. Elife. 8 (1), e49424(2019).
  16. Huang, K. W., et al. Molecular and anatomical organization of the dorsal raphe nucleus. Elife. 8 (1), e46464(2018).
  17. Hiser, J., Koenigs, M. The multifaceted role of the ventromedial prefrontal cortex in emotion, decision making, social cognition, and psychopathology. Biol Psychiatry. 83 (1), 638-647 (2018).
  18. Alexander, L., Wood, C. M., Roberts, A. C. The ventromedial prefrontal cortex and emotion regulation: Lost in translation. J Physiol. 601 (1), 37-50 (2023).
  19. Miquel-Rio, L., et al. Human α-synuclein overexpression in mouse serotonin neurons triggers a depressive-like phenotype. Rescue by oligonucleotide therapy. Transl Psychiatry. 12 (1), 79(2022).
  20. Sarries-Serrano, U., Miquel-Rio, L., Surroca-Lopez, A., Paz, V., Meana, J. J., Bortolozzi, A. Sex-based modulation of endoplasmic reticulum stress and antidepressant response in a mouse model of α-synucleinopathy. Neuroscience Appl. 2 (1), 101028(2023).
  21. Miquel-Rio, L., et al. Early synaptic changes and reduced brain connectivity in PD-like mice with depressive phenotype. NPJ Parkinsons Dis. 11 (1), 242(2025).
  22. Vidal-Gonzalez, I., Vidal-Gonzalez, B., Rauch, S. L., Quirk, G. J. Microstimulation reveals opposing influences of prelimbic and infralimbic cortex on the expression of conditioned fear. Learn Mem. 13 (6), 728-733 (2006).
  23. Giustino, T. F., Maren, S. The role of the medial prefrontal cortex in the conditioning and extinction of fear. Front Behav Neurosci. 9 (1), 298(2015).
  24. Guo, Z. V., et al. Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice. PLoS One. 9 (2), e88678(2014).
  25. Nasr, A., Dominiak, S. E., Sehara, K., Nashaat, M. A., Sachdev, R. N. S., Larkum, M. E. Efficient training approaches for optimizing behavioral performance and reducing head fixation time. PLoS One. 17 (11), e0276531(2022).
  26. Bjerre, A. S., Palmer, L. M. Probing cortical activity during head-fixed behavior. Front Mol Neurosci. 13 (1), 30(2020).
  27. Alarcón-Arís, D., et al. Anti-α-synuclein ASO delivered to monoamine neurons prevents α-synuclein accumulation in a Parkinson's disease-like mouse model and in monkeys. EBioMedicine. 59 (1), 102944(2020).
  28. Pavia-Collado, R., et al. Intracerebral administration of a ligand-ASO conjugate selectively reduces α-synuclein accumulation in monoamine neurons of double mutant human A30PA53Tα-synuclein transgenic mice. Int J Mol Sci. 22 (6), 2939(2021).
  29. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. (67), e4389(2012).
  30. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  31. Pachitariu, M., Sridhar, S., Pennington, J., Stringer, C. Spike sorting with Kilosort4. Nat Methods. 21 (5), 914-921 (2024).
  32. Opitz, A., Falchier, A., Linn, G. S., Milham, M. P., Schroeder, C. E. Limitations of ex vivo measurements for in vivo neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (20), 5243-5246 (2017).
  33. Sorrenti, V., Cecchetto, C., Maschietto, M., Fortinguerra, S., Buriani, A., Vassanelli, S. Understanding the effects of anesthesia on cortical electrophysiological recordings: A scoping review. Int J Mol Sci. 22 (3), 1286(2021).
  34. Brown, E. N., Purdon, P. L., Van Dort, C. J. General anesthesia and altered states of arousal :A systems neuroscience analysis. Annu Rev Neurosci. 34 (1), 601-628 (2011).
  35. Sellers, K. K., Bennett, D. V., Hutt, A., Williams, J. H., Fröhlich, F. Awake vs. anesthetized: Layer-specific sensory processing in visual cortex and functional connectivity between cortical areas. J Neurophysiol. 113 (10), 3798-3815 (2015).
  36. Qiu, J., et al. The volatile anesthetic isoflurane differentially inhibits voltage-gated sodium channel currents between pyramidal and parvalbumin neurons in the prefrontal cortex. Front Neural Circuits. 17 (1), 1185095(2023).
  37. Windels, F. Neuronal activity: From in vitro preparation to behaving animals. Mol Neurobiol. 34 (1), 1-26 (2006).
  38. Belle, A. M., et al. Evaluation of in vitro neuronal platforms as surrogates for in vivo whole brain systems. Sci Rep. 8 (1), 10820(2018).
  39. Juczewski, K., et al. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method:Stress measurements, habituation dynamics, locomotion, and motor-skill learning in mice. Sci Rep. 10 (1), 12245(2020).
  40. Chen, P. C., Young, C. G., Schaffer, C. B., Lal, A. Ultrasonically actuated neural probes for reduced trauma and inflammation in mouse brain. Microsyst Nanoeng. 8 (1), 117(2022).
  41. Wang, S., et al. Mechanically adaptive and deployable intracortical probes enable long-term neural electrophysiological recordings. Proc Natl Acad Sci U S A. 121 (40), e2403380121(2024).
  42. Andermann, M. L., et al. Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms. Neuron. 80 (4), 900-913 (2013).
  43. Kondo, M., Kobayashi, K., Ohkura, M., Nakai, J., Matsuzaki, M. Two-photon calcium imaging of the medial prefrontal cortex and hippocampus without cortical invasion. Elife. 6 (1), e26839(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ventromedial Prefrontal CortexElectrophysiological ProfilingMouse Model DepressionParkinson s DiseaseDorsal Raphe NucleusSerotonergic SystemAversive ConditioningFear ExtinctionMultichannel ElectrophysiologyVirtual Reality Mice

Powiązane artykuły