Method Article

Protokół do budowy mysiego modelu nadciśnieniowej fibrozy mięśnia sercowego z użyciem angiotensyny II

DOI:

10.3791/69409

⸱

November 14th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Affiliated Traditional Chinese Medicine Hospital, Southwest Medical University, 2Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, 3Guangdong-Macao In-Depth Cooperation Zone in Hengqin, Chinese Medicine Guangdong Laboratory (Hengqin Laboratory), 4State Key Laboratory of Traditional Chinese Medicine Syndrome, Guangdong Provincial Hospital of Chinese Medicine, Guangdong Provincial Academy of Chinese Medical Sciences, The Second Affiliated Hospital of Guangzhou University of Chinese Medicine, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5School of Pharmacy, Southwest Medical University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ciągła infuzja angiotensyny II (Ang II) za pomocą pomp osmotycznych jest jedną z klasycznych metod tworzenia modeli zwierzęcych nadciśnieniowej fibrozy mięśnia sercowego. Protokół ten systematycznie optymalizował proces budowy tego modelu i opracował kluczowe punkty implantacji, pozycjonowania oraz ustawiania stężenia Ang II pompy osmotycznej.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ciągłe podawanie angiotensyny II (Ang II) za pomocą pomp osmotycznych jest szeroko stosowanym podejściem do tworzenia modeli zwierzęcych nadciśnieniowej fibrozy mięśnia sercowego. Niemniej jednak technika ta wykazuje pewne ograniczenia w obecnych raportach, takie jak niestabilność Ang II, niedokładne umiejscowienie pompy oraz brak ustandaryzowanej procedury. Obecne raporty dotyczące metodologii zakładania pozostają stosunkowo ograniczone. Protokół ten systematycznie zoptymalizował ustanowienie modeli nadciśnieniowej mięśnia sercowego indukowanego pompą osmotyczną Ang II u myszy, w tym standaryzowane przygotowanie roztworu Ang II, kalibrację dawki, precyzyjną podskórną implantację pomp osmotycznych oraz ilościowe standardy dla wskaźników oceny modelu. Wyniki eksperymentalne wykazały, że Ang II powoduje nadciśnieniową fibrozę mięśnia sercowego indukowaną przez pompę osmotyczną u myszy o wysokich wskaźnikach przeżycia. Poziom ciśnienia skurczowego (SBP) ustabilizował się na poziomie 160 mmHg po siedmiu dniach od implantacji podskórnej. Myszy modelowe miały znacząco zmniejszoną liczbę frakcji wyrzutowych lewej komory oraz zwiększoną powierzchnię rozkurczową lewej komory. W porównaniu z grupą poddaną fikcyjnej operacji, zwiększyło się odkładanie kolagenu w tkance śródmiąższowej mięśnia sercowego i obszarach okołonaczyniowych. Badanie to, oparte na małej próbie (n = 6), wstępnie potwierdziło wykonalność ustanowienia mysiego modelu nadciśnieniowego włóknienia mięśnia sercowego przy użyciu Ang II w połączeniu z pompą osmotyczną oraz ustanowiło ilościowy system weryfikacji fenotypów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Miokardowa fibroza (MF), będąca głównym patologicznym skutkiem nadciśnienia, charakteryzuje się nadmiernym osadzaniem się włókien kolagenowych w uszkodzonym lub skompresowanym mięśniu sercowym. Stanowi jedną z najważniejszych form uszkodzenia narządów docelowych wywołanych przez nadciśnienie i przyczynia się do postępującej dysfunkcji serca 1,2. Opracowanie odpowiednich modeli zwierzęcych jest niezbędne dla rozwoju badań mechanistycznych i opracowania nowych strategii terapeutycznych w przypadku nadciśnieniowego włóknienia mięśnia sercowego. Angiotensyna II (Ang II), centralny efektor układu renina-angiotensyna, odgrywa kluczową rolę w patogenezie nadciśnienia3. Indukcja oparta na Ang II stała się więc szeroko stosowanym podejściem do ustalania modeli nadciśnienia u myszy.

Obecne metody tworzenia modeli zwierzęcych z nadciśnieniem obejmują przede wszystkim indukcję chirurgiczną, indukcję farmakologiczną oraz transgeniczne modele spontaniczne. Indukcja chirurgiczna zazwyczaj wykorzystuje techniki takie jak zwężenie tętnicy nerkowej, zwężenie aorty wznoszącej się lub zwężenie łuku aorty, aby sztucznie zwiększyć opór przepływu krwi, wywołując tym samym podwyższone ciśnieniekrwi 4. Chociaż te metody mogą szybko ustalić stany nadciśnienia odpowiednie do badania procesów przebudowy serca związanych ze stresem, obejmują one złożone procedury z licznymi powikłaniami pooperacyjnymi. Farmakologiczna indukcja zazwyczaj wykorzystuje iniekcje dootrzewnowe lub doustne podanie w celu podniesienia ciśnienia krwi u zwierząt doświadczalnych5. Chociaż technologia jest stosunkowo prosta, stabilność modelu pozostaje podatna na zakłócenia ze strony dawkowania leku, częstotliwości podawania oraz reakcji stresowych zwierząt. Modele transgeniczne, takie jak szczury samoczynnie nadciśnieniowe oraz myszy z nadciśnieniem BPH/2J, które wykazują stabilne fenotypy nadciśnienia, są szeroko stosowane w badaniach nad dziedzicznym nadciśnieniem. Jednak ich pojedyncze mechanizmy patogenne ograniczają ich zdolność do symulowania wieloczynnikowego nadciśnienia klinicznego.

W ostatnich latach popularne zyskały modele nadciśnienia oparte na ciągłej infuzji Ang II za pomocą podskórnych pomp osmotycznych. Metoda ta umożliwia stałe uwalnianie Ang II w stałym tempie, utrzymując stabilne stężenia we krwi przez dłuższy czas, co pozwala wiernie naśladować procesy patologiczne i replikować nadciśnieniowe włóknienie mięśnia sercowegou mymy-cardu 6,7,8. Niemniej jednak pozostają istotne ograniczenia, zwłaszcza w zakresie standaryzacji protokołu i niespójnych wyników fibrotycznych, na które wpływają takie czynniki jak technika implantacji pompy oraz specyficzne dla zwierząt odpowiedzi9. Aby uzupełnić te luki, badanie udoskonala model osmotyczny oparty na pompie Ang II, standaryzuje kluczowe kroki i dostarcza wizualizowany protokół. Te ulepszenia zwiększają powtarzalność i praktyczną zastosowalność, stanowiąc cenne źródło dla przyszłych badań nad nadciśnieniowym włóknieniem mięśnia sercowego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury eksperymentalne przeprowadzono zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych Narodowych Instytutów Zdrowia, a protokoły eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet Badań Zwierząt Southwest Medical University (numer zatwierdzenia SWMU2020317).

1. Przygotowanie roztworu Ang II i napełnianie pompy osmotycznej

  1. Wybierz 12 samców myszy klasy SPF C57BL/6J (patrz Tabela materiałów) ważących 20 ± 1 g, wybierając 8-tygodniowe zwierzęta ze względu na ich jednorodność rozwojową w celu zwalczania zakłóceń związanych z wiekiem. Podziel myszy na grupę fikcyjną chirurgii oraz grupę modelową za pomocą prostej metody losowania, z 6 myszy w każdej grupie.
  2. Zmierz początkową masę ciała myszy i określ dawkę Ang II (patrz Tabela materiałów) jako 1,46 mg/kg/d.
    UWAGA: Według wstępnego eksperymentu, optymalna dawka Ang II to 1,46 mg/kg/d. Ta dawka niezawodnie utrzymuje ciśnienie skurczowe na poziomie około 160 mmHg, skutecznie indukując patologiczną fibrozę mięśnia sercowego i zapewniając przeżywalność zwierząt przez cały 4-tygodniowy okres badania.
  3. Dodaj 2,45 mL soli fizjologicznej 0,9% sterylnej, wstępnie schłodzonej do 4 °C, do 10 mg proszku liofilizowanego Ang II. Dokładnie wymieszaj roztwór i przechowuj w lodzie do natychmiastowego użycia.
  4. Procedurę wykonuj na lodzie, używając strzykawki do pobierania roztworu Ang II, a następnie kolejno wstrzykuj 200 μL (stężenie 3,91 mmol/L) do każdej z sześciu komór pompy osmotycznej (patrz Tabela materiałów).
  5. Aktywuj napęd ciśnienia osmotycznego, zanurzając pompę w 37 °C sterylnej soli fizjologicznej na 48 godzin.
    UWAGA: Napełnij pompy osmotyczne dla grupy z fikcyjną chirurgią równą objętością soli fizjologicznej. Ponieważ Ang II jest światłoczuły, zabieg musi być przeprowadzany przez cały czas pod pełną ochroną świetlną.

2. Implantacja pomp osmotycznych i budowa modelu 6

  1. Przygotowanie zwierząt i znieczulenie
    1. Stawiaj myszy na 4 godziny z darmowym dostępem do wody. Następnie zważ każdą mysz i oblicz odpowiednią dawkę środka znieczulenia (80 mg/kg pentobarbitalu sodu)10.
    2. Znieczulać myszy poprzez podanie dootrzewnej obliczonej dawki pentobarbitalu sodu.
      UWAGA: Obchodzenie się z pentobarbitalem wymaga przestrzegania przepisów, pracy w okapie wyparowym, noszenia środków ochronnych oraz oznaczania pozostałości płynu do oddzielnej utylizacji.
  2. Usuń włosy ze skóry grzbietowej na obszarze rozciągającym się od nasady ogona do środkowej części grzbietowej za pomocą maszynki do golenia lub kremu depilacyjnego.
  3. Dokładnie zdezynfekuj ogolony obszar trzy razy 70% etanolem11.
  4. Skalpelem wykonaj nacięcie podskórne o średnicy 0,5 cm w zdezynfekowanym obszarze.
  5. Przez nacięcie użyj szczypiec, aby tępo oddzielić tkankę podskórną w kierunku tylnej części szyi, tworząc kieszeń.
  6. Ustaw korpus pompy tak, że końcówka cewnika jest skierowana w stronę głowy myszy. Następnie zaciskaj końcówkę kleszczemi hemostatycznymi i wkładaj pompę podskórnie w tym kierunku.
  7. Po wszczepieniu pompy zszyj tkankę podskórną przerwanymi szwami 6-0 i zamknij nacięcie skórne szwami chirurgicznymi. Następnie umieść mysz w podgrzanej macie termicznej o temperaturze 37 °C, aż całkowicie wyjdzie z znieczulenia (około 5-10 minut).
  8. Stale infuzuj przygotowany roztwór Ang II w ustalonej dawce (1,46 mg/kg/d) przez pompy osmotyczne przez 28 dni.
  9. Po zakończeniu 28-dniowego okresu infuzji należy zebrać wszystkie dane eksperymentalne. Następnie znieczulaj myszy w taki sam sposób jak przy poprzednich znieczuleniach, czyli zgodnie z procedurami opisanymi w krokach 2.1.1-2.1.2, i uśpij je przez zwichnięcie szyjki macicy.

3. Pomiar ciśnienia krwi

  1. Podgrzewanie sprzętu (patrz Tabela materiałów): Ustaw platformę grzewczą na 37-38 °C, aby zapewnić rozszerzenie naczyń krwionośnych w ogonie myszy.
  2. Delikatnie chwyć mysz i umieść ją w uchwytie na pas, upewniając się, że ogon swobodnie wystawa przez tylny otwór. Następnie dokładnie wyczyść odsłonięty ogon wacikiem nasączonym alkoholem.
  3. Załóż nadmuchiwaną mankietkę u podstawy ogona. Umieść czujnik impulsu około 5-10 mm od mankietu na środkowej lub dolnej części ogonowej.
  4. Aktywuj urządzenie i poczekaj, aż fala impulsu się ustabilizuje, zanim przejdziesz dalej.
  5. Rozpocznij cykl pomiarowy. System automatycznie napompuje mankiet do ciśnienia przekraczającego 200 mmHg, aby zatkać przepływ krwi, a następnie powoli spuszcza powietrze z prędkością 2-3 mmHg na sekundę. Czujnik wykrywa ponowne pojawienie się fali impulsowej podczas wznowienia przepływu, określając ciśnienie skurczowe.
  6. Mierz ciśnienie skurczowe (SBP) w odstępach 7 dni po modelowaniu, co daje łącznie pięć pomiarów. Dla każdej myszy w każdym punkcie czasowym zapisz trzy kolejne odczyty, pozwalając na 2-minutowy okres odpoczynku między kolejnymi pomiarami.
  7. Po pomiarach odłóż mysz do klatki z jedzeniem i wodą. Wyczyść uchwyt i rękawę ogonową, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu.

4. Pomiar funkcji serca

  1. W 28. dniu modelowania znieczulaj wszystkie eksperymentalne myszy pentobarbitalem sodu (80 mg/kg pentobarbitalu sodu).
  2. Ustaw mysz w pozycji leżącej na platformie o stałej temperaturze.
  3. Wykonaj echokardiografię przeztorakalną za pomocą systemu ultradźwiękowego (patrz Tabela materiałów). Podłącz kończyny myszy do elektrod na platformie, aby monitorować sygnały elektrokardiogramu (EKG).
  4. Wykonaj obrazowanie krótkoosiowe na poziomie mięśnia mlecznego za pomocą ultrasonografii M-mode, aby zobaczyć serce i przeanalizować funkcję serca. Wykonaj trzy obrazy na mysz i uśrednij dane do dalszej analizy wymiaru wewnętrznego rozkurczowego lewej komory (LVIDd), wewnętrznej średnicy skurczowej lewej komory (LVIDs), frakcyjnego skrócenia lewej komory (LVFS) oraz frakcji wyrzutowej lewej komory (LVEF).
    UWAGA: Utrzymuj kontakt sondy ze ścianą klatki piersiowej bez ucisku jamy piersiowej; zapewnienie linii pobierania próbek w trybie M prostopadłej do przegrody komorowej; Wykonaj ciągłe pomiary przez ≥ 3 cykle serca, aby uzyskać wartości średnie.

5. Barwienie Massona

  1. Pobieranie i fiksacja serca
    1. Znieczulaj mysz pentobarbitalem sodu (80 mg/kg pentobarbitalu sodu). Następnie wykonaj podłużne nacięcie o długości około 1,5 cm w jamie piersiowej nożyczkami, podwiązuj główne naczynia sercowe i szybko usuń serce, aby uniknąć urazu trakcyjnego12.
    2. Natychmiast przepłucz wycięte serce za pomocą schłodzonego PBS, aby usunąć krew i delikatnie usuń nadmiar wilgoci za pomocą czystego papieru filtracyjnego. Następnie wykonaj przekrój poprzeczny wzdłuż mięśnia brodawkowego, aby uzyskać przecięcie tkanki o grubości 3 mm.
    3. Do fiksacji zanurz próbki serca w 4% paradehydu na ponad 48 godzin, zapewniając minimalny stosunek objętości tkanki do utrwalacza 1:10.
  2. Usuń tkankę serca z 4% paradehydu utrwalającego. Następnie, pod kapturem oparowym, cienko przekroj tkankę o grubości 4 μm nożem chirurgicznym i przenieś te fragmenty na kasetęodwodnienia 13.
  3. Załaduj fragmenty tkanek do suszarki i wykonaj następujące kroki: 70% etanolu, 80% etanolu, 95% etanolu przez 1 godzinę każdy; 100% etanol I i II przez 45 minut każda; Ksylen I i II przez 30 minut każdy.
  4. Osadz tkankę w parafinie, a następnie zatwardź bloki na wcześniej schłodzonej płycie o temperaturze zimnej o temperaturze -20 °C.
  5. Użyj mikrotomu parafinowego, aby uzyskać 4 μm grube przekroje podłużne z bloków tkanek osadzonych w parafinę. Następnie sekcjonalnie zanurz te fragmenty w następujących roztworach przez 5 minut każdy, aby je odparaffinować i ponownie nawodnić: ksylen I, ksylen II, etanol bezwzględny, 95% etanol, 80% etanol, 70% etanol oraz na końcu woda destylowana.
  6. Zanurz tkankę w przygotowanym roztworze barwiącym żelazem Weigerta na 8 minut. Następnie wielokrotnie płucz wodą destylowaną, aby usunąć nadmiar roztworu do barwienia. Różnicowanie w roztworze różnicowania etanolu kwasowego przez 5 sekund, a następnie niebieszczenie w roztworze Massona przez 5 minut. Na koniec przepłucz wodą destylowaną14.
  7. Barwimy przekroje czerwienią karminową przez 10 minut, stosując około 200-300 μL na preparat, aby zapewnić pełne i równomierne pokrycie tkanki. Następnie płucz fragmenty w 0,2% kwasie octowym lodowcowym przez 1 minutę.
  8. Traktuj te fragmenty roztworem kwasu fosfolibdykowego przez około 5 minut, czyli do momentu, gdy włókna mięśniowe zaczną czerwienić. Następnie przekroje zabarwić wystarczającą ilością roztworu błękitu anilinowego, aby całkowicie pokryć tkankę (zazwyczaj 200-300 μL na zlewkę) przez 5 minut. Na koniec przepłucz fragmenty roztworem kwasu octowego 0,2% lodowcowego15.
  9. Odwodnij te fragmenty przez serię ethanolu z klasyfikacją. Następnie oczyszczaj tkanki ksylenem przy użyciu trzech zanurzeń po 1-2 minuty każda.
  10. Zamontuj sekcje, nakładając niewielką ilość żywicy neutralnej i pokrywając pokrywką pokrywową.
  11. Badanie mikroskopowe (patrz Tabela materiałów): Obserwuj tkanki barwione Massonem przy powiększeniach 40×, 20× i 10×. Fotografuj każdy slajd, aby zachować reprezentatywne obrazy.
    UWAGA: Utylizować wszystkie odpady zgodnie z procedurami bezpieczeństwa instytucjonalnego. Zbieraj roztwór różnicowania kwasowego i kwas octowy lodowcowy w beczkach odpornych na korozję, neutralizuj odpady o wysokim stężeniu do pH 6-8 i nie mieszaj z roztworami zasadowymi. Przechowuj etanol w beczkach odpornych na wybuchy w chłodnym miejscu, z dala od źródeł ognia. Trzymaj ksylen w brązowych beczkach, pracuj w okapie z używanym sprzętem ochronnym i nie mieszaj kwasów (substancji) z etanolem. Umieść chusteczki zwierzęce w oznaczonych pojemnikach, zamknij je i przechowuj w warunkach mrozu16. Na koniec należy przekazać wszystkie odpady do wykwalifikowanych instytucji zawodowych w celu utylizacji; Surowo zabrania mieszania odpadów lub ich przypadkowego utylizowania.

6. Analiza statystyczna

  1. Zbieraj wszystkie dane numeryczne i analizuj za pomocą GraphPad Prism 9.0.
  2. Użyj testu t z niezależnej próby do analizy różnic między grupami.
  3. Ustaw istotność statystyczną jako **P < 0,01 dla wysoce istotnych i *P < 0,05 dla istotnych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dwanaście myszy zostało wszczepionych podskórnie za pomocą pomp osmotycznych i przeżyło. Wszystkie grupy modelowe rozwinęły nadciśnienie (n = 6). Siedem dni po implantacji średnia wartość SBP w grupie modelowej przekroczyła 160 mmHg (Rysunek 1A). W dniach 14, 21 i 28 SBP w grupie modelowej konsekwentnie przekraczało 160 mmHg. Dla porównania, grupa poddana pozorowanej operacji utrzymywała prawidłowe poziomy SBP (około 90-110 mmHg) przez cały eksperyment bez istotnego podwyższenia.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zoptymalizował kluczowe kroki związane z ciągłą infuzją Ang II w celu wywołania nadciśnieniowego włóknienia mięśnia sercowego za pomocą pompy osmotycznej oraz szczegółowo opisywał kluczowe aspekty, takie jak implantacja, położenie pompy osmotycznej oraz ustawienie stężenia Ang II. Model 2004 wybrano pompę ze względu na jej 4-tygodniowy czas trwania, a dawka Ang II została obliczona na podstawie nominalnej szybkości infuzji, uwzględniając minimalną zmienność między partiami. Skuteczność tego modelu potwierdzo...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy deklarują, że ten rękopis nie ma konfliktów interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82074378), Projekt Departamentu Nauki i Technologii prowincji Syczuan (2022YFS0618), Projekt Biura Nauki i Technologii oraz pracę nad talentami Luzhou (2023JYJ029), Projekt Laboratorium Tradycyjnej Medycyny Chińskiej Guangdong w 2024 roku (HQCML-C-2024005), Program Nauki i Technologii w Shenzhen (JCYJ20230807094603007, JCYJ20240813152440051), Fundusz Badań Medycznych Shenzhen (A2403028), Projekt Stowarzyszenia Medycznego Syczuanu (Q2025014) oraz Projekt Południowo-Zachodniego Uniwersytetu Medycznego (2024ZKZ007, 2024ZKY073, 2023ZYYQ04). Fundator nie miał żadnej roli w projektowaniu badania, analizie danych ani decyzji o publikacji.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Ang IIKorporacja Sigma-AldrichSigma, A9525
Aparat do znieczulenia zwierzęcegoShenzhen Reward Life Science Co., LtdR530
Respirator dla zwierzątShenzhen Reward Life Science Co., LtdR415
GraphPad Prism GraphPad Software Inc.Wersja 9.0
Inteligentny, nieinwazyjny monitor ciśnienia krwiNippon Soft Dragon Co., LtdSoftron, BP-98A
Mikroskop świetlnyYijingtong Optical Technology (Shanghai) Co., LtdOLIMP, SZ61TR
Roztwór i zestaw barwienia Masson TricolorBeijing Soleibao Technology Co., LtdSolarbio, G1340
MyszyChengdu Dossy Exprimental Animals CO., LtdC57BL/6J
Pompy osmotyczneALZA CorporationAlzet, Model 2004
Systemy obrazowania ultradźwiękowegoFUJIFILM VisualSonics Corporation, KanadaFUJIFILM, Vevo 3100

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhao, D., Liu, J., Wang, M., Zhang, X., Zhou, M. Epidemiology of cardiovascular disease in China: current features and implications. Nat Rev Cardiol. 16 (4), 203-212 (2019).
  2. Czubryt, M. P., Hale, T. M. Cardiac fibrosis: pathobiology and therapeutic targets. Cell Signal. 85, 110066(2021).
  3. Young, C. N., Davisson, R. L. Angiotensin-II, the brain, and hypertension: an update. Hypertension. 66 (5), 920-926 (2015).
  4. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on experimental hypertension: I. the production of persistent elevation of systolic blood pressure by means of renal ischemia. J Exp Med. 59 (3), 347-379 (1934).
  5. Mezzano, S. A., Ruiz-Ortega, M., Egido, J. Angiotensin II and renal fibrosis. Hypertension. 38 (3), 635-638 (2001).
  6. Liu, Q., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits hypertensive myocardial fibrosis via balancing TGF-β1/Smad3/Erbb4-IR/miR-29b pathway. Sci Rep. 15 (1), 25127(2025).
  7. Han, Y. J., Hu, W. Y., Piano, M., De Lanerolle, P. Regulation of myosin light chain kinase expression by angiotensin II in hypertension. Am J Hypertens. 21 (8), 860-865 (2008).
  8. Dikalova, A., et al. Nox1 overexpression potentiates angiotensin II-induced hypertension and vascular smooth muscle hypertrophy in transgenic mice. Circulation. 112 (17), 2668-2676 (2005).
  9. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: a mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  10. Taiji, S., et al. Changes in breathing pattern during severe hypothermia and autoresuscitation from hypothermic respiratory arrest in anesthetized mice. Physiol Rep. 9 (23), e15139(2021).
  11. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  12. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  13. Liu, M., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits rabbit model of hyperlipidemia and atherosclerosis through NF-κB/NLRP3 signaling pathway. Heliyon. 9 (11), e20026(2023).
  14. Foot, N. C. The Masson trichrome staining methods in routine laboratory use. Stain Technol. 8 (3), 101-110 (1933).
  15. Van De Vlekkert, D., Machado, E., D'azzo, A. Analysis of generalized fibrosis in mouse tissue sections with Masson's trichrome staining. Bio Protoc. 10 (10), e3629(2020).
  16. Bansod, H. S., Deshmukh, P. Biomedical waste management and its importance: a systematic review. Cureus. 15 (2), e34589(2023).
  17. Li, X., et al. Epigenetics-based therapeutics for myocardial fibrosis. Life Sci. 271, 119186(2021).
  18. Villalobos, E., et al. Fibroblast primary cilia are required for cardiac fibrosis. Circulation. 139 (20), 2342-2357 (2019).
  19. Percie Du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. Br J Pharmacol. 177 (16), 3617-3624 (2020).
  20. Kawada, N., et al. A mouse model of angiotensin II slow pressor response: role of oxidative stress. J Am Soc Nephrol. 13 (12), 2860-2868 (2002).
  21. Tamplin, M. R., et al. Longitudinal testing of retinal blood flow in a mouse model of hypertension by laser speckle flowgraphy. Transl Vis Sci Technol. 10 (2), 16(2021).
  22. Lever, A. F., Lyall, F., Morton, J. J., Folkow, B. Angiotensin II, vascular structure and blood pressure. Kidney Int Suppl. 37, S51-S55 (1992).
  23. Kuwahara, F., et al. Hypertensive myocardial fibrosis and diastolic dysfunction: another model of inflammation. Hypertension. 43 (4), 739-745 (2004).
  24. Schultz, J. E. L., et al. TGF-β1 mediates the hypertrophic cardiomyocyte growth induced by angiotensin II. J Clin Invest. 109 (6), 787-796 (2002).
  25. Ye, S., et al. Celastrol attenuates angiotensin II-induced cardiac remodeling by targeting STAT3. Circ Res. 126 (8), 1007-1023 (2020).
  26. González, A., et al. Myocardial interstitial fibrosis in hypertensive heart disease: from mechanisms to clinical management. Hypertension. 81 (2), 218-228 (2024).
  27. Ock, S., et al. IGF-1 protects against angiotensin II-induced cardiac fibrosis by targeting αSMA. Cell Death Dis. 12 (7), 688(2021).
  28. Li, R., Frangogiannis, N. G. Integrins in cardiac fibrosis. J Mol Cell Cardiol. 172, 1-13 (2022).
  29. Wang, M. Y., et al. OTUD1 promotes hypertensive kidney fibrosis and injury by deubiquitinating CDK9 in renal epithelial cells. Acta Pharmacol Sin. 45 (4), 765-776 (2024).
  30. Ravanetti, F., et al. Modeling pulmonary fibrosis through bleomycin delivered by osmotic minipump: a new histomorphometric method of evaluation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (2), L376-L385 (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hypertensive Myocardial FibrosisAngiotensin IIOsmotic PumpMouse ModelCollagen DepositionSubcutaneous ImplantationSystolic Blood PressureLeft Ventricular FunctionPhenotype VerificationModel Evaluation
Video Coming Soon

Related Articles