Modelowanie przerzutów mózgowych: standaryzowana analiza kolonizacji przerzutowej i wzorców wzrostu histologicznego za pomocą stereotaktycznego zastrzyku wewnątrzkorowego

Podsumowanie

Stereotaktyczna technika wstrzyknięć wewnątrzczaszkowa umożliwia precyzyjne i lokalne wszczepienie komórek nowotworowych do kory myszy, czyniąc ją potężnym modelem do badania kolonizacji przerzutowej mózgu.

Streszczenie

Przerzuty do mózgu to powszechne i niszczące powikłanie zaawansowanych guzów litych, często związane ze złym rokowaniem, pogorszeniem stanów neurologicznych oraz obniżoną jakością życia. Częstość niewydolności ośrodkowego układu nerwowego (OUN) i śmierci neurologicznej szybko rośnie, jednak mechanizmy napędzające końcowe etapy przerzutów mózgowych, takie jak wtórne rozprzestrzenianie, ponowne kolonizowanie oraz wkład wzorca wzrostu histologicznego (HGP) jako potencjalnego parametru zastępczego, pozostają słabo poznane.

Standaryzowany stereotaktyczny model iniekcji wewnątrzkorowej umożliwia precyzyjną i powtarzalną implantację komórek nowotworowych lub mieszanych populacji, w tym komponentów stromalnych lub immunologicznych, bezpośrednio do kory mózgowej myszy. Protokół ten wspiera również tworzenie przedklinicznego archiwum tkanek, oferując solidną platformę do badania kluczowych aspektów kolonizacji OUN, takich jak: przerzutowy wyrost, specyficzna dla HGP dynamika wzrostu oraz mechanizmy patofizjologiczne przyczyniające się do niewydolności neurologicznej. Dodatkowo model ten wspiera badania farmakologiczne w powtarzalnym, klinicznie istotnym kontekście.

W przeciwieństwie do metod wstrzykiwania ogólnoustrojowego (np. żyły ogonowej lub wewnątrzsercowej), które są zoptymalizowane do badania wczesnych etapów przerzutów, ale skutkują zmiennymi i często niskimi wskaźnikami kolonizacji mózgu, model stereotaktyczny zapewnia spójny, specyficzny dla mózgu wzrost przerzutów i umożliwia badanie późnych stadiów przerzutów do OUN. W porównaniu z systemami ex vivo , takimi jak organoidy czy posiewy kawałków mózgowych, stereotaktyczny model in vivo zachowuje unaczynienie, sygnalizację systemową oraz pełną złożoność układu odpornościowego mózgu, wspierając długoterminowe badania postępu guza i odpowiedzi terapeutycznej.

Dzięki zapewnieniu powtarzalnej i klinicznie istotnej platformy, nasz model rozwija zdolność dziedziny do identyfikowania markerów prognostycznych, eksplorowania strategii terapeutycznych oraz zrozumienia mechanizmów późnych przerzutów do mózgu.

Wprowadzenie

Przerzuty do mózgu są częstym i druzgocącym powikłaniem u pacjentów z guzami litymi, często wiążą się ze złą rokownictwem, znacznym pogorszeniem funkcji neurologicznych oraz obniżoną jakością życia ^1,2,3. W szczególności niewydolność ośrodkowego układu nerwowego (OUN) oraz śmierć neurologiczna stały się coraz częstszymi objawami nowotworów takich jak raki płuc, piersi i czerniaka 4,5,6,7. Niewydolność OUN w kontekście przerzutów mózgowych może wynikać z różnych mechanizmów, w tym lokalnego efektu masowego, obrzęku okołoguzowego, krwotoku śródczaszkowego oraz rozprzestrzeniania się mózgowo-rdzeniowego, które mogą działać niezależnie lub synergicznie, ostatecznie prowadząc do śmierci neurologicznej⁸.

Pomimo znaczenia klinicznego, mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw niewydolności OUN oraz końcowych etapów postępu przerzutów pozostają słabo poznane. Procesy takie jak alternatywne rozpowszechnianie, rozpowszechnianie wtórne czy ponowne kolonizowanie rzadko są przedmiotem dedykowanych badań⁸. Zarówno badania kliniczne, jak i przedkliniczne często ograniczają swoje analizy do punktów końcowych takich jak liczba przerzutów w mózgu, rozmiar czy ogólne przeżycie (OS), pomijając tym samym kluczowe mechanistyczne wnioski oraz prawdziwe przyczyny neurologicznego pogorszenia i zgonu.

W tym kontekście my i inni zidentyfikowaliśmy wyraźne wzorce wzrostu histologicznego (HGP) w przerzutach do mózgu, które korelują z wynikami klinicznymi ^9,10,11. Opisano trzy główne HGP: i) nieinfiltracyjne, oznaczone dobrze wyznaczoną granicą guza, często otoczoną reaktywnym brzegiem astrocytowym; ii) nabłonkowy infiltracyjny, gdzie skupiska komórek nowotworowych przenikają do sąsiedniego przymiorchmiodu mózgu bez powstrzymywania astrocytów; oraz iii) rozproszony infiltracyjny, charakteryzujący się rozległym przenikaniem pojedynczych komórek nowotworowych lub małych skupiskow, powodującym rozległą astrogliozę^10,12.

Klinicznie infiltracyjne HGP mają istotnie gorsze rokowanie w porównaniu do wzorców nieinfiltracyjnych ^9,10,11. Co więcej, HGP wydają się odzwierciedlać kluczowe aspekty dynamiki wzrostu guza i mechanizmów prowadzących do śmierci neurologicznej. Podczas gdy przerzuty nienaciekające zwykle rozszerzają się jako jedna zmiana i ograniczają kluczowe struktury mózgu, zmiany infiltracyjne wykazują wtórne rozprzestrzenianie się (zaczynając od istniejącej zmiany, a nie od guza pierwotnego) w OUN, przyczyniając się do rozległych uszkodzeń i całkowitego zniszczenia narządów (dane niepublikowane). Zmiany inwdołujące mogą również ponownie zasiedlić oponki, przyczyniając się do przerzutów do opon mózgowych i dodatkowo komplikując przebieg choroby^10,13. Pomimo ich znaczenia klinicznego, HGP przerzutów do mózgu oraz końcowych etapów kolonizacji OUN, w tym wtórnego rozprzestrzeniania i ponownego kolonizowania tego samego organu, pozostają niedostatecznie zbadane, głównie z powodu braku odpowiednich modeli eksperymentalnych.

Aby wypełnić tę lukę, przedstawiamy stereotaktyczny model iniekcji wewnątrzczaszkowej, który umożliwia precyzyjną, powtarzalną implantację komórek nowotworowych lub mieszanin komórkowych składających się z komórek nowotworowych oraz jednego lub więcej typów komórek nienowotworowych do kory mózgowej eksperymentalnych myszy. Model ten przezwycięża kluczowe ograniczenia modeli przerzutów ogólnoustrojowych i oferuje solidną platformę do badania kluczowych aspektów kolonizacji OUN, takich jak: interakcje guza z komórkami odpornościowymi podczas kolonizacji¹⁴, wpływ wcześniej leczonych mieszanin komórkowych¹⁵, przerzutowy wyrost¹⁶, dynamika wzrostu specyficzna dla HGP oraz mechanizmy patofizjologiczne przyczyniające się do niewydolności neurologicznej (dane niepublikowane). Dodatkowo model ten wspiera badania farmakologiczne w powtarzalnym i klinicznie istotnym kontekście^14,15.

Protokół ten oferuje szczegółowe ramy metodologiczne do wdrażania stereotaktycznego modelu zastrzyków do badania HGP w przerzutach mózgowych. Wspiera także rozwój uporządkowanego archiwum próbek przedklinicznych oraz cyfrowej biblioteki tkanek do systematycznych badań nad biologią kolonizacji ośrodkowego układu nerwowego (CNS). Naszym celem jest umożliwienie identyfikacji prognostycznych i potencjalnie predykcyjnych biomarkerów, przyczynienie się do rozwoju ulepszonych strategii terapeutycznych oraz zwiększenie zdolności do przewidywania ostrych i przewlekłych odpowiedzi parenchymy mózgu oraz układu odpornościowego. Dzięki temu podejściu dążymy do zapewnienia standaryzowanej platformy do systematycznego badania kolonizacji OUN i progresji przerzutów nerwowych układów nerwowych.

Protokół

Wszystkie procedury zwierzęce opisane w tym protokole były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i zatwierdzone przez rząd Dolnej Frankonii (numer pozwolenia: RUF-55.2.2-2532-2-1678). Protokół ten został zaprojektowany do stereotaktycznego intrakorowego wstrzyknięcia komórek nowotworowych u syngenetycznych dorosłych myszy (10-12 tygodni) jako model kolonizacji mózgu przerzutowym. Wszelkie zmiany w protokole powinny być omówione z wyznaczonym opiekunem ds. dobrostanu zwierząt.

1. Procedury przedoperacyjne

1. Aklimatyzacja zwierząt
   UWAGA: Myszy muszą być aklimatyzowane co najmniej 7 dni przed rozpoczęciem procedur eksperymentalnych.
   1. Zwierzęta doświadczalne trzymać w grupach w standardowych warunkach laboratoryjnych (22 ± 2 °C, wilgotność względna 50-60%, cykl światła/ciemności 12 godzin) z dostępem do pożywienia i wody ad libitum .
   2. Aby wspierać dobrostan i zmniejszyć stres, zapewnij wzbogacenie środowiska w postaci materiałów lęgowych, schronień i bloków gryzących.
   3. Zajmij się zwierzętami raz dziennie (3-5 minut na sesję) podczas okresu aklimatyzacji, aby zapoznać je z kontaktem z ludźmi. Ponadto wykonuj zabiegi próbne symulujące kluczowe aspekty nadchodzącej operacji, w tym ważenie i ekspozycję na anestezjologię, bez stosowania inwazyjnej interwencji. Sesje te mają na celu przyzwyczajenie zwierząt do środowiska proceduralnego oraz minimalizację zmienności związanej ze stresem.
2. Badanie fizykalne (przedoperacyjne badanie zdrowotne)
   UWAGA: Przed wstrzyknięciem komórek nowotworowych wszystkie zwierzęta muszą przejść dokładne badanie fizykalne i neurologiczne, aby wykluczyć wszelkie wcześniejsze nieprawidłowości niezwiązane z badaniem. Zwierzęta wykazujące deficyty lub anomalie powinny być wyłączone z badania. Fizykalne badanie można wykonać dzień przed podaniam zastrzyku.
   1. Przeprowadz pełną inspekcję fizyczną oceniającą ogólny stan zdrowia, w tym stan sierści, postawę, oddech, chód, masę ciała oraz ogólne zachowanie.
   2. Oceń funkcje neurologiczne za pomocą testu wiszącego drutu, aby ocenić siłę chwytu i koordynację. Aby przeprowadzić test wiszącego drutu, zawiesz poziomy drut (o średnicy około 2 mm) między dwoma podporami, a platformy ewakuacyjne umieszczone są na końcach około 30 cm nad wyściełaną powierzchnią. Umieść mysz na środku drutu i pozwól jej chwycić drut przednimi łapami. Puść mysz i natychmiast zacznij mierzyć czas. Zakończ próbę, gdy mysz dotrze do jednej z platform lub spadnie. Mysz uznaje za udaną, jeśli dociera do platformy w ciągu 60 sekund; Zapisz to jako awarię, jeśli spadnie lub nie dotrze do platformy w tym czasie.
3. Przygotowanie stanowisk roboczych
   1. W dniu operacji (dzień 0) ustaw cztery dedykowane stanowiska pracy, jak opisano poniżej, aby zapewnić sprawny przepływ pracy i utrzymać sterylną technikę przez cały czas trwania zabiegu.
      UWAGA: Używaj sterylnych materiałów chirurgicznych (podkładów, gazy, szwy itp.) oraz autoklawowanych narzędzi chirurgicznych (skalpel, kleszcze, nożyczki, szpatułki itp.).
      1. Stanowisko pracy #1 – Przygotowanie zwierząt przed operacją: Użyj tego stanowiska do ważenia myszy, przygotowania roztworu znieczulenia i podania znieczulenia. Przygotuj czystą powierzchnię zawierającą wagę, dwie klatki z pościelą (jedną dla znieczulonych myszy), strzykawkę o pojemności 1 mL z roztworem znieczulającym oraz maść do oczu.
      2. Stacja #2 – Przygotowanie przed i po operacji: Użyj tego stanowiska do wykonania nacięcia skóry głowy, uszczelnienia czaszki i zszycia rany. Przygotuj czystą powierzchnię zawierającą skalpel, strzykawkę 10 mL z 0,9% NaCl, wosk kostny, szpatułkę, materiał do szycia, kleszcze i nożyczki, patyczki wacikowe, środek dezynfekujący (70% etanol), strzykawkę 1 ml z lekami przeciwbólowymi oraz poduszkę grzewczą lub podobną platformę grzewczą.
      3. Stacja robocza #3 - Przygotowanie komórek nowotworowych: Użyj tego stanowiska do przygotowania roztworu komórek nowotworowych przed szczepieniem. Przygotuj czystą powierzchnię zawierającą lodówkę z 10 μL strzykawką Hamiltona i rurką Eppendorfa z zawiesiną komórkową w ośrodku Extracellular Matrix (ECM), pipetę z końcówkami 100 μL do ponownego zawieszania komórek oraz trzy naczynia do czyszczenia strzykawki Hamiltona po inokulacji komórek nowotworowych, zawierające wodę destylowaną, 70% etanolu i 0,9% NaCl.
      4. Stacja robocza #4 - Stereotaktyczne zastrzyki: Użyj tego stanowiska do wykonania stereotaktycznego wstrzyku komórek nowotworowych do kory mózgowej. Przygotuj czystą powierzchnię zawierającą stereotaktyczną ramę dla małych zwierząt, precyzyjną wiertarkę dentystyczną, duże kleszcze i patyczki do waty.
4. Przygotowanie zawiesiny komórek nowotworowych
   UWAGA: Wszystkie procedury przygotowania zawiesiny komórek nowotworowych muszą być wykonywane w certyfikowanej szafce bezpieczeństwa biologicznego (kaptur klasy II) z użyciem odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej (PPE), w tym fartucha laboratoryjnego, rękawiczek i ochrony oczu, aby zapewnić bezpłodność i chronić personel przed potencjalnym narażeniem na zagrożenia biologiczne.
   1. Trypsynizuj komórki za pomocą 1 mL trypsyny 1x EDTA.
      UWAGA: Zaleca się stosowanie komórek nowotworowych w fazie wykładniczego wzrostu.
   2. Dokładnie określ liczbę komórek, stosując odpowiednią metodę liczenia (np. hemocytometr lub automatyczny licznik komórek).
   3. Przygotuj zawiesinę komórkową zawierającą 1 x^{10 3 komórek} w 3 μL nośnika ECM na każde zwierzę. Stosuj mieszankę 2:1 ECM i standardowego medium hodowlanego, zawierającą 10% FCS i inne suplementy, jeśli to stosowne. Zwiększ objętość zawiesiny i liczbę komórek proporcjonalnie do liczby zwierząt (np. dla 10 myszy przygotuj 10 × 10^{3 komórek} w 30 μL nośniku ECM).
      UWAGA: Liczba wstrzykniętych komórek powinna być dokładnie titrowana dla każdej linii komórkowej.
   4. Trzymaj zawiesinę komórkową na lodzie do wstrzyknięcia, maksymalnie przez 2 godziny.

2. Procedury śródoperacyjne

1. Znieczulenie myszy
   1. Waż każdą mysz na precyzyjnej wadze i obliczaj wymaganą objętość znieczulenia na podstawie masy ciała.
   2. Podaj obliczoną objętość znieczulenia dootrzewkowo.
      UWAGA: Stosuj schemat znieczulający obejmujący cały zabieg (około 2 godziny). Na przykład: ketamina 10% (chlorek ketaminy, 100 mg/mL; 100 mg/kg masy ciała) połączona z Domitorem (medetomidyna chlorkowodorek, 1 mg/mL; 0,25 mg/kg masy ciała) lub odpowiedni protokół.
   3. Gdy zostanie potwierdzona odpowiednia głębokość znieczulenia, połóż mysz na podgrzanej poduszce grzewczej (utrzymywanej w temperaturze 37-38 °C) wspierającej termoregulację i nałóż maść do oczu, aby chronić rogówkę przed wysuszeniem.
      UWAGA: Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, delikatnie szczypiąc tylną łapę kleszczami. Operację należy podstąpić tylko wtedy, gdy nie zaobserwuje się odruchu odstawienia.
2. Przygotowanie i nacięcie skóry głowy
   1. Podaj lidokainę przedoperacyjnie, aby zapewnić znieczulenie miejscowe w miejscu nacięcia. Użyj roztworu lidokainy 1% (5 mg/mL) i wstrzykni około 0,05-0,1 mL podskórnie wzdłuż planowanej linii nacięcia. Odczekaj co najmniej 2-3 minut, aby znieczulenie zadziałało, zanim przystąpi do nacięcia skóry głowy.
   2. Dokładnie zdezynfekuj skórę głowy za pomocą roztworu na bazie jodu.
      UWAGA: Zwierzęta nie są golone przed operacją zgodnie z zatwierdzonym protokołem użytkowania zwierząt; Stosuj się do zaleceń lokalnej komisji ds. etyki zwierząt dotyczących przygotowania myszy.
   3. Rozciągnij skórę i wykonaj nacięcie środkowe o długości około 3-4 mm wzdłuż czaszki, używając sterylnego skalpela.
   4. Używając tego samego skalpela, delikatnie zeskrobaj okost, aby odsłonić powierzchnię czaszki.
3. Stereotaktyczne ustawienie ramy, identyfikacja współrzędnych i kraniotomia
   1. Przymocuj głowę myszy w stereotaktycznej ramie za pomocą nauszników.
   2. Używając ramienia stereotaktycznego, zlokalizuj Bregmę (przecięcie szwów koronalnego i strzałkowego), następnie przesuń ramię stereotaktyczne 2 mm przedniej i 1 mm bocznej (prawej) do docelowego miejsca wkłucia w korze czołowej, jak pokazano na Rysunku 1B , i oznacz je markerem chirurgicznym.
      UWAGA: Jeśli naczynie krwionośne znajduje się w miejscu zamierzonego wkłucia, jego miejsce można dostosować nawet o 0,5 mm, aby zapobiec krwotokowi.
   3. Ostrożnie wierć czaszkę precyzyjnym wiertarkiem dentystycznym, uważając, by nie przebić twardej głowy.
   4. Potwierdź otwór, delikatnie sondując sterylnymi kleszczemi, aby wyczuć przebicie.
4. Zastrzyk komórek nowotworowych
   UWAGA: Pracuj szybko podczas tego etapu, ponieważ ECM zaczyna się utrwalać w temperaturze pokojowej, co może zakłócać dokładność i spójność wstrzykiwania.
   1. Dokładnie ponownie zawiesić zawiesinę komórek nowotworowych, pipetując w górę i w dół, aby zapewnić równomierne rozmieszczenie zawieszeń.
      UWAGA: Unikaj wirowania, aby zapobiec powstawaniu pęcherzyków powietrza.
   2. Załaduj 3 μL zawiesiny ogniwa do strzykawki Hamiltona o pojemności 10 μL i umieść ją w stereotaktycznej ramie za pomocą odpowiedniego uchwytu.
   3. Ostrożnie ustaw igłę strzykawki nad otworem na żarno.
      UWAGA: Upewnij się, że faza igły jest skierowana w lewo, aby zwiększyć powtarzalność podczas wstrzykiwania.
   4. Wprowadź igłę pionowo w tkankę mózgową na głębokość 3,5 mm. Gdy osiągniesz tę głębokość, powoli wyciągaj igłę o 0,5 mm, aby zapobiec refluksu zawiesiny komórkowej podczas i po wstrzyknięciu.
   5. Wstrzykuj 3 μL zawiesiny komórek nowotworowych powoli przez 1 minutę. Po podaniu całej objętości trzymaj igłę na miejscu przez dodatkowe 2 minuty, aby komórki i ECM mogły się ustabilizować, minimalizując ryzyko refluksu.
   6. Ostrożnie wyjmij strzykawkę i wyjmij mysz z ramy stereotaktycznej.
5. Szycie i rekonwalescencja po znieczuleniu
   1. Delikatnie płucz czaszkę sterylnym roztworem NaCl 0,9%.
   2. Wysusz i uszczelnij otwór na żarnie woskiem kostnym.
   3. Zamknij nacięcie na skórze głowy za pomocą 3 do 4 szwów, dbając o to, aby każdy szew był związany trzema ciasnymi węzłami umieszczonymi blisko krawędzi rany dla prawidłowego gojenia.
   4. Oznacz uszy myszy odpowiednim wzorem dziurkowania odpowiadającym przypisanemu numerowi identyfikacyjnemu.
   5. W razie potrzeby ponownie nałóż maść na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas rekonwalescencji. Bezpośrednio po zabiegu przełóż mysz na podgrzaną poduszkę grzewczą (utrzymywaną w temperaturze 37-38 °C), aby wspierać termoregulację i ułatwić płynną regenerację po znieczuleniu.
      UWAGA: Zaleca się trzymanie myszy indywidualnie przez krótki czas (maksymalnie 1 godzinę) podczas rekonwalescencji, aby zapobiec urazom w wyniku interakcji między zwierzętami obudzonymi a dochodzącymi do siebie.
   6. Dokładnie oczyść i zdezynfekować strzykawkę Hamilton, płucząc igłę i beczkę trzy razy po sobie: najpierw wodą destylowaną, potem 70% etanolem, a na końcu sterylnym roztworem 0,9% NaCl.
   7. Po wyczyszczeniu przechowuj strzykawkę Hamilton na lodzie do następnego użycia.

3. Procedury pooperacyjne

1. Analgezja pooperacyjna
   1. Podawaj leki przeciwbólowe podskórnie, gdy mysz jest jeszcze pod narkozą, aby zapewnić natychmiastową ulgę w bólu po operacji.
      UWAGA: Stosuj środki przeciwbólowe odpowiednie do tego typu procedury. Na przykład karprofen w dawce 10 mg/kg masy ciała.
   2. Gdy mysz jest całkowicie przytomna i odzyska normalną funkcję motoryczną, przenieś ją do czystej klatki z nową ściółką. Krótko obserwuj zwierzę pod kątem normalnego zachowania i wzorców oddechu.
   3. Po pełnym wyzdrowieniu należy podawać środki przeciwbólowe w wodzie pitnej (np. metamizol w dawce 200 mg/kg masy ciała) przez co najmniej 24 godziny po operacji.
      UWAGA: Aby zachęcić do spożycia wody, słodzić wodę pitną 0,5% sacharozy. Owij butelki w folię aluminiową, aby chronić roztwór przed światłem i wymieniaj je codziennie. Oznacz każdą butelkę, aby śledzić spożycie środków przeciwbólowych. Jeśli leki przeciwbólowe nie są przyjmowane przez wodę pitną lub pojawiają się objawy bólu, podawaj karprofen (10 mg/kg masy ciała) podskórnie co 12 godzin aż do pełnego powrotu do zdrowia.
2. Monitorowanie myszy
   1. Monitoruj wszystkie myszy uważnie co 24 godziny przez pierwsze 48 godzin po operacji, oceniając funkcje motoryczne i zachowanie. Od trzeciego dnia obserwuj myszy co najmniej co 3 dni, w tym pomiary masy ciała.
   2. Jeśli zaobserwowane zostaną oznaki niepokoju lub nieprawidłowego zachowania (np. zaburzona aktywność ruchowa, nietypowe zachowania), wykonaj test wiszącego drutu, jak opisano wcześniej. Jeśli mysz przejdzie test, kontynuuj monitorowanie i powtarzaj test co drugi dzień.
   3. Natychmiast uśpić myszy (patrz sekcja 3.4) po spełnieniu jednego z ustalonych humanitarnych celów: utrata masy ciała > 20% względem początkowej masy ciała (dzień 0), niezdanie testu wiszącego drutu lub długotrwały umiarkowany stres trwający do 48 godzin.
3. Leczenie terapeutyczne (opcjonalne)
   1. Po pełnej rekonwalescencji pooperacyjnej można rozpocząć terapię w zależności od projektu eksperymentu. Jeśli tak jest, jasno określ termin rozpoczęcia leczenia w protokole badania i dostosuj plan monitoringu tak, aby odzwierciedlał oczekiwane efekty i potencjalne skutki uboczne interwencji terapeutycznej.
      UWAGA: Leczenie nie powinno się rozpoczynać, dopóki zwierzęta nie wykazują prawidłowego zachowania, stabilnej wagi i nie wykazują oznak pooperacyjnego niepokoju.
4. Eutanazja i pobieranie tkanek
   UWAGA: Myszy muszą zostać uśpione natychmiast po spełnieniu określonych z góry humanitarnych punktów końcowych lub w wyznaczonych punktach czasu eksperymentalnego, zgodnie z wymaganiami konkretnych celów badawczych.
   1. Znieczulaj mysz odpowiednią metodą (patrz krok 2.1.2).
   2. Otwórz jamę piersiową i wykonaj perfuzję przezsercyjną z 10-20 mL lodowato zimnego, sterylnego 0,9% NaCl, a następnie 10-20 ml lodowatego 4% paraformaldehydu (PFA).
      UWAGA: Jeśli świeża tkanka jest potrzebna do dalszych zastosowań (np. izolacja RNA lub FACS), pomiń etap perfuzji PFA.
   3. Zbierz mózg i inne interesujące narządy.
      UWAGA: Narządy mogą być mrożone na bieżąco w ciekłym azocie, utrwalane formaliną do przetwarzania FFPE lub używane bezpośrednio do analiz dalszych.
5. Strukturalna analiza pośmiertna
   UWAGA: Aby potwierdzić wzrost przerzutów i scharakteryzować powiązane cechy histopatologiczne, należy przeprowadzić analizę pośmiertną tkanki mózgowej przy użyciu zarówno próbek natywnych (świeżo zamrożonych), jak i stałych (FFPE).
   1. Sekcja tkanek
      1. Rozcinaj mózg na poziomie miejsca wstrzyknięcia, zgodnie ze schematem przedstawionym na Rysunku 1C.
      2. Zachowaj przednią część do świeżo mrożonego (FF) przetwarzania. Podziel tę część na półkule wstrzyknięte (i.) i niewstrzyknięte (n.i.).
      3. Zachowaj środkową część do wiązania formacji formaliny i osadzania parafiny (FFPE).
      4. Usuń tylną część, w tym móżdżek i pień mózgu.
   2. Przetwarzanie próbek
      1. Przednią część szybko zamrozić w ciekłym azocie i przechować próbki FF w temperaturze -80 °C do dalszego użycia.
      2. Utraż środkową część w 5-7 mL 4% PFA w temperaturze pokojowej przez 48 godzin przed przetwarzaniem FFPE.
         UWAGA: Utrwalanie PFA musi być wykonywane w okapie chemicznym, przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochronnego, aby uniknąć ekspozycji na toksyczne opary.
   3. Ilościowa ilościowa ilość ładunku przerzutowego (próbki FF)
      1. Izoluj całkowite RNA za pomocą odpowiedniego zestawu do ekstrakcji lub protokołu zoptymalizowanego pod kątem tkanki mózgowej.
         UWAGA: Izolacja RNA musi być przeprowadzona w szafie bezpieczeństwa biologicznego z użyciem odpowiednich środków ochrony osobistej, aby zapobiec skażeniu i narażeniu na niebezpieczne odczynniki.
      2. Wykonaj ilościowy PCR (qPCR) z użyciem markera specyficznego dla komórek nowotworowych, takiego jak Ck8.
         UWAGA: Dodatkowe cele (np. markery komórek immunologicznych lub ziemjowy) można ocenić poprzez wybór odpowiednich markerów genowych. Sekwencjonowanie RNA (RNA-seq) może być stosowane jako alternatywa do analizy całego transkryptomu.
      3. Oblicz względne obciążenie nowotworem, normalizując interesujący gen (GOI, np. Ck8) do genu housekeeping (HK).
   4. Analiza histologiczna (próbki FFPE)
      1. Osadz tkankę utrwaloną formaliną w parafinę.
      2. Próbki przecinają na plastry o grubości 3 μm za pomocą mikrotomu.
         UWAGA: Mikrotomy muszą wykonywać wykwalifikowani pracownicy z odpowiednim wyposażeniem środków ochrony osobistej, używając osłony ostrza podczas niecięcia i wyrzucania ostrzy w pojemnikach na ostre przedmioty, aby zapewnić bezpieczeństwo.
      3. Wykonaj standardowe barwienie hematoksyliny i eozyny (H&E) oraz immunohistochemię (IHC) z użyciem odpowiednich przeciwciał, takich jak Ck8 (komórki nowotworowe), Cd3 (limfocyty T), Iba1 (mikroglej/makrofagi) oraz Gfap (astrocyty).
         UWAGA: Procedury H&E i IHC muszą być wykonywane w dobrze wentylowanym pomieszczeniu lub w okapie wyparowym, aby zapewnić bezpieczeństwo i zapobiec narażeniu na chemikalia.
      4. Zeskanuj cyfrowo wszystkie barwione preparaty za pomocą skanera preparatów o wysokiej rozdzielczości, aby zbudować cyfrową bibliotekę tkanek.
      5. Oceń wzorzec wzrostu histologicznego (HGP) przerzutów do mózgu zgodnie z opublikowanym protokołem ^10,12.

Wyniki

Protokół stereotaktycznego wstrzykiwania (Rysunek 1) może być stosowany zarówno do myszy syngeneicznych, jak i ksenoprzeszczepowych, w tym do szczepów typu dzikiego lub genetycznie modyfikowanych, w zależności od pytania naukowego. Można użyć dowolnej odpowiedniej linii komórkowej zdolnej do wzrostu w mózgu. Przykłady linii komórek guzowych myszy, które mogą kolonizować mózg, to, ale nie ograniczają się do, komórek nowotworowych piersi 4T1 i 410.4, komórek raka jelita grubego CMT93 oraz linii komórkowej czerniaka B16-F10. Czas potrzebny na utworzenie przerzutów przez komórki nowotworowe w mózgu różni się w zależności od linii komórkowej – od kilku dni do kilku tygodni, a penetracja jest również zmienna. Zalecamy stosowanie modelu o przenikaniu ~70%, co oznacza, że co najmniej 7 z 10 zwierząt rozwija przerzuty w maksymalnym okresie eksperymentalnym wynoszącym 20 tygodni (Rysunek 2A). Każda linia komórkowa powinna być indywidualnie optymalizowana, a liczba wstrzykniętych komórek dokładnie miarkowana.

Na przykład porównaliśmy dwa blisko spokrewnione modele syngeneicznych przerzutów do mózgu raka piersi: 410.4 oraz jego pochodną 4T1. Pomimo podobieństwa genetycznego¹⁷, linie te wykazują wyraźnie odmienne zachowania przerzutowe i wzorce wzrostu w mózgu¹⁶. Chociaż oba osiągają podobne obciążenie metastatyczne (Rysunek 2B), każdy wykazuje unikalny przebieg czasu (Rysunek 2C) oraz wyraźnie odmienne HGP (Rysunek 2D). Aby systematycznie ocenić i porównać efektywność kolonizacji między różnymi liniami komórkowymi, opracowaliśmy Indeks Kolonizacji (Colonization Index), matematyczny wzór integrujący liczbę wstrzykniętych komórek, medianę czasu przeżycia oraz skuteczność kolonizacji (Rysunek 2E-G).

Podczas pierwszego wykonywania stereotaktycznego zastrzyku lub testowania nowej linii komórkowej kluczowe jest dokładne ocenienie wzorców wzrostu oraz porównanie wyników u zwierząt, operacji i eksperymentatorów, aby zapewnić powtarzalność. Jednym z kluczowych etapów jest wstrzyknięcie komórek nowotworowych, podczas którego może dojść do wycieku zawiesiny komórkowej. Może to prowadzić do mylącej lokalizacji guza, szczególnie do iatrogennego zasiewania komórek nowotworowych na czaszce i/lub opony mózgowej, co może prowadzić do fałszywie dodatnich przerzutów mózgowych, które nie są prawdziwą kolonizacją śródmózgową z późniejszym wtórnym rozprzestrzenianiem opon mózgowych. Scenariusze te przedstawiono na Rysunku 3.

Rysunek 1: Procedury przed, wewnątrz- i pooperacyjne przy stereotaktycznym wstrzyknięciu komórek nowotworowych wewnątrzkorowych u myszy. Schematyczny przegląd procedury. (A) Faza przedoperacyjna obejmuje aklimatyzację zwierząt, ocenę stanu zdrowia, przygotowanie miejsca operacji oraz zawiesinę komórek nowotworowych. (B) Faza śródoperacyjna obejmuje indukcję znieczulenia, nacięcie skóry głowy, umieszczenie w ramie stereotaktycznym, precyzyjną kraniotomię, wstrzyknięcie komórek nowotworowych do kory mózgowej przy użyciu współrzędnych stereotaktycznych, zamknięcie rany oraz powrót do zdrowia po znieczuleniu. (C) Faza pooperacyjna obejmuje podawanie leków przeciwbólowych, rutynowe monitorowanie w celu oceny rekonwalescencji po operacji, ogólnego stanu zdrowia oraz rozwoju objawów neurologicznych (test wiszącego drutu), a następnie eutanazję i pobranie organów. Uwzględniono strukturyzowaną analizę pośmiertną, aby ocenić ładunek przerzutowy w świeżo zamrożonej tkance (FF) za pomocą qPCR oraz ocenić wzorce wzrostu histologicznego w próbkach FFPE na podstawie cyfrowej biblioteki szkiełków. Kluczowe etapy proceduralne są przedstawione kolejno, aby podkreślić czas i przebieg pracy chirurgicznej. Obraz utworzony w BioRender. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 2: Reprezentatywne wyniki wzrostu przerzutów w mysich modelach przerzutów mózgowych po stereotaktycznym wstrzyknięciu komórek raka piersi 4T1 i 410,4. (A) Makroskopowe obrazy pokazujące brak wzrostu guza u kontrolnych myszy Balb/C poddanych ECM (kontrola) oraz obecność widocznych zmian przerzutowych u myszy poddanych zawiesinom komórek nowotworowych ECM (Met). (B) Ilościowa analiza obciążenia przerzutowego u kontrolnych myszy z ECM (CTRL) oraz myszy z przerzutami do mózgu pochodzącymi z komórek raka piersi 4T1 i 410,4. Ładunek przerzutowy oceniano za pomocą qPCR przy użyciu Ck8 jako markera nowotworowego, przy czym Gapdh i Pgk1 były genami gospodarstwa domowego (HK). Dane są prezentowane jako wartości średnie z poszczególnymi punktami danych. Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą jednokierunkowej metody ANOVA, a następnie testu wielokrotnych porównań Dunnetta (n = 5; ****P < 0,0001). (C) Krzywe przeżycia Kaplana-Meiera porównujące całkowite przeżycie (OS) myszy stereotaktycznie wstrzykniętych wyłącznie ECM (kontrolne, czarne), 4T1 (pomarańczowe) lub 410,4 (niebieskie) komórek nowotworowych. Analiza statystyczna została przeprowadzona za pomocą testu Log-rank (Mantel-Cox) (4T1 vs 410,4; n = 10; ***P < 0,001). (D) Reprezentatywne obrazy histologiczne przerzutów do mózgu pochodzące z komórek 4T1 i 410,4, ilustrujące różnice w wzorcach wzrostu, w tym odpowiednio HGP nabłonka nabłonkowego w kohorcie i nici przypominającej. Przekroje tkanek zostały zabarwione przeciwciałem antycytokeratyny 8. (E) Analiza porównawcza efektywności kolonizacji z wykorzystaniem Indeksu Kolonizacji (CI). Pokazane są wartości CI 4T1 (pomarańczowy) i 410,4 (niebieski). (F) Wzór używany do obliczania CI. (G) Tabela podsumowująca parametry zawarte w CI dla obu modeli. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 3: Reprezentatywne przykłady udanych i suboptymalnych wyników stereotaktycznych iniekcji. (A,C) Makroskopowe obrazy pokazujące wzrost przerzutów w różnych miejscach: (A) wzrost guza w czaszce i opon mózgowych wynikający z nieprawidłowego zastrzyku i wycieku komórek nowotworowych oraz (C) udane przerzuty minowo mięczaste po prawidłowym wstrzyknięciu wewnątrzkorowym. (B,D) Odpowiadające sekcje histologiczne potwierdzają (B) wzrost guza wewnątrzmózgowego z późniejszym przenikaniem do mięzmiaścia mózgu oraz (D) wtórne rozprzestrzenianie się do opon mózgowych z ustalonych przerzutów miękosznych. Przekroje tkanek zostały zabarwione przeciwciałem antycytokeratyny 8. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Dyskusja

Technika stereotaktycznego wstrzyknięcia wewnątrzczaszkowego umożliwia precyzyjne i lokalne dostarczanie komórek nowotworowych lub mieszanin komórkowych bezpośrednio do kory mózgowej eksperymentalnych myszy. W połączeniu ze strukturyzowaną analizą pośmiertną model ten jest szczególnie cenny do badania późnych stadiów przerzutów mózgowych, w tym przerzutów, wtórnego rozprzestrzeniania się wewnątrznarządowego oraz potencjalnej przyczyny śmierci. Natomiast metody wstrzykiwania ogólnoustrojowego (np. żyła ogonowa lub iniekcja wewnątrzsercowa) lepiej sprawdzają się w badaniach wczesnych etapów kaskady przerzutowej, takich jak przeżywalność komórek nowotworowych w krążeniu, ekstravazacja oraz zasiewanie w odległych narządach. Jednak te podejścia nie są specyficzne dla mózgu i zazwyczaj prowadzą do niskich i niestabilnych wskaźników kolonizacji mózgu 18,19,20.

Modele systemowe wykazują również wysoką zmienność biologiczną, szczególnie pod względem tego, które obszary mózgu są dotknięte, co utrudnia badania terapeutyczne i wymaga udziału dużych kohort zwierzęcych. Dodatkowo zwierzęta często rozwijają przerzuty pozaczaszkowe, co może prowadzić do wczesnego przerwania prób¹⁹. Te ograniczenia znacząco ograniczają ich przydatność do badania późnych przerzutów do mózgu. Ponadto rozprzestrzenianie się wtórne i ponowna kolonizacja są szczególnie trudne do badania za pomocą modeli systemowych, ponieważ rozróżnienie rozprzestrzeniania się pierwotnego (pochodzącego z guza pierwotnego) od rozprzestrzeniania wtórnego (wynikającego z już ustalonych przerzutów) jest niemal niemożliwe. Ponadto ustrukturyzowana analiza pośmiertna, zwłaszcza do oceny wzrostu makroprzerzutów i HGP przerzutów mózgowych, jest w tych warunkach ograniczona.

W porównaniu z systemami ex vivo, takimi jak organoidy pochodzące od pacjentów (PDO) czy organotypowe kultury mózgowe (co)-kultury 21,22,23,24, zastrzyk stereotaktyczny oferuje kilka kluczowych korzyści. Chociaż modele ex vivo zachowują aspekty rodzimej architektury mózgu i mogą obejmować rezydentne oraz infiltrujące komórki odpornościowe pacjentów lub dawców, brakuje im unaczynienia, sygnalizacji systemowej oraz pełnej złożoności mikrośrodowiska in vivo nowotworowego, szczególnie dalszej infiltracji limfocytów T lub innych komórek odpornościowych pochodzących z krwi lub szpiku kostnego²³. Te ograniczenia ograniczają ich zastosowanie do badań krótkoterminowych i uproszczonych warunków, takich jak badania lekowe czy podstawowe testy interakcji komórka z mózgiem przerzutowe. Natomiast podejście stereotaktyczne wspiera długoterminowe badania progresji guza, odpowiedzi immunologicznej oraz interwencji terapeutycznej w organizmie żywym, nienaruszonym. Co ważne, ocena objawów neurologicznych jako humanitarnego punktu końcowego pozwala na klinicznie istotną miarę wystąpienia makroprzerzutów. Dzięki temu model jeszcze bardziej odzwierciedla przebieg choroby u ludzi, co jest szczególnie cenne w badaniach translacyjnych. Chociaż obejmuje wykorzystanie zwierząt, co rodzi kwestie etyczne związane z przestrzeganiem 3R (Zastąpienie, Redukcja i Udoskonalenie), obecnie ten model nie może zostać w pełni zastąpiony alternatywami ex vivo. Jego zdolność do oddania pełnego fizjologicznego kontekstu przerzutów do mózgu czyni go niezbędnym dla pogłębiania naszej wiedzy o dynamice przerzutów i specyficznej dla OUN patofizjologii.

Pomimo licznych zalet, stereotaktyczny model wtrysku ma pewne ograniczenia, które należy wziąć pod uwagę. Kluczowym problemem jest możliwość wycieku zawiesiny komórek nowotworowych podczas wstrzyknięcia, co może prowadzić do mylących wzorców wzrostu. W szczególności niezamierzone przyleganie komórek nowotworowych do opon mózgowych może prowadzić do jatrogennych przerzutów do opon^{mózgowych 8}, które nie odzwierciedlają dokładnie naturalnego przebiegu rozprzestrzeniania się przerzutów w tej konkretnej linii komórkowej. Aby zapewnić wiarygodność danych, wzorce wzrostu danej linii komórek nowotworowych powinny być konsekwentnie porównywane między zwierzętami, procedurami chirurgicznymi i eksperymentatorami. Aby zminimalizować wyciek komórek nowotworowych, proponujemy zastosowanie macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), ponieważ jej żelowa konsystencja i zdolność do zastygania w temperaturze ciała czynią ją użytecznym narzędziem. Jednak ECM wiąże się także z wyzwaniami, w tym koniecznością szybkiego obchodzenia się podczas wstrzykiwania, aby zapobiec przedwczesnemu krzepnięciu. Kolejną kwestią w naszym protokole jest wstrzykiwanie komórek nowotworowych w mieszance ECM i nośników zawierających surowicę. Chociaż FBS wzmacnia przeszczep komórek nowotworowych, dostarczając składniki odżywcze zwykle ograniczone w mózgu, może również sprzyjać stanom zapalnym. Jeśli jest to problem, można zastosować nośniki bez surowicy lub zrównoważone roztwory soli (np. HBSS lub PBS) jako alternatywy.

Ponadto stereotaktyczne zastrzyki są technicznie bardziej wymagające niż inne metody, takie jak dożylne (i.v.). Wymaga specjalistycznego szkolenia w celu zapewnienia powtarzalności, a zabieg jest znacznie bardziej czasochłonny – zazwyczaj zajmuje 15-30 minut na zwierzę, podczas gdy iniekcje dożylnie 3-5 minut. Ten dłuższy czas trwania ogranicza liczbę zwierząt, które można przetworzyć na sesję, co może stanowić wyzwanie dla badań terapeutycznych wymagających dużych grup do osiągnięcia mocy statystycznej. Jednak to ograniczenie można skutecznie rozwiązać, rozkładając zastrzyki na kilka dni, co nie tylko zwiększa elastyczność eksperymentalną i wykonalność, ale także wprowadza cenną zmienność biologiczną, odzwierciedlając bardziej realistyczne różnice między osobami zarówno w zachowaniu komórek nowotworowych, jak i odpowiedzi gospodarza.

Na koniec warto zauważyć, że ten model omija wcześniejsze etapy kaskady przerzutowej, jak wcześniej omawiano. Odpowiedni model eksperymentalny powinien być wybierany na podstawie pytania badawczego oraz konkretnej fazy badanych przerzutów. W badaniach nad kolonizacją mózgu w późnym stadium, stereotaktyczne zastrzyki wewnątrzkorowe pozostają złotym standardem.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Szczypce do uszu zwierząt	LabArt
Bepanthen® maść na oczy i nos	Bayer Vital GmbH	1578675
Wosk kostny	B. Braun	210434
Patyki watowe	Hartmann	143213
Ekstrakt z membrany podstawowej Cultrex (ECM)	Band & D	3432-005-01
Środek odkażający	B. Braun	107190
Wiertło	Bilaney Consultants GmbH	D #76
Nożyczki do oka	Hermle	501
Strzykawka Hamilton (10&mikro; L volume)	VWR	5491135
Poduszka grzewcza	Intergastro	258122
Badanie nosa myszy/pręta zęba (900/1430)	Bilaney Consultants GmbH	DKI 926-B
Noyesowe nożyczki do oczu	Hermle	545
Paur 60 stopni; tip non noptore Mouse Ear Bars	Bilaney Consultants GmbH	DKI 922
Skalpel	PFM Medical AG	17027
Standardowe kleszcze Semkina	Hermle	710
Szew z poliamidu seralonowym (DR-009, USP 7/0, EP 0,5)	Serag-Wiessner GmbH	V0053491
Wiertarka stereotakstyczna – Jacobs Chuck – 18000 obr./min	Bilaney Consultants GmbH	DKI 1471-200-CE-A
Stereotaksja bez adaptera Rat	Bilaney Consultants GmbH	DKI 963% 920
Strzykawkowy HDDER dla 5& 10&mikro; l Hamilton	Bilaney Consultants GmbH	DKI 1772-F1
TC Needleholdery Mayo-Heear 160mm	Hermle	6425