Artykuł metodologiczny

Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy

DOI:

10.3791/69482

⸱

10 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Department of Computer Science and Information Technology, Saratov State University, 4, Res Inst Intelligent Complex Syst, Fudan University, 5Potsdam Institute for Climate Impact Research

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca pokazuje innowacyjną metodę in vivo badania kurczliwości naczyń limfatycznych szyjnych i przepływu limfy u myszy w celu przetestowania różnych funkcji fizjologicznych naczyń limfatycznych szyi (cLV) oraz strategii terapeutycznych dotyczących modulacyjnych mechanizmów regulacji limfatycznej odpływu i oczyszczania mózgu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kurczliwość cLVs jest siłą napędową przepływu limfy i kluczowym mechanizmem leżącym u podstaw oczyszczania mózgu z toksyn. Przedstawiamy innowacyjną metodę in vivo dwufotonowego obrazu kurczliwości cLVs oraz długotrwałej obserwacji usuwania czerwonych krwinek za pomocą przepływu limfy w cLVs u myszy. Składniki zestawu obejmują mini podgrzewaną poduszeczkę dostosowaną do szyi myszy, która pozwala na zwiększenie okna do obrazu do 5 h, zachowując kurczliwość cLV i przepływ limfy; kontrolę wilgotności; osłonę ochronną oraz system pozycjonowania, który umożliwia stabilne wizualne obserwowanie cLVs. Metoda zapewnia powtarzalność i kompatybilność z innymi rodzajami mikroskopow dwufotonowych oraz szeroką gamę obiektywów, utrzymując wysokiej jakości obrazy o głębokości do 500 µm. Protokół obejmuje szczegółowe etapy przygotowania chirurgicznego cLVs w celu utrzymania fizjologicznego środowiska, zapewniając normalną kurczliwość cLV.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kurczliwość naczyń limfatycznych szyi (cLVs) odgrywa kluczową rolę w drenażu mózgu oraz oczyszczaniu jego tkanek z metabolitów i toksyn1,2,3. Zmniejszenie tej głównej funkcji cLVs prowadzi do zahamowania oczyszczania mózgu z toksyn, co towarzyszy wielu chorobom mózgu, w tym chorobie Alzheimera, urazowi mózgu i rakowi mózgu4,5,6,7,8,9. Dlatego badanie kurczliwości cLVs jest ważnym podejściem w opracowywaniu nowych strategii terapeutycznych do modulacji mechanizmów regulacyjnych układu limfatycznego w drenażu i oczyszczaniu mózgu10,11,12.

Niniejsze badanie przedstawia innowacyjną metodę obrazowania dwufotonowego w czasie rzeczywistym kurczliwości cLVs i przepływu limfy u myszy w różnym wieku. Ważnymi elementami zestawu są podgrzewana poduszeczka mikro i przymocowana do szyi zwierzęcia, co pozwala na dłuższy czas obrazowania do 5 godzin przy zachowaniu aktywności kurczliwej naczyń limfatycznych kolekcjonujących i stabilności przepływu limfy.

Warto zauważyć, że w przeciwieństwie do układu krążenia krwi, wypełnionego krwią poruszającą się z określoną prędkością (od 10 mm/s w tętnicach do 13 cm/s w żyle strzałkowej u ludzi) przez różne typy naczyń krwionośnych, wypełnienie naczyń limfatycznych limfą zależy od rosnącego gradientu ciśnienia między pustymi naczynami limfatycznymi a objętością płynu międzykomórkowego wytwarzanym podczas metabolizmu13,14,15,16,17,18,19. Jednocześnie przepływ limfy w naczyniach limfatycznych jest przerywany, zmieniając się od 0 do 1 mm/s20,21,22. Ostatnie badania MRI u ludzi wykazały, że przepływ limfy w naczyniach limfatycznych oponowych (MLVs) wynosi 1-3 mm23. Należy jednak zauważyć, że nawet u jednej osoby przepływ limfy w MLVs zmienia się w różnych godzinach dnia i może spaść do 0. W związku z tym przepływ limfy w naczyniach limfatycznych jest niejednoznaczny, ponieważ zależy od szybkości procesów metabolicznych, która z kolei zależy od temperatury24. Rzeczywiście, szybkość reakcji biochemicznych jest głęboko i bezpośrednio wpłynięta przez temperaturę, co dlatego może mieć znaczący wpływ na spontaniczne skurczenia naczyń limfatycznych, a tym samym zmienić drenaż i transport limfy24,25,26.

Dlatego utrzymanie temperatury ciała jest ważnym warunkiem zachowania fizjologicznego środowiska naczyń limfatycznych, aby wspierać normalne kurczenie się i przepływ limfy. Jednak użycie komercyjnie dostępnych podgrzewaczy nie zapewnia utrzymania niezbędnej temperatury w głębokich i optycznie dostępnych obszarach szyi, gdzie znajdują się cLVs. Jest to szczególnie ważne dla dwufotonowego obrazowania kurczliwości cLVs i przepływu limfy, ponieważ odbywa się to w chłodnych salach doświadczalnych o temperaturze otoczenia 19 °C, która jest wymagana dla tej techniki optycznej27.

W związku z tym, w przeważającej większości badań in vivo kurczliwość naczyń limfatycznych kolekcjonujących za pomocą komercyjnych podgrzewaczy jest ograniczona do 3-5 minut (maksymalny efekt jest zazwyczaj obserwowany w ciągu kilku sekund3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38, po których następuje zmniejszenie się wypełnienia limfy i kurczliwości. Takie podejście znacznie ogranicza czas obserwacji fizjologii naczyń limfatycznych i uniemożliwia ocenę długookresowych wpływów na ich kurczliwość i przepływ limfy, co skłoniło nas do opracowania mini podgrzewaczy przystosowanego do szyi myszy w celu zwiększenia okna czasowego do 5 godzin z zachowaniem kurczliwości cLVs i stabilnego przepływu limfy.

Innym komponentem zestawu jest obudowa ochronna z kontrolą wilgotności i systemem pozycjonowania, który pozwala na utrzymanie stabilnej wizualizacji cLVs bez zanurzani

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury były wykonywane zgodnie z Przewodnikiem po Opiece nad Zwierzętami Laboratorium, Dyrektywą 2010/63/UE w sprawie Ochrony Zwierząt Używanych do Celów Naukowych oraz wytycznymi Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego Federacji Rosyjskiej (nr 742 z 13.11.1984), które zostały zatwierdzone przez Komisję Bioetyczną Państwowego Uniwersytetu Saratowskiego (Protokół nr 7, 22.09.2022).

UWAGA: Szczegóły dotyczące wszystkich materiałów użytych w tym protokole znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Urządzenie techniczne do mocowania myszy

  1. Użyj stalowej szyny optycznej (SOR, długość 270 mm, szerokość 43 mm; Rysunek 1A) jako podstawy instalacji.
  2. Zamontuj dwa uchwyty słupków (3PH-25) na górze SOR w odległości 175 mm od siebie (Rysunek 1B). Umieść słupki montażowe (3MP, średnica 12 mm) wewnątrz 3PH-25 i następnie mocno je zamocuj za pomocą śruby M6 (Rysunek 1C).
  3. Przymocuj kołnierz słupka (3PC) do obu słupków montażowych (3MP; Rysunek 1D). Kołnierz słupka jest konieczny do późniejszego mocowania cewnika z ciągłym dostarczaniem roztworu fizjologicznego podczas optycznego monitorowania naczynia limfatycznego szyi.
    UWAGA: Jest to konieczne, aby okresowo przemywać obszar badania, aby usunąć nagromadzony krew po zabiegach chirurgicznych, co może utrudniać monitorowanie optyczne.
  4. Przymocuj uchwyt kątowy z mocowaniem słupka (3RPC-12) do jednego z słupków montażowych 3MP i mocno go zamocuj za pomocą śruby M6 (Rysunek 1H).
    1. Wsuń słup montażowy (średnica 12 mm) do bocznego otworu 3RPC-12 (Rysunek 2B).
      UWAGA: Słup montażowy jest konieczny do późniejszego mocowania osłony ochronnej do obiektywu dwufotonowego bez zanurzania w wodzie.
    2. Przymocuj uchwyt wydrukowany na drukarce 3D do bocznego słupka montażowego i mocno go zamocuj za pomocą dwóch par śrub M3 (Rysunek 2C).
    3. Za pomocą kleju UV przymocuj szklankę pokrywkową o średnicy 12 mm do dolnej strony wydrukowanej na drukarce 3D osłony ochronnej (Rysunek 2D,F). Następnie za pomocą pary śruby-nakrętki M4 przymocuj osłonę ochronną do uchwytu (Rysunek 2).
  5. Zamontuj precyzyjny stół pantografu do ruchu pionowego 02TV004 (Rysunek 1E) na podstawie SOR za pomocą dwóch klipsów stolowych (3TC5) i zestawów śrub, nakrętek i podkładek M6 (Rysunek 1F).
  6. Na blacie stołu umieść 3D-drukowaną otoczkę (155 mm długości, 110 mm szerokości), która służy jako zbiornik do akumulacji roztworu fizjologicznego (Rysunek 1G).

2. Element grzejny

  1. Montaż urządzeń peryferyjnych.
    1. Pokryj punkt połączenia przewodów do elementu grzejnego 1 warstwą silikonu (Rysunek 3). Zamontuj czujnik temperatury 1 na maciec i uszczelń go srebrnym (Rysunek 3B).
    2. Lutuj przewody elementu grzejnego i czujników temperatury do wielożyłowego kabla, napełnij punkt połączenia silikonem i zamknij folią termokurczliwą (Rysunek 3).
    3. Umieść element grzejny 2 i czujnik temperatury 2 w wałku piankowym (Rysunek 4).
  2. Montaż jednostki sterującej
    UWAGA: Link do pobrania plików do drukowania obudowy jednostki sterującej .
    1. Wydrukuj obudowę jednostki sterującej na drukarce 3D (Rysunek 5B).
    2. Zamocuj złącza do podłączania kabla zasilającego i przycisku zasilania na ścianach obudowy, jak pokazano na Rysunku 5C,D).
  3. Zamontuj zasilacz 24 V DC, przetwornik DC i 2 moduły MOSFET wewnątrz obudowy (Rysunek 5A,G,H,I).
  4. Aby złożyć obwód, wykonaj następujące kroki (Rysunek 6).
    1. Podłącz przetwornik do źródła i ustaw napięcie na 9 V (Rysunek 6).
    2. Podłącz pin VIN na Arduino UNO do złącza OUT+ na przetworniku i GND do złącza OUT, odpowiednio (Rysunek 6).
    3. Podłącz pin V+ na zasilacz do pinów VIN+ na modułach MOSFET, a pin V do

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zastosowanie osłony ochronnej zapewnia najważniejsze zalety dla długotrwałego monitorowania naczyń limfatycznych szyjnych in vivo, takie jak izolacja obszaru chirurgicznego od otoczenia zewnętrznego, umożliwiająca utrzymanie zanurzenia naczyna limfatycznego i otaczających tkanek w roztworze fizjologicznym z ciągłym dopływem roztworu fizjologicznego przez cewnik przymocowany do ciała. Ponadto, ze względu na jego przymocowanie do szkiełka mikroskopowego i bliski kontakt mechaniczny z tkankami otaczającymi naczyno ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie fizjologii naczyń limfatycznych wymaga zastosowania metod nieinwazyjnych przy jednoczesnym utrzymywaniu specjalnych warunków środowiskowych, które pozwalają na normalne skurczowość i stabilny przepływ limfy3,28,29,30,31,32,33,34,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to zostało wsparte dotacją z Fundacji Rosyjskiej Nauki (nr 23-75-30001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3D printerBambu Lab, ChinaP1S
5pin connectorConnfly electronic (Zhenqin), ChinaDS1110-01
A set of heat shrinkable tubesJupiter, ChinaJP7230-01
Arduino IDEArduino LLC2.3.5-nightly-20241212
BALB/c mice"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia3-15-16Male, 6-month-old
Chlorhixedin BIOPHARMACEUTICAL PLANT, RussiaN/A
Dumont forceps Stoelting, USA52100-07 
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAN/A
Fine ForcepsStoelting, USA52102-02P
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
Heating elementChinaLFH-9415sg
Insulin needleINSUPEN, Italy31G, 0.25mm*6mm
Ketamine MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, RussiaGeneral anesthesia 
Keypad Shielddiymore, China1602 LCD Keypad Shield
Lidocaine ORGANICA, RussiaN/A Analgesic drug
Lockable switch buttonChinaN/A
Metal-film resistorsTZT, ChinaN/A
Micro Dissecting Vannas Spring ScissorsStoelting, USA52130-00P
MOSFET ModuleChinaMOSFET Module D4184
Mounting postStanda, Lithuania3MP, diameter 12 mm
Mounting wireAB retail, RussiaHB-1
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P 
Plastic for 3D printerBambu Lab, ChinaA00-D0-1.75-1000-SPL.
Post collar Standa, Lithuania3PC
Post holderStanda, Lithuania3PH-25
Power connectorRUICHI, ChinaAC-015
Power supplySANPU, ChinaPS200-H1V24
Precision pantograph table for vertical movement"Laser components", Russia02TV004 
Right-angle fixed post clamp Standa, Lithuania3RPC-12
Screw M3Standa, LithuaniaN/A
Screw M4Standa, LithuaniaN/A
Screw M6Standa, LithuaniaN/A
Shaving machine Braun, figure-materials-1Series 3310s
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Solder Production of metal powders, Russiatin-lead solder 61
Soldering fluxSolins, RussiaLTI-120 22 ml with brush
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Soldering station AOYUE, ChinaN/A
Steel optical rails (SOR)Standa, LithuaniaN/A
Step-down voltage converterRUICHI, ChinaEM-825
Straight dissecting scissors Stoelting, USA52132-10P 
Temperature sensorLiludin, ChinaDS1820
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaEye ointment 
The ControllerArduino, ChinaUNO R3
TweezerStoelting, USA52100-03 
Two-photon  microscopNikon, JapanA1R MP
WirePartner-Electro, RussiaP020G-0305-C050
Xylazine "Alfasan International B.V.", NetherlandsMuscle relaxant
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14 (1), 6104(2023).
  2. Kunert, C., Baish, J. W., Liao, S., Timothy, P. P., Lance, L. M. Mechanobiological oscillators control lymph flow. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 112 (35), 10938-10943 (2015).
  3. Du, T., et al. Restoration of cervical lymphatic vessel function in aging rescues cerebrospinal fluid drainage. Nat Aging. 4 (10), 1418-1431 (2024).
  4. Mesquita, D., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  5. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11, 4524(2020).
  6. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30, 229-243 (2020).
  7. Song, E., et al. VEGF-C-driven lymphatic drainage enables immunosurveillance of brain tumours. Nature. 577 (7792), 689-694 (2020).
  8. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat. Commun. 11, 3159(2020).
  9. Liu, X., et al. Subdural haematomas drain into the extracranial lymphatic system through the meningeal lymphatic vessels. Acta Neuropathol Commun. 8, 16(2020).
  10. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14, 6104(2023).
  11. Liu, S., et al. Neuro-lymphaphotonics opens new horizons of the future technologies for the therapy of brain diseases. Theranostics. 16 (2), 776-793 (2025).
  12. Lin, H., et al. Transcranial photobiomodulation for brain diseases: review of animal and human studies including mechanisms and emerging trends. Neurophotonics. 11 (1), 010601(2024).
  13. Bollmann, S., et al. Imaging of the pial arterial vasculature of the human brain in vivo using high-resolution 7T time-of-flight angiography. Elife. 11, e71186(2022).
  14. Jordan, J. E., Pelc, N. J., Enzmann, D. R. Velocity and flow quantitation in the superior sagittal sinus with ungated and cine (gated) phase-contrast MR Imaging. J Magn Reson Imaging. 4 (1), 25-28 (1994).
  15. Negrini, D., Fabbro, M. D. Subatmospheric pressure in the rabbit pleural lymphatic network. J Physiol. 520 (Pt 3), 761-769 (1999).
  16. Negrini, D., Moriondo, A., Mukenge, S. Transmural pressure during cardiogenic oscillations in rodent diaphragmatic lymphatic vessels. Lymphat Res Biol. 2 (2), 69-81 (2004).
  17. Moriondo, A., Mukenge, S., Negrini, D. Transmural pressure in rat initial subpleural lymphatics during spontaneous or mechanical ventilation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289 (1), H263-H269 (2005).
  18. Grimaldi, A., et al. Functional arrangement of rat diaphragmatic initial lymphatic network. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (2), H876-H885 (2006).
  19. Gashev, A. A., Zawieja, D. C. Hydrodynamic regulation of lymphatic transport and the impact of aging. Pathophysiology. 17 (4), 277-287 (2010).
  20. Park, J. K., et al. Association of lymphatic flow velocity with surgical outcomes in patients undergoing lymphovenous anastomosis for breast cancer-related lymphedema. Breast Cancer. 29 (5), 835-843 (2022).
  21. Fischer, M., et al. Flow velocity of single lymphatic capillaries in human skin. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 270 (1), H358-H363 (1996).
  22. Dixon, J. B., et al. Lymph flow, shear stress, and lymphocyte velocity in rat mesenteric prenodal lymphatics. Microcirculation. 13 (7), 597-610 (2006).
  23. Kim, J. H., Yoo, R. E., Choi, S. H., Park, S. H. Non-invasive flow mapping of parasagittal meningeal lymphatics using 2D interslice flow saturation MRI. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 37(2023).
  24. Solari, E., Marcozzi, C., Negrini, D., Moriondo, A. Temperature-dependent modulation of regional lymphatic contraction frequency and flow. American Journal of Physiology-Heart and Circ Physiol. 313 (5), H879-H889 (2017).
  25. Solari, E., Marcozzi, C., Negrini, D., Moriondo, A. Lymphatic Vessels and Their Surroundings: How Local Physical Factors Affect Lymph Flow. Biology (Basel). 9 (12), 463(2020).
  26. Angeli, V., Lim, H. Y. Biomechanical control of lymphatic vessel physiology and functions. Cell Mol Immunol. 20, 1051-1062 (2023).
  27. Chong, C., et al. In vivo visualization and quantification of collecting lymphatic vessel contractility using near-infrared imaging. Sci Rep. 6, 22930(2016).
  28. Weiler, M., Kassis, T., Dixon, J. B. Sensitivity analysis of near-infrared functional lymphatic imaging. J Biomed Opt. 17 (6), 066019(2012).
  29. Semiachkina-Glushkovskaia, A., et al. NO-ergic mechanisms of age differences in photostimulation of lymphatic drainage, filtration and clearance. Biomed Opt Exp. , In press (2025).
  30. Davis, M. J., et al. Modulation of lymphatic muscle contractility by the neuropeptide substance P. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (2), H587-H597 (2008).
  31. Bell, R. D., et al. iNOS dependent and independent phases of lymph node expansion in mice with TNF-induced inflammatory-erosive arthritis. Arthritis Res Ther. 21 (1), 240(2019).
  32. Bachmann, S., Detmar, M., Proulx, S. Visualization and Measurement of Lymphatic Function In Vivo. Methods Mol Biol. 1846, 197-211 (2018).
  33. Nelson, T. S., et al. Minimally invasive method for determining the effective lymphatic pumping pressure in rats using near-infrared imaging. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 306 (5), R281-R290 (2014).
  34. Proulx, S. T., et al. Use of a PEG-conjugated bright near-infrared dye for functional imaging of rerouting of tumor lymphatic drainage after sentinel lymph node metastasis. Biomaterials. 34 (21), 5128-5137 (2013).
  35. Kwon, S., Sevick-Muraca, E. M. Noninvasive quantitative imaging of lymph function in mice. Lymphat Res Biol. 5 (4), 219-231 (2007).
  36. Zhou, Q., Wood, R., Schwarz, E. M., Wang, Y. J., Xing, L. Near-infrared lymphatic imaging demonstrates the dynamics of lymph flow and lymphangiogenesis during the acute versus chronic phases of arthritis in mice. Arthritis Rheum. 62 (7), 1881-1889 (2010).
  37. Schmid-Schonbein, G., Zweifach, B. Fluid pump mechanisms in initial lymphatics. News Physiol Sci. 9, 67-71 (1994).
  38. Schmid-Schonbein, G. W. Mechanisms causing initial lymphatics to expand and compress to promote lymph flow. Arch Histol Cytol. 53 (Suppl), 107-114 (1990).
  39. Hughes, G. W., Moore, J. P., Lord, R. N. Barosensory vessel mechanics and the vascular sympathetic baroreflex: Impact on blood pressure homeostasis. Exp Physiol. 108 (10), 1245-1249 (2023).
  40. Blokina, I., et al. Photobiomodulation under Electroencephalographic Controls of Sleep for Stimulation of Lymphatic Removal of Toxins from Mouse Brain. J Vis Exp. (208), e67035(2024).
  41. Dixon, J. B., Zawieja, D. C., Gashev, A. A., Cote, G. L. Measuring microlymphatic flow using fast video microscopy. J Biomed Opt. 10, 064016(2005).
  42. Terskov, A., et al. Age as a limiting factor for effectiveness of photostimulation of brain drainage and cognitive functions. Front Optoelectron. 31 (3), 6(2025).
  43. Blivet, G., Relano-Gines, A., Wachtel, M., Touchon, J. A randomized, double-blind, and sham-controlled trial of an innovative brain-gut photobiomodulation therapy: safety and patient compliance. J Alzheimers Dis. 90 (2), 811-822 (2022).
  44. Herkes, G., et al. A novel transcranial photobiomodulation device to address motor signs of Parkinson's disease: a parallel randomised feasibility study. EClinicalMedicine. 66 (1), 102338(2023).
  45. Bullock-Saxton, J., Lehn, A., Laakso, E. L. Exploring the effect of combined transcranial and intra-oral photobiomodulation therapy over a four-week period on physical and cognitive outcome measures for people with Parkinson's disease: a randomized double-blind placebo-controlled pilot study. J Alzheimers Dis. 83 (4), 1499-1512 (2021).
  46. Lee, T. L., Chan, A. S. Photobiomodulation may enhance cognitive efficiency in older adults: a functional near-infrared spectroscopy study. Front Aging Neurosci. 20 (6), 1-10 (2023).
  47. Cardoso, F. S., et al. Effects of chronic photobiomodulation with transcranial near-infrared laser on brain metabolomics of young and aged rats. Mol Neurobiol. 58 (5), 2256-2268 (2021).
  48. Hosseini, L., et al. Effect of transcranial near-infrared photobiomodulation on cognitive outcomes in D-galactose/AlCl3-induced brain aging in BALB/c mice. Lasers Med Sci. 37 (3), 1787-1798 (2022).
  49. Lutfy, R. H., Essawy, A. E., Mohammed, H. S., Shakweer, M. M., Salam, S. A. Transcranial irradiation mitigates paradoxical sleep deprivation effect in an age-dependent manner: role of BDNF and GLP-1. Neurochem Res. 49 (4), 919-934 (2024).
  50. Bohlen, H. G., Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C. Nitric oxide formation by lymphatic bulb and valves is a major regulatory component of lymphatic pumping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (5), H1897-H1906 (2011).
  51. Scallan, J. P., Zawieja, S. D., Castorena-Gonzalez, J. A., Davis, M. D. Lymphatic pumping: mechanics, mechanisms and malfunction. J Physiol. 594 (20), 5749-5768 (2016).
  52. Aspelund, A., et al. A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules. J Exp Med. 212 (7), 991-999 (2015).
  53. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

obrazowanie in vivokurczliwo limfatycznamodel mysiusuwanie toksyn z m zguprzygotowanie chirurgicznewizualizacja optycznapowtarzalno obrazowania

Powiązane artykuły