Pilotażowe badanie in vitro mające na celu ocenę zdolności czyszczenia oraz wpływu różnych metod dekontaminacji na powierzchnie implantów

Summary

Niniejsze pilotażowe badanie in vitro miało na celu ocenę skuteczności czyszczenia trzech różnych narzędzi dekontaminacyjnych oraz możliwych zmian powierzchni po zabiegu, przy użyciu permanentnego czerwonego tuszu do naśladowania obecności biofilmu doustnego.

Abstract

Kluczowym elementem leczenia zapalenia implantu okołownieczego jest skuteczna dekontaminacja powierzchni implantów. Idealna technika dekontaminacji powinna bezpiecznie i skutecznie usuwać biofilm bez uszkadzania powierzchni implantu. To pilotażowe badanie miało na celu ocenę skuteczności czyszczenia oraz zmian powierzchni związanych z trzema protokołami dekontaminacji mechanicznej. Tutaj 12 implantów zostało zabarwionych niezatartym czerwonym tuszem i zamontowanych w blokach akrylowych, aby symulować poziome defekty okołoimplantowe. Dekontaminacja powierzchni była wykonywana przez 2 minuty przez tego samego egzaminatora przy użyciu jednego z następujących urządzeń: szczoteczki tytanowej (TiB), szczotki chitosanowej (ChB) lub tytanowej kiretki (TiC). Nie stosowano chemicznych środków dekontaminacyjnych w połączeniu z narzędziami mechanicznymi. Przed i po dekontaminacji wykonano standaryzowane zdjęcia z widoków policzkowych i ustnych na czoło, a także pod kątem 30° i 60°. Powierzchnia nieoczyszczonego implantu została obliczona cyfrowo. Do oceny morfologii powierzchni zastosowano skaningową mikroskopię elektronową (SEM). Żadna z testowanych metod nie doprowadziła do całkowitego usunięcia plamy tuszowej. Chociaż 75,98% ± 2,42% plamy pozostało, TiB wykazał najwyższą skuteczność czyszczenia przy widokach z przodu policzkowego i ustnego (p = 0,027), następnie TiC (80,3% ± 0,86% pozostałej plamy) oraz ChB (90,34% ± 6,07% pozostałej plamy). Zaobserwowano istotne różnice między grupami ChB i TiB (p = 0,022). Analiza SEM wykazała, że TiC powodował największe uszkodzenia powierzchni, podczas gdy TiB powodował minimalne zmiany. W ramach ograniczeń tego badania pilotażowego TiB wykazało skuteczne oczyszczanie przy jednoczesnym zachowaniu morfologii powierzchni implantu. Wyniki te sugerują, że szczoteczki tytanowe mogą stanowić bezpieczniejszą i bardziej efektywną opcję dekontaminacji mechanicznej podczas leczenia zapalenia okołołnierzębnego. Jednak konieczne są dalsze badania, aby ocenić kombinacje technik mechanicznych i chemicznych w celu zwiększenia skuteczności czyszczenia.

Introduction

Zapalenie okołowłoimplantitis definiuje się jako zapalenie błony śluzowej wokół implantu, któremu towarzyszy postępująca utrata kości. Jest to schorzenie związane z biofilmem, które wpływa na tkanki otaczające implanty dentystyczne¹. Pacjenci z wypadkiem ciężkiego zapalenia przyzębia, złą higieną jamy ustnej lub brakiem regularnej pielęgnacji po terapii implantologicznej są bardziej narażeni na rozwój zapalenia okołołniego ^1,2. Średnia częstość występowania zapalenia okołownielnego została podany przez Diaza i in. na poziomie pacjenta na poziomie 19,53%, podczas gdy na poziomie³ wynosiła 4,8%-23,0%, a dane te były bardzo zmienne nawet po ograniczeniach definicji przypadku^{klinicznego 2}. Cukrzyca i zapalenie przyzębia są uznawane za wskaźniki ryzyka zapalenia okołokątnego. Nie ma jednak konsensusu co do związku między zapaleniem okołołnieczulnika a paleniem palenia, nadbudową implantu oraz ilością keratynizowanej błony śluzowej ^2,3. Chociaż obecnie nie istnieją ustandaryzowane, sprawdzone metody zapobiegania zapaleniu okołownieruchowego, profilaktyka, odpowiednia higiena jamy ustnej oraz regularna konserwacja są uważane za najważniejsze kroki w tym celu ^3,4.

Biorąc pod uwagę złożone cechy histowapatologiczne oraz nieprzewidywalny, szybki postęp choroby, zapalenie okołołnierzędzie stanowi wyzwanie dla każdego klinicysty ^4,5. Głównym celem leczenia zapalenia okołołnielnego implantatu jest tłumienie stanu zapalnego i zatrzymanie utraty kości okołoimplantowej. Klinicznie celem jest zmniejszenie głębokości sondy (PD), wyeliminowanie krwawienia podczas sondowania (BoP) i/lub drenażu ropy⁶. Istotnym elementem leczenia zapalenia implantatu okołowodowego jest odnieczyszczenie powierzchni implantów. Idealna technika dekontaminacji powinna być bezpieczna w użyciu bez powodowania urazów u pacjentów czy uszkodzenia implantów, choć powinna skutecznie usuwać biofilm⁷. Jednak morfologia i cechy powierzchni implantu utrudniają idealną dekontaminację, ograniczając skuteczność leczenia, ponieważ pełny dostęp do dotkniętych miejsc jest głównie ograniczony przez cechy powierzchni implantu ^5,8. Takie sytuacje wymagają zastosowania nowych materiałów lub technik właściwej dekontaminacji w leczeniu zapalenia okołołniebowego.

Do tej pory wprowadzono liczne środki i metody dekontaminacji powierzchni implantów, a ich skuteczność i sposoby stosowania są nadal badane⁹. Techniki stosowane do dekontaminacji powierzchni peryimplantu są zazwyczaj klasyfikowane jako metody mechaniczne/fizyczne i chemiczne, a jasne dowody naukowe na wyższość tych technik nie są jeszcze dostępne ^7,8. Wyniki niedawnej metaanalizy wykazały, że kiretki powlekane tytanem, specjalnie produkowane do oczyszczania powierzchni implantu, nie powodują zarysowań na powierzchni, ponieważ mają twardość podobną do powierzchni implantu i mogą być bezpiecznie stosowane do dekontaminacji⁷. W tej samej metaanalizie wykazano, że samo obrotowe szczoteczki tytanowe do dekontaminacji powierzchni implantów przynoszą znaczącą poprawę parametrów klinicznych przyzębia, takich jak redukcja PD i BoP. W randomizowanym badaniu klinicznym porównującym skuteczność usuwania biofilmu stalowych i plastikowych kilet, ultradźwięków oraz tytanowych szczoteczek obrotowych z powierzchni implantów, Toma i in. stwierdzili, że szczotki obrotowe były klinicznie skuteczniejsze i zachowały morfologię powierzchni¹⁰. Szczoteczka tytanowa (TiB), składająca się z niklowo-tytanowych (NiTi) włosień, ma niższy moduł sprężystości niż powierzchnia implantu, co zapewnia szczoteczce elastyczność i zmniejsza ryzyko zarysowania powierzchni implantu¹¹. Kolejnym obiecującym środkiem dekontaminacyjnym jest nietoksyczny, biodegradowalny szczoteczka wykonana z naturalnego polisacharydowego chitosanu, pozyskiwanego z chityny, cenionego za biokompatybilność, biodegradowalność, bakteriostatyczność i właściwości przeciwzapalne. Chitosan wykazuje właściwości bakteriostatyczne i przeciwzapalne oraz wywołuje istotną poprawę parametrów klinicznych w leczeniu chorób okołoimplantowych¹². W przeciwieństwie do metalowych narzędzi, jest nieścierny i ma na celu biologiczne i mechaniczne zmniejszenie obciążenia bakterii ^5,12. Jednak nadal nie ma jednoznacznego konsensusu co do idealnego środka dekontaminacyjnego implantu¹³, dlatego potrzebne są dalsze badania, aby ocenić skuteczność tych nowych szczoteczek chitosanowych podczas fazy dekontaminacji terapii okołoimplantowej.

Pomimo szeroko zakrojonych badań nad dekontaminacją powierzchni implantów, znalezienie metody/środka dekontaminacyjnego, który zapewni optymalną skuteczność czyszczenia przy jednoczesnym zachowaniu integralności powierzchni, pozostaje istotnym wyzwaniem klinicznym. Z tego punktu widzenia celem niniejszego badania jest ocena zdolności czyszczenia i modyfikacji powierzchni trzech różnych protokołów dekontaminacji mechanicznej. Hipoteza zerowa zakłada, że TiB, szczoteczka chitozanowa (ChB) i tytanowa łyżeczka (TiC) nie różnią się znacząco w wydajności czyszczenia ani modyfikacjach powierzchni implantu po dekontaminacji mechanicznej.

Protocol

UWAGA: Procedury tego badania zostały przeprowadzone zgodnie z zalecanymi kryteriami standaryzacji eksperymentów in vitro ¹⁴. Nie było konieczne etyczne zatwierdzenie, ponieważ badanie wykorzystywało komercyjnie dostępne powierzchnie implantów. Badanie obejmowało implanty o średnicy 3,2 mm i długości 10 mm, z piaskowaną, gruboziarnistą powierzchnią trawioną kwasowo (SLA). Implanty o różnych wymiarach i cechach powierzchni zostały wykluczone. Obliczenia wielkości próby zostały przeprowadzone według Khalila i ^in.15. Wielkość efektu została oceniona jako 0,90, błąd alfa jako 0,05, a 95% mocy statystycznej dało osiem osób na każdą grupę.

1. Przygotowanie próbek badań

1. Zanurz implanty w bioredarze z czerwonym, permanentnym tuszem całkowicie pokrywającym powierzchnię implantu na 10 sekund i susz na powietrzu, aby uzyskać równomierne rozłożenie atramentu na powierzchniach implantu opisanych przez Sanz-Martina i in. ¹⁶ , za pomocą rękostroju sterującego.
2. Po wyschnięciu przez 48 godzin w temperaturze pokojowej¹⁷ potwierdzić jednolite pokrycie czerwonym atramentem bez powstawania kałuży po wyschnięciu.
3. Implanty o średnicy 5 mm włoż do akrylowych bloków o wymiarach 20 x 20 x 20 mm ręcznie, używając wkręta, aby zapewnić kontrolowane wstawianie i równomierne ustawienie aż do głębokości 5 mm na korpusie implantu, naśladując poziome defekty periimplantu klasy I¹⁸ (rysunek 1A).
4. Aby utrzymać spójne kąty i pozycję pionową, użyj specjalnie wykonanej prowadnicy równoległomierzu, aby wyrównać długą oś implantu prostopadle (90°) do powierzchni bloku akrylowego podczas zakładania.
   UWAGA: Powierzchnie implantów powinny być chronione przed kontaktem dłoni i odizolowane od rękostrojów kierowcy podczas procesu suszenia.

2. Stworzenie warunków standaryzacji fotografii

1. Ustaw parametry aparatu: ISO 100, przysłona f/32 i ekspozycja 1/80 s. W trybie manualnym używaj obiektywu makro o ogniskowej 100 mm.
2. Ustaw lampę pierścieniową (błysk makro z podwójnym punktem, światło dzienne zbalansowane 5500 K) pod kątem 45° względem powierzchni implantu, aby zapewnić równomierne oświetlenie i zminimalizować odbicia. Użyj dyfuzora, aby zmiękczyć światło i zmniejszyć odblaski z metalowej powierzchni.
3. Umieść aparat 15 cm od powierzchni implantu i wykonuj standaryzowane zdjęcia z widoku frontalnego (0°) względem osi podłużnej implantu na powierzchniach policzkowych i ustnych każdego implantu (Rysunek 1B).
4. Przed każdą sesją zdjęciową sprawdź ustawienie aparatu linijką kalibracyjną.
5. Przygotuj na zamówienie akrylową szynę, aby ustawić kamerę z kątami 30° (widok górny) i 60° (widok dolny) względem osi implantu wzdłuż implantu, aby ocenić nici koronalne i wierzchołkowe w sposób standaryzowany (Rysunek 1C).

3. Stosowanie zabiegów i zdobywanie zdjęć

1. Zastosuj trzy różne metody dekontaminacji (patrz Tabela materiałów) na odsłonięte powierzchnie policzkowe i jamy ustnej na każdy implant (8 powierzchni z 4 implantów), powszechnie stosowanych w leczeniu zapalenia okołołniega przez 2 minuty przez jednego operatora, aby wyeliminować uprzedzenia (Rysunek 2). Kontroluj czas pomiarów za pomocą stopera.
2. Wszystkie procedury wykonuj wyłącznie pod sterylną solą fizjologiczną, aby wyeliminować potencjalne zakłócające działanie środków chemicznych dla skuteczności czyszczenia lub integralności powierzchni.
   1. Do TiC należy stosować miniaturową łyżkę Gracey typu 11/12 z naciskiem bocznym pod kątem 60° do powierzchni.
   2. Nałóż ChB, namoczony w sterylnej soli fizjologicznej przed zabiegiem, umieszczony w niskoobrotowej rękołąźce ustawionej na 800 obr./min, z delikatnym ruchem sondującym w sposób okrężny.
   3. Nakładaj TiB, umieszczony w niskoobrotowej rękołąźni ustawionej na 800 obr./min, delikatnym ruchem sondującym w sposób okrężny.
3. Ponownie uzyskaj standaryzowane zdjęcia po zabiegu, jak opisano w kroku 2 (Rysunek 3).

4. Analiza fotografii

1. Gdy wszystkie zdjęcia zostaną uzyskane, zdigitalizuj je i kalibruj za pomocą oprogramowania obrazującego (ImageJ v 1.54f). Ponieważ implanty były osadzone pionowo 5 mm w akrylu, pozostałe 5 mm widoczne na zdjęciach wraz ze standardową średnicą 3,2 mm wpłynęły do programu za pomocą narzędzia Straight-Line, aby zapewnić kalibrację.
2. Przytnij zdjęcia tak, aby uwzględniały tylko pozostałe 5 mm odsłoniętej powierzchni implantu, reprezentując obszar zainteresowania (ROI).
3. Przetwarzaj obrazy w trybach czerwonym, zielonym i niebieskim (RGB) kolorów. Konwertuj na stosy kolorów, klikając Image > Wpisz > stos RGB , aby wyizolować obszary zabarwione na czerwono, reprezentujące resztki tuszu.
4. Wybierz czerwony kanał. Wprowadź próg kolorów, klikając Obraz > >Dostosowanie progu koloru, używając zakresów odcieni 0°-25° i 330°-360°, nasycenia 50-255 oraz jasności 30-255. Włącz opcję Ciemne tło , aby zapewnić dokładne wykrycie plamy.
5. Ręcznie wyznacz ciało implantu za pomocą narzędzia Polygon Selection, z wyłączeniem tła. Zapisz wybrany obszar w Menedżerze ROI, klikając Analizuj > narzędziach > Menedżerze ROI , aby upewnić się, że ten sam obszar powierzchni jest konsekwentnie analizowany.
6. Oblicz całą powierzchnię implantu oraz pozostałości czerwonego tuszu, klikając Analizuj > Zmierz > powierzchni.
7. Całkowite usunięcie tuszu odnosi się do całkowitego braku pikseli zabarwionych na czerwono w ROI. Utrzymuj stałe ustawienia podczas analizy obrazu dla standaryzacji.
8. Oblicz procent resztkowego barwienia jako: resztkowa barwa x 100/całkowita powierzchnia implantu na podstawie ImageJ (Rysunek 4).

5. Analiza morfologii powierzchni implantu

1. Zakoduj próbki, wysusz w etanolu, przymocuj do aluminiowych końcówek taśmą węglową i umieść w urządzeniu do rozpylania jonów.
2. Zdefiniuj środkową jedną trzecią odsłoniętej powierzchni implantu jako zwrot z inwestycji do analizy SEM.
3. Pokrywaj próbki warstwą złota o średnicy 20 nm w warstwie sputter coater przez 90 sekund i umieszczaj w komorze próżniowej przy ciśnieniu próżniowym 10-3 torr i mocy 10 mA. Zawsze noszcie ochronny sprzęt laboratoryjny i zapewniacie odpowiednią wentylację podczas przygotowywania próbek.
4. Umieść próbki pokryte złotem w komorze próżniowej skaningowego mikroskopu elektronowego i zbadaj je pod kątem pochylenia 0° przy napięciu przyspieszenia 5 kV z odległością roboczą 9 mm.
5. Wykonaj mikrografie SEM z powiększeniami 20x, 500x, 1000x i 5000x, aby ocenić zmiany topograficzne.

6. Analiza statystyczna

1. Przeprowadz analizę statystyczną za pomocą oprogramowania SPSS (wersja 27). Wyraź zmienne kategoryczne jako wartości średnie ± odchyleniu standardowym, medianie oraz wartości minimalnej i maksymalnej.
2. Oceń normalność rozkładu za pomocą testu Shapiro-Wilka. Do porównań między trzema grupami użyj testu Kruskala-Wallisa. Stosuj skorygowany przez Bonferroniego test Mann-Whitney U do porównań parowych, gdy dane są rozłożone nienormalnie. Ustaw znaczenie na p < 0,05.

Results

Po zabiegach żadna z powierzchni objętych zabiegiem nie wykazała całkowitego usunięcia plam tuszu. Procent pozostałości tuszu różnił się w zależności od rodzaju używanego urządzenia oraz kąta zdjęcia. Porównanie procentów resztkowego barwienia dla każdej grupy dekontaminacyjnej przedstawiono w Tabeli 1.

Z perspektywy przedniej i policzkowej osiągnięto najwyższą skuteczność oczyszczania w każdej metodzie dekontaminacji. TiB była najskuteczniejszą metodą, pozostawiając najniższą...

Discussion

W niniejszym badaniu testowano oczyszczanie powierzchni implantu przy użyciu trzech różnych metod instrumentacji. Spośród trzech testowanych metod dekontaminacji mechanicznej, TiB wykazał najwyższą skuteczność czyszczenia i minimalne zmiany powierzchni implantów. Analiza SEM potwierdziła, że TiB zachował morfologię powierzchni implantu skuteczniej, podczas gdy TiC powodował największe uszkodzenia powierzchni, a hipoteza badania została odrzucona. Wyniki wykazały, że dostępne metody dekontaminacji mają ograniczoną skutecz...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Akryl	Imicryl	Konya, Turcja	Wykorzystywany do produkcji podstawek do fotografii i eksperymentalnych poziomych defektów
Camera	Canon EOS 80D	Tokio, Japonia	Wykorzystywane do uzyskiwania standaryzowanych fotografii implantów
Pędzel chitosan	Labrida BioClean, Institut Straumann AG	Bazylea, Szwajcaria	Stosowany do dekontaminacji powierzchni implantu
System oświetlenia błyskowego	Sigma	Roedermark, Niemcy	Wykorzystywane do uzyskiwania standaryzowanych fotografii implantów
Oprogramowanie do obrazów	ImageJ	NIH, MD, USA	Wykorzystywane do analizy obrazów
Implanty	Bilimplant, PBL 3210	Stambuł, Turcja	Główne materiały do nauki
Rękodzieło o niskich prędkościach	NSK AR-Y	Nippon, Japonia	Stosowane w dekontaminacji za pomocą obrotowych szczoteczek
Czerwony permanentny tusz	Staedtler Lumocolor	Nürnberg, Niemcy	Barwienie implantu w celu naśladowania biofilmu ustnego
Skaningowy mikroskop elektronowy	Jeol, JSM 6335F	Peabody, MA, USA	Wykorzystywane do analizy powierzchni
Powłoka z rozpylaniem	Polaron Emitech, SC7640	East Essex, Wielka Brytania	Ogranicz ładowanie elektryczne próbek SEM, aby osiągnąć możliwie najwyższą jakość obrazowania
Oprogramowanie statystyczne	SPSS 27, IBM	Nowy Jork, USA	Wykorzystywane do analizy statystycznej wyników
Sól fizjologiczna sterylna	Polifarma, % 0,9	Stambuł, Turcja	Używany do nawadniania podczas dekontaminacji
Ti Brush	NiTi Brush, Hans Korea	Gyeonggi, Korea	Stosowany do dekontaminacji powierzchni implantu
Ti curette (11/12T mini)	Hu-Friedy	Chicago, USA	Stosowany do dekontaminacji powierzchni implantu