Artykuł metodologiczny

Modele myszy zapalenia najądrza wywołanego przez wzorce molekularne związane z patogenem

DOI:

10.3791/69534

⸱

12 grudnia 2025

 ,  ,  , 
1Department of Biophysics and Pharmacology, Institute of Biosciences of Botucatu, São Paulo State University, 2Department of Structural and Functional Biology, Institute of Biosciences of Botucatu, São Paulo State University, 3Department of Pharmacology, Universidade Federal de São Paulo - Escola Paulista de Medicina

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano tutaj dwa odrębne modele chirurgicznych zastrzyków służących do wywołania bodźców zapalnych w segmencie początkowym (zastrzyk śródmiąższowy) oraz w cauda gididymidis (zastrzyk dotaczny) myszy. Metody te umożliwiają badania reakcji specyficznych dla regionu w różnych obszarach najądrza.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najądrze najądrze jest bardzo powszechną chorobą w ambulatoryjnej klinice urologicznej i istotnym czynnikiem męskiej niepłodności. Infekcje bakteryjne, w tym bakterie przenoszone drogą płciową oraz powszechne uropatogeny, stanowią najczęstsze czynniki etiologiczne zapalenia najądrza. Niemniej jednak mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw wystąpienia, naturalnego przebiegu i skutków bakteryjnego zapalenia najądrza pozostają słabo poznane. W tym kontekście modele gryzoni są cennym narzędziem do badania mechanistycznych reakcji najądrza na różne bodźce zapalne lub zakaźne. Badania na szczurach i myszach wykazały, że molekularne wzorce molekularne (PAMPs) powiązane z patogenami pochodzenia bakteryjnego, takie jak lipopolisacharyd (LPS) i kwas lipoteichoowy (LTA) bakterii Gram-ujemnej i Gram-dodatniej, wywołują ostre zapalenie w najądrzu najądrzym. Nasilenie tych reakcji zapalnych różni się w zależności od dotkniętego regionu najądrza i wiąże się ze słabymi parametrami plemników. Szczegółowo opisano dwa odrębne podejścia chirurgiczne wywołujące zapalenie najądrza u myszy poprzez wstrzyknięcie PAMP w przedziale śródmiąższowym segmentu początkowego lub w przedziale luminalnym nasieniowodzie w kierunku najądrza ogonowego, co pozwala na badanie reakcji zapalnych w okolicach bliższych i dalszych najądrza. Oczekuje się, że te eksperymentalne modele zapalenia najądrza umożliwią przyszłe badania mające na celu pogłębienie zrozumienia mechanizmów kontrolujących odpowiedzi najądrza na atakujące patogeny, otwierając nowe możliwości interwencji terapeutycznych łagodzących skutki zapalenia najądrza dla męskiej płodności.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najądrze to męski narząd rozrodczy złożony ze słówki, składający się z pojedynczej, silnie skrętłej rurki, która łączy przewody odprowadzające z naczyniowodziem. Najądrze jest niezbędne do dojrzewania plemników (nabycia ruchliwości i zdolności zapłodnienia), koncentracji, transportu, przechowywania oraz ochrony aż do wytrysku 1,2. Klasycznie najądrze u gryzoni ma cztery obszary anatomiczne: segment początkowy, caput, corpus oraz cauda1 (Rysunek 1). Ponadto każdy obszar najądrza można podzielić na dodatkowe segmenty oddzielone przez przegrody łączące między miąższami, co wskazuje na obecność 10 segmentów w najądrzemyszy 3 (Rysunek 1).

Immunobiologia najądrza to rozwijająca się dziedzina badań ze względu na związek między zaburzeniami odporności a niepłodnością mężczyzn4. Badania z ostatnich dwóch dekad wykazały, że najądrze jest zasiedlone przez różne składniki układu odpornościowego, takie jak rezydujące typy komórek odpornościowych (np. fagocyty monojądrowe i limfocyty) oraz receptory rozpoznawające patogeny [PRR, np. receptory Toll-like (TLR) i receptory podobne do NOD] eksprimowane na kilku typach komórek nieimmunologicznych i immunologicznych, które razem tworzą dynamiczne, specyficzne dla regionu mikrośrodowiska najądrza5, 6,7,8,9. Te komponenty immunologiczne najądrza odgrywają kluczową rolę w podwójnej zdolności najądrza do koordynacji tolerancji immunologicznej wobec immunogennych plemników, jednocześnie szybko wywołując odpowiedzi immunologiczne na rosnące infekcje cewki moczowej i inne szkodliwe bodźce 4,10. Czynniki wpływające na tę złożoną równowagę immunologiczną w najądrze wymagają dalszych badań, ponieważ mogą one szkodzić funkcji najądrza, a tym samym negatywnie wpływać na płodność mężczyzn.

W tym kontekście choroby zapalne najądrza, zwane łącznie zapaleniem najądrza, są bardzo powszechne u mężczyzn w każdym wieku i stanowią istotne czynniki etiologiczne w męskiej niepłodności i niepłodności 4,11,12. Najądrze to piąta najczęstsza diagnoza urologiczna u mężczyzn w wieku od 18 do 50 lat, z ~60 000 przypadków rocznie tylko w USA, co daje 4,13. Wstępujące infekcje kanałowe z patogenami urogenitalnymi (np. Escherichia coli) lub chorobami przenoszonymi drogą płciową (np. Chlamydia trachomatis) są najczęstszą przyczyną najądrza 4,14. Większość pacjentów z zapaleniem najądrza odczuwa ból w ogonie najądrza, ale rzadziej w okolicy caput, co podkreśla kliniczne implikacje związane ze zdolnością najądrza do wywoływania specyficznych odpowiedzi regionowych na bodźce zapalne10. Zapalenie najądrza może powodować głębokie pogorszenie parametrów nasiennych (np. stężenia i ruchliwości plemników), wraz z wyraźną leukocytospermią w ostrej fazie choroby 4,12,15. Warto zauważyć, że znaczna grupa pacjentów z zapaleniem najądrza cierpi na przewlekłą oligozoospermię lub azoospermię, mimo skutecznej terapii farmakologicznej i remisji objawów16,17. Mechanizmy stojące u podstaw długoterminowego wpływu wyników najądrza na jakość plemników pozostają słabo poznane.

Próbki ostrego zapalenia najądrza u ludzi są rzadkie, ponieważ biopsje najądrza są przeciwwskazane ze względu na ryzyko niekontrolowanego rozprzestrzeniania się patogenów przez nakłucie, co może prowadzić do sepsy i uszkodzenia narządów, a także wycieku plemników do przedziału śródmiąższowego w wyniku pęknięcia przewodów4. W związku z tym modele zwierzęce najądrza stanowią istotne narzędzia do badania mechanizmów chorobowych, umożliwiając ocenę odpowiedzi zapalnych i wyników 4,12. W tym kontekście gryzonie (szczury i myszy) stanowią najczęściej wykorzystywane organizmy modelowe do badania zapalenia najądrza w kontrolowanych, eksperymentalnych warunkach 4,12. Różne modele bakteryjnego najądrza u gryzoni zostały opracowane w zależności od rodzaju patogenu (np. uropatogeniczny E. coli i C. trachomatis), drog zakażeń (np. wskroczenie kanałowe i śródmiąższowe), miejscowości zakażenia (np. segment początkowy i ogono najądrza) oraz przebiegu po wstrzyknięciu (np. godziny do dni)4,12.

Zastosowanie wzorców molekularnych związanych z patogenami (PAMP) stanowi cenne narzędzie do badania zapalenia najądrza, ponieważ umożliwia badanie mechanizmów patofizjologicznych choroby wywołanych przez różne cząsteczki związane z różnymi patogenami (np. bakteriami, wirusami i grzybami) poprzez aktywację specyficznych PRR, takich jak TLR i szlaki sygnalizacyjne 5,18,19,20,21 . Na przykład PAMP pochodzące ze ściany komórkowej bakterii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich, takich jak lipopolisacharyd (LPS; agonistą TLR4) oraz kwasem lipoteichonowym (LTA; Agonista TLR2/TLR6), były odpowiednio stosowane do wywołania zapalenia najądrza różnymi drogami podania, w tym dożylnie, dootrzewnowkowo lub bezpośrednim zastrzykiem do regionów najądrza10. W tych warunkach wykazano, że zarówno LPS, jak i LTA wywołują reakcje zapalne w najądrzu u szczurów i myszy, związane z modulacją wyraźnej podgrupy mediatorów zapalnych oraz rekrutacją komórek odpornościowych w sposób specyficzny dla regionu i czasu19,20. W szczególności niedawno pojawiło się jako istotne modele do badania odpowiedzi bliższej i dalszej odpowiedzi najądrza na różne bodźce zapalne (bredne) w przedziale międzymiąższowym segmentu segmentu początkowego lub w luminalnym przedziale nasieniowodzie w kierunku najądrza ogonowosiecznego myszy jako istotne modele do badania odpowiedzi bliższej i dalszej najądrza na różne bodźce zapalne, co stanowi ramy do zrozumienia różnych środowisk immunologicznych narządu i ich wkładu w wyniki chorób4, 18,19.

Przedstawiono tutaj dwa różne protokoły eksperymentalne indukujące bezpośrednie bodźce zapalne w różnych obszarach najądrza myszy, mianowicie w segmentie początkowym i najądrze ogonowej, odpowiednio przy użyciu iniekcji śródmiąższowej i retrogradacyjnej wewnątrznaczyniowej. Łącznie te różne podejścia umożliwiają regionalne podanie PAMP oraz ocenę przeciwległych obszarów najądrza podczas stanu zapalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (National Institute of Health, USA) oraz National Council for the Control of Animal Experimentation (CONCEA, Brazylia). Zatwierdzenie proceduralne zostało przyznane przez Komitet Etyki ds. Wykorzystania Zwierząt Doświadczalnych (CEUA-IBB/UNESP, Brazylia; numer protokołu: 6272050320; 2269040625). W tych badaniach wykorzystano dorosłych samców myszy C57BL/6 (90-120 dni). Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Wstrzyknięcie śródmiąższowe w początkowym odcinku najądrza

  1. Przygotowanie przedoperacyjne u myszy
    1. Indukować znieczulenie ogólne ketaminą/ksylazyną (60/20 mg/kg, dożylnie). (zgodnie z zatwierdzonymi przez instytucjonalnie protokołami). Po znieczuleniu ułóż mysz na plecach na polu operacyjnym.
      UWAGA: Przed nacięciem mocno ściśnij palec u nogi, aby upewnić się, że nie pojawia się odruch pedału. Znieczulenie wziewne (np. izofluran) może być stosowane jako zastępstwo ketaminy/ksylazyny.
    2. Wykonaj trychotomię odwłoka myszy za pomocą kształtu elektrycznego trymera (rysunek 2A).
    3. Wykonaj asepsę brzuszną z użyciem sterylnej bawełny zwilżonej chlorheksydyną 0,25% (v/v) i alkoholem.
  2. Wstrzyknięcie do przedziału śródmiąższowego segmentu początkowego
    1. Używając skalpela rozmiaru 15, delikatnie wykonaj pionowe nacięcie o średnicy ~4 mm po prawej stronie ściany brzucha (Rysunek 2A).
      UWAGA: Uważaj na gruczoł naszywkowy.
    2. Za pomocą skośnych, tępych szczypiec chirurgicznych delikatnie oddziel skórę. Używając skalpela wielkości 15, delikatnie wykonaj pionowe nacięcie o średnicy ~4 mm na otrzewnej w miejscu pierwszego nacięcia w ścianie brzucha.
    3. Ostrożnie unieś najądrze i jądro do przestrzeni brzusznej, naciskając na prawą stronę moszny.
      UWAGA: Aby ułatwić następujące procedury, użyj albo opaski na głowie, albo mikroskopu stereoskopowego.
    4. Za pomocą chirurgicznych kleszczy zakrzywionych ostrożnie pociągnij białą tkankę tłuszczową najądrza (eWAT), aby zlokalizować początkowy segment najądrza. Za pomocą eWAT delikatnie odsłonij początkowy segment w miejscu nacięcia (Rysunek 2A).
    5. Ustawij strzykawkę Hamiltona, wstępnie załadowaną roztworem do wtrysku, pod kątem około 90° równoległym do segmentu #1 segmentu początkowego. Ostrożnie włóż igłę w przestrzeń międzymiąższową, ustawiając igłę skośną w dół (Rysunek 2A i Ilustracja uzupełniająca 1).
      UWAGA: Uważaj, aby nie przebić przewodu najądrza; Nie przechylaj igły.
    6. Umieść zakrzywione szczypce chirurgiczne w miejscu wkładania igły i delikatnie ściśnij torebkę najądrza oraz igłę. Powoli opuszczaj tłok strzykawki, aż cały roztwór bodźca zostanie wypchnięty (Rysunek 2A).
      UWAGA: Maksymalna objętość wtrysku: 10 μL.
    7. Utrzymując zakrzywione kleszcze chirurgiczne na miejscu, ostrożnie wyjmij igłę. Po ~30 sekundach usuń kleszcze do krzywizny chirurgicznej.
    8. Za pomocą eWAT delikatnie przywróć tkankę do jamy brzusznej.
      UWAGA: Nie ściskaj początkowego segmentu, tylko eWAT.
    9. Zlokalizuj otrzewną i wykonaj dwa ściegi szwowe za pomocą uchwytu na igły oraz chirurgicznego szwu w rozmiarze 5/0 (Rysunek Uzupełniający 1).
      UWAGA: Sprawdź, czy nacięcie w otrzewnej jest zamknięte; Jeśli trzeba, zrób kolejny ścieg.
    10. Zamknij nacięcie skóry dwoma szwami szwowymi za pomocą uchwytu na igły i szwów chirurgicznych w rozmiarze 5/0 (Rysunek 2A).
    11. Powtórz kroki 1.2.1-1.2.10, aby wykonać zastrzyk śródmiąższowy po lewej stronie.
  3. Opieka pooperacyjna
    1. Obserwuj mysz po operacji, aby zapewnić odpowiednią rekonwalescencję (sprawdź zachowanie zwierząt, drżenie, lokomocję i inne oznaki toksyczności). Utrzymuj zwierzęta w cieple, dopóki nie wrócą do zdrowia po operacji. Oczekuje się, że mysz będzie poruszać się wolniej w klatce po operacji, wracając do normalnego zachowania po ~12-24 godzinach.

2. Iniekcja dożylna w ogonie najądrza

  1. Przygotowanie przedoperacyjne u myszy
    1. Indukować znieczulenie ogólne ketaminą/ksylazyną (60/20 mg/kg, dosko). Po znieczuleniu ułóż mysz na plecach na polu operacyjnym.
      UWAGA: Przed nacięciem mocno ściśnij palec u nogi, aby upewnić się, że nie pojawia się odruch pedału. Znieczulenie wziewne (np. izofluran) może być stosowane jako zastępstwo ketaminy/ksylazyny.
    2. Połóż palec wskazujący i kciuk poniżej moszny, aby sprawdzić pozycję jąder i najądrza. W razie potrzeby delikatnie masuj boki brzucha w kierunku moszny, aby ustawić jądra i najądrze w mosznie.
    3. Wykonaj trichotomię moszny myszy, używając kształtu elektrycznego podcinaka (rysunek 3A).
    4. Wykonaj asepsę moszny z bawełną sterylną, natłuszczoną chlorheksydyną 0,25% (v/v) i alkoholem.
  2. Wstrzyknięcie w przedziale luminalnym nasieni w kierunku najądrza ogonowodziowego
    UWAGA: Aby ułatwić następujące procedury, użyj albo opaski na głowie, albo mikroskopu stereoskopowego.
    1. Palcem wskazującym i kciukiem poniżej moszny, utrzymując skórę moszny delikatnie rozciągniętą, delikatnie wykonaj pionowe nacięcie ~2 mm na przyśrodkowej części moszny skalpelem wielkości 15, przecinając skórę, tunica dartos i zewnętrzną powięzi nasienną (Rysunek 3A).
    2. Palcem wskazującym delikatnie przesuwaj lewe jądro i najądrze z powrotem do brzucha, utrzymując prawe jądro i najedrze w mosznie.
    3. Palcem wskazującym i kciukiem poniżej prawego jądra i najądrza, utrzymując skórę moszny delikatnie rozciągniętą, ostrożnie otwieraj i zamykaj skośne, tępe szczypce chirurgiczne na wewnętrznej powięzi plemnikowej, aż do przerwania wewnętrznej powięzi nasiennej i tuniki pochwy.
    4. Ulż w nacisku palca wskazującego i kciuka. Przez otwór w tunice pochwowej włóż skośne szczypce chirurgiczne w kierunku podstawy moszny. Ostrożnie wyciągnij tłuszcz z dalszego najądrza, aby zlokalizować najądrze ogonia.
    5. Zlokalizuj nasienie i umieść proste kleszcze chirurgiczne poniżej nasieniowódu. W nasieniu ustaw zacisk bulldoga w kształcie pęsety, zachowując wystarczająco dużo miejsca na otwarcie prostych szczypiec chirurgicznych, które muszą znajdować się między najądrzem ogonowym a klamrą bulldoga (jeśli to konieczne, ogranicz otwarcie prostych szczypiec chirurgicznych, aby nie uszkodzić nasieniodawów) (Rysunek 3A).
    6. Ustaw strzykawkę Hamiltona, załadowaną wcześniej roztworem do wtrysku, pod kątem około 10-15° równolegle do nasiewia i włóż igłę skośnie skierowaną w górę (Rysunek 3A oraz Ilustracja uzupełniająca 1).
    7. Ściśnij proste szczypce chirurgiczne, aby poluzować naczyniowosie, a następnie powoli opuszczaj tłok strzykawki, aż cały roztwór bodziecowy zostanie wypchnięty (Rysunek 3A).
      UWAGA: Maksymalna objętość wtrysku: 10 μL.
    8. Usuń proste szczypce chirurgiczne. Umieść zakrzywione szczypce chirurgiczne w miejscu wkładania igły, delikatnie ściśnij i ostrożnie wyjmij igłę.
    9. Po ~30 sekundach usuń kleszcze chirurgiczne i zacisk typu bulldog w kształcie pęsety. Delikatnie przywróć nasienie do moszny.
    10. Lokalizuj tunikę pochwową i wykonaj jeden ścieg szwowy za pomocą uchwytu na igły i chirurgicznego szwu w rozmiarze 5/0 (Ilustracja uzupełniająca 1).
      UWAGA: Sprawdź, czy nacięcie w tunice pochwy jest zamknięte; Jeśli trzeba, zrób kolejny ścieg.
    11. Palcem wskazującym delikatnie przesuwaj prawe jądro i najądrze z powrotem do brzucha, a lewe jądro i najądrze umieść w mosznie.
    12. Powtórz kroki 2.2.3-2.2.10, aby wykonać zastrzyk dożylny po lewej stronie.
    13. Nacięcie skórne zamykaj dwoma szwami szwowymi za pomocą uchwytu na igły i szwów chirurgicznych w rozmiarze 5/0 (Rysunek 3A).
  3. Opieka pooperacyjna
    1. Obserwuj mysz po operacji, aby zapewnić odpowiednią rekonwalescencję (sprawdź zachowanie zwierząt, drżenie, lokomocję i inne oznaki toksyczności). Utrzymuj zwierzęta w cieple, dopóki nie wrócą do zdrowia po operacji. Oczekuje się, że mysz będzie poruszać się wolniej w klatce po operacji, wracając do normalnego zachowania po ~12-24 godzinach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano tutaj dwa odrębne modele zastrzyków chirurgicznych dla bodźców zapalnych w segmencie początkowym (zastrzyk śródmiąższowy) oraz cauda auda gididymidis (zastrzyk donaczyniowy) u myszy. Pierwsza wywołuje reakcje zapalne w najedrze bliższym, natomiast druga w dalszym najądrze (distalnym).

Zastrzyk śródmiąższowy wykonuje się przez nacięcie w jamie brzusznej, z możliwością przeniesienia jądra i najądrza myszy z moszny do jamy ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono tutaj dwie odrębne procedury chirurgicznego zastrzyku służące wywołaniu regionalnego zapalenia najądrza u myszy. Są one wykorzystywane do eksperymentalnych modeli najądrza, które celują w początkowy segment przez zastrzyk śródmiąższowy lub do ogona najądrza przez wskroczenie donaczyniowe do naczynia wstecznego. Szczegółowy i wizualny przewodnik zwiększa przejrzystość i dostępność tych protokołów, dążąc do zwiększenia ich powtarzalności.

Średnica przewodu najądrz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Marii Angélice Spadella i Rosie Marii dos Santos Sabatini z Marília Medical School oraz Katedrze Strukturalnej i Funkcjonalnej Biologii Komórki, Morfologii IBB/UNESP, za pomoc techniczną w ocenie histopatologicznej. Helio Kushima i Paulo Mioni z Wydziału Biofizyki i Farmakologii, IBB/UNESP, za ich wsparcie techniczne. Natália Calixto Miranda Santos i Beatriz Rezende Santos z Wydziału Biofizyki i Farmakologii, IBB/UNESP, za pomoc przy sesji. Finansowane przez São Paulo Research Foundation (FAPESP, #2021/04746-3 oraz #2021/06718-7); częściowo przez Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, #88887.657630/2021-00); Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPQ, #303616/2022-9; 311179/2016-9).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chirurgiczne kleszcze z tępym końcem i ukośnie;Bontherxtycga1012
Skośne szczypce chirurgiczneBontherpwghvv1012
Rozwiązanie Blue EvansSigma-AldrichE2129
Zacisk do pęsety buldoga  Bontherjtkpqs1012
ChlorheksydynaRioquí MicaRiohex 0,25%
Chirurgiczne kleszcze z krzywiznąBonther506e6e1012
Kształt elektrycznego trymera--
Strzykawka HamiltonaHamilton80400
Opaska do powiększania;OptiVISOR-
KetaminaVenco Animal HealthKetalex
LPS  z E. coli 055:B55InvivogenTlrl-pb5lps
LTA od Staphylococcus aureusInvivogenTlrl-pslta
Uchwyt na igłyBonther8pihbf1012
Szew chirurgiczny rozmiaru 5/0Shalon Medicaln550cti20
Sól fizjologiczna sterylna--
Proste szczypce chirurgiczneBontherejaiuz1012
KsylazynaSyntecXilazyna

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hinton, B., Robaire, B. The Epididymis. Knobil and Neill's Physiology of Reproduction Volume 1. 1, 691-771 (2015).
  2. Avellar, M. C. W., Hinton, B. T. Epididymis. Encyclopedia of Endocrine Diseases. , 807-813 (2019).
  3. Johnston, D. S., et al. The mouse epididymal transcriptome: Transcriptional profiling of segmental gene expression in the epididymis. Biol Reprod. 73 (3), 404-413 (2005).
  4. Fijak, M., et al. Infectious, inflammatory and 'Autoimmune' male factor infertility: How do rodent models inform clinical practice. Hum Reprod Update. 24 (4), 416-441 (2018).
  5. Rodrigues, A., et al. Activation of toll-like receptor 4 (TLR4) by in vivo and in vitro exposure of rat epididymis to lipopolysaccharide from Escherichia coli. Biol Reprod. 79 (6), 1135-1147 (2008).
  6. Palladino, M. A., Johnson, T. A., Gupta, R., Chapman, J. L., Ojha, P. Members of the toll-like receptor family of innate immunity pattern-recognition receptors are abundant in the male rat reproductive tract. Biol Reprod. 76 (6), 958-964 (2007).
  7. Pleuger, C., et al. The regional distribution of resident immune cells shapes distinct immunological environments along the murine epididymis. eLife. 11, e82193(2022).
  8. Battistone, M. A., et al. Region-specific transcriptomic and functional signatures of mononuclear phagocytes in the epididymis. Mol Hum Reprod. 26 (1), 14-29 (2020).
  9. Mendelsohn, A. C., et al. From initial segment to cauda: A regional characterization of mouse epididymal CD11c+ mononuclear phagocytes based on immune phenotype and function. Am J Physiol Cell Physiol. 319 (6), C997-C1010 (2020).
  10. Pleuger, C., Silva, E. J. R., Pilatz, A., Bhushan, S., Meinhardt, A. Differential immune response to infection and acute inflammation along the epididymis. Front Immunol. 11, 3125(2020).
  11. Avellar, M. C. W., Ribeiro, C. M., Dias-da-Silva, M. R., Silva, E. J. R. In search of new paradigms for epididymal health and disease: Innate immunity, inflammatory mediators, and steroid hormones. Andrology. 7 (5), 690-702 (2019).
  12. Michel, V., Pilatz, A., Hedger, M. P., Meinhardt, A. Epididymitis: Revelations at the convergence of clinical and basic sciences. Asian J Androl. 17 (5), 756-763 (2015).
  13. Nicholson, A., et al. Management of epididymo-orchitis in primary care: Results from a large UK primary care database. Br J Gen Pract. 60 (579), e407-e422 (2010).
  14. Pilatz, A., et al. Acute epididymitis revisited: Impact of molecular diagnostics on etiology and contemporary guideline recommendations. Eur Urol. 68 (3), 428-435 (2015).
  15. Lang, T., et al. Structural and functional integrity of spermatozoa is compromised as a consequence of acute uropathogenic E. coli-associated epididymitis. Biol Reprod. 89 (59), 1-10 (2013).
  16. Rusz, A., et al. Influence of urogenital infections and inflammation on semen quality and male fertility. World J Urol. 30 (1), 23-30 (2012).
  17. Schuppe, H. -C., et al. Urogenital infection as a risk factor for male infertility. Dtsch Arztebl Int. 114 (19), 339-346 (2017).
  18. Andrade, A. D., et al. Lipopolysaccharide-induced epididymitis modifies the transcriptional profile of Wfdc genes in mice. Biol Reprod. 104 (1), 144-158 (2021).
  19. Andrade, A. D., et al. Regional modulation of toll-like receptor signaling pathway genes in acute epididymitis in mice. Andrology. 12 (5), 1024-1037 (2024).
  20. Silva, E. J. R., et al. Lipopolysaccharide and lipotheicoic acid differentially modulate epididymal cytokine and chemokine profiles and sperm parameters in experimental acute epididymitis. Sci Rep. 8 (1), 103(2018).
  21. Cheng, L., et al. Toll-Like receptors 4 and 5 cooperatively initiate the innate immune responses to uropathogenic Escherichia coli infection in mouse epididymal epithelial cells. Biol Reprod. 94 (3), 58(2016).
  22. Stammler, A., et al. Epididymitis: Ascending infection restricted by segmental boundaries. Hum Reprod. 30 (7), 1557-1565 (2015).
  23. Turner, T. T., Bomgardner, D., Jacobs, J. P., Nguyen, Q. A. Association of segmentation of the epididymal interstitium with segmented tubule function in rats and mice. Reproduction. 125 (6), 871-878 (2003).
  24. Barrachina, F., et al. CX3CR1 deficiency leads to impairment of immune surveillance in the epididymis. Cell Mol Life Sci. 80 (1), 15(2022).
  25. Klein, B., et al. Differential tissue-specific damage caused by bacterial epididymo-orchitis in the mouse. Mol Hum Reprod. 26 (4), 215-227 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Modele zapalenia naj czka u myszybakteryjne zapalenie naj czkazapalenie naj czkawstrzykni cie lipopolisacharydukwas lipoteichoowym ska niep odnogryzoniowe modele infekcjiparametry nasieniaodpowied immunologiczna naj czka

Powiązane artykuły