Artykuł metodologiczny

Elastyczne wężownicze cewki elektromagnetycznej wzmocnione gojące się rany skóry o pełnej grubości u szczurów

DOI:

10.3791/69605

⸱

27 lutego 2026

 ,  ,  , 
1Wuxi School of Medicine, Jiangnan University, 2Engineering Research Center of the Ministry of Education for Wound Repair Technology, Jiangnan University, Affiliated Hospital of Jiangnan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten demonstruje metodę tworzenia pełnogrubych okrągłych ran skórnych u szczurów oraz wspomagania ich gojenia za pomocą elastycznej miedzianej cewki wytwarzającej pulsujące pole elektromagnetyczne.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekłe i duże rany skórne stanowią poważne wyzwania kliniczne ze względu na opóźnione gojenie i wysokie ryzyko infekcji. Terapia impulsowym polem elektromagnetycznym (PEMF) to nieinwazyjne podejście, które może wspierać naprawę tkanek. Badanie opisuje powtarzalny protokół modelu rany szczura z wykorzystaniem elastycznej plastry miedzianej cewki podłączonej do niestandardowego kontrolera PCB, aby zapewnić lokalną stymulację PEMF do pełnogrubych ran grzbietowych. Rana przeciwległa służyła jako nieleczona kontrola. Postęp gojenia oceniano za pomocą regularnej fotografii i pomiarów powierzchni ran. Protokół zapewnia praktyczny, elastyczny system oceny i optymalizacji terapii opartych na PEMF in vivo w różnych schorzeniach, ze szczególnym uwzględnieniem lokalnych zastosowań i dostosowania parametrów w medycynie regeneracyjnej. Dobór parametrów opierał się na ortogonalnym przesiewie CCK-8 dotyczącym proliferacji fibroblastów, który wykazał 0,25-1,3 mT, 10-40 Hz oraz 30-90 min/dzień; Analiza głównych efektów wykazała 1,3 mT, 30 Hz i 60 min/dzień jako optymalne poziomy, które zostały przyjęte do testów in vivo .

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekłe rany skórne (takie jak wrzody cukrzycowe) stanowią narastający problem zdrowotny, często prowadzący do upośledzenia gojenia, infekcji lub amputacji1. Tradycyjne leczenie może być długotrwałe i kosztowne, co wzbudza zainteresowanie terapiami pomocniczymi, które mogą przyspieszyć naprawę tkanek2. Terapia polem elektromagnetycznym jest jednym z takich podejść, które jest nieinwazyjne i wykazało działanie prolecznicze zarówno w warunkach przedklinicznych, jak i klinicznych 2,3,4,5. Impulsowe pola elektromagnetyczne (PEMF) w bardzo niskim zakresie częstotliwości (~1-100 Hz) mogą stymulować procesy komórkowe ważne do naprawy, w tym angiogenezę i uwalnianie czynników wzrostu 2,6,7.

Na przykład ekspozycja na PEMF znacząco przyspieszyła zamknięcie ran u cukrzycowych i zdrowych gryzoni poprzez zwiększenie regulacji czynnika wzrostu fibroblastów-2 (FGF-2) oraz zwiększenie angiogenezy8. Podobnie, w modelu zaburzonego gojenia (np. u szczurów z cukrzycą) leczenie PEMF wykazało, że poprawia tempo gojenia i zwiększa wytrzymałość na rozciąganie nowo powstałej tkanki9. Klinicznie terapia PEMF była badana u pacjentów z przewlekłymi ranami. Pilotażowe randomizowane badanie u pacjentów z cukrzycą na stopie wykazało zwiększony przepływ krwi w mikrokrążeniu oraz tendencję do szybszego zamykania rany przy ekspozycji na PEMF10. Ogólnie rzecz biorąc, PEMF wykazywał korzystne efekty także w innych typach ran, na przykład zaobserwowano poprawę gojenia w ranach oparzonych leczonymi impulsowymi polami magnetycznymi11. Badania te łącznie podkreślają potencjał stymulacji elektromagnetycznej jako terapii uzupełniającej w leczeniu ran 8,9,10,11.

W porównaniu z konwencjonalnymi stymulatorami przewodowymi, aktywacja magnetyczna eliminuje potrzebę stosowania złączy przezskórnych i zmniejsza ryzyko komplikacji sprzętowych. Bezprzewodowe systemy magnetyczne osiągnęły specyficzną stymulację tkankową w innych kontekstach, na przykład przewodzący przewodnik nerwowy może generować indukowane mikroprądy pod naprzemiennym polem magnetycznym, a amplituda prądu jest pośrednio determinowana przez parametry pola12. Strategie magnetyczne mogą również wspierać unaczynienie – kluczową przeszkodę w gojeniu skóry – ponieważ statyczne lub dynamiczne pola magnetyczne, samodzielnie lub w połączeniu z magnetycznie reagującymi biomateriałami, wykazano, że modulują zachowanie śródbłonka i sygnalizację angiogenną13. Te precedensy zmotywowały nas do opracowania podejścia noszącego na ubraniu: konformalnej, zdejmowanej plastry cewkowej, która koncentruje PEMF na dnie rany, zachowując jednocześnie nieinwazyjną zdolność i programowalność zewnętrzną12,13. W poniższym protokole szczegółowo przedstawiamy kroki wdrażania terapii PEMF w modelu pełnej grubości rany szczura, w tym zastosowanie urządzenia, schemat stymulacji oraz ocenę efektów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Uniwersytetu Jiangnan (JN. Nr 2025-0630S0360-915[408]). Wdrożyliśmy protokół na samcach szczurów SD (6-8 tygodni wieku, około 200-250 g). Przed eksperymentami szczury były indywidualnie trzymane z dostępem do jedzenia i wody, utrzymywane w cyklu światła i ciemności co 12 godzin, zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Tworzenie pełnogrubych ran wyciętych

  1. Przygotuj teren zwierzęcy i chirurgiczny.
    1. Indukuj znieczulenie 3-4% izofluranem w komorze indukcyjnej. Po utracie odruchu prostowania utrzymuj znieczulenie na poziomie ~2% przez nos.
    2. Umieść szczura w pozycji leżącej na sterylnej powierzchni chirurgicznej. Gol grzbietową część klatki piersiowej (łopatki do środkowej części lędźwiowej, w tym boki) za pomocą elektrycznych maszynek.
    3. UWAGA: Usuń futro z co najmniej 5 × 5 cm po obu stronach linii środkowej, aby umożliwić jasny dostęp chirurgiczny i umieszczenie skrętów.
    4. Dezynfekuj ogolony obszar 70% etanolem, a następnie roztworem jodoforowym. Powtórz peeling etanolowo-jodowe trzy razy, kończąc na jod.
    5. Okryj pole operacyjne sterylną gazą, pozostawiając odsłonięte tylko planowane miejsca ran.
  2. Stworzyć obustronne rany wycięciowe o pełnej grubości.
    1. Wyznacz dwa okręgi o średnicy 2 cm na grzbietowych bokach za pomocą sterylnego markera chirurgicznego, umieszczając po jednym po każdej stronie linii środkowej za kończynami przednimi.
      UWAGA: Upewnij się, że oba okręgi są równe rozmiarem i symetrycznie ułożone, aby umożliwić porównanie wewnątrz zwierzęcia14,15.
    2. Wyciąć zaznaczony okrągły obszar skóry sterylnymi nożyczkami lub skalpelem. Usuń naskórek, skórek i panniculus carnosus, aby stworzyć ranę o pełnej grubości (~3,14 cm²).
    3. Osiągnij hemostazę, delikatnie naciskając sterylną gazą. Utworzyć identyczną ranę o długości 2 cm na boku przeciwległym przy użyciu tej samej techniki.
      UWAGA: Podłoże rany powinno składać się z odsłoniętej powięzi lub mięśnia bez resztek skóry skórnej.
    4. Natychmiast po powstaniu rany należy podawać środki przeciwbólowe (np. lidokainę 4 mg/kg podskórnie).
  3. Przydziel grupy eksperymentalne.
    1. Stosuj projekt wewnątrz osoby, w którym jedna rana otrzymuje leczenie PEMF, a rana przeciwboczna pełni funkcję kontroli.
    2. Należy uwzględnić osobną grupę otrzymującą fałszywe urządzenie (identyczną, niezasilaną cewkę) do kontroli obecności urządzenia.
    3. Utrzymuj sterowanie nieleczone lub fałszywie traktowane, aby odróżnić efekty elektromagnetyczne od efektów manipulacji lub opatrunku.

2. Zastosowanie urządzenia PEMF

  1. Opatrzyj ranę i ustaw spiralę.
    1. Nałóż sterylną, cienką gazę lub półprzepuszczalną folię bezpośrednio na ranę przeznaczoną do leczenia PEMF. Upewnij się, że całkowite pokrycie podłoża rany.
    2. Umieść plastrę elastycznej miedzianej cewki nad opatrunkiem rany (Rysunek 1). Wycentruj cewkę tak, aby rana znajdowała się pod środkiem cewki.
      UWAGA: Średnica cewki (~5 cm) może wykraczać poza brzegi nawinięć; upewnij się, że rana pozostaje w efektywnej strefie pola magnetycznego.
  2. Zabezpiecz cewkę.
    1. Zabezpiecz cewkę za pomocą medycznej taśmy klejącej, delikatnie owiniętej wokół tułowia. Utrzymuj bliski kontakt między zwierzakiem a opatrunkiem, nie uciskając klatki piersiowej.
    2. Na cewkę załóż elastyczny aluminiowy pasek, aby w razie potrzeby ustabilizować pozycjonowanie. Unikaj ograniczania oddechu lub lokalnego przepływu krwi.
    3. Prowadź przewody przewodowe z dala od ciała (np. w stronę głowy), aby zapobiec zaplątaniu się.
  3. Podawaj stymulację PEMF.
    1. Podłącz cewkę do kontrolera PCB (rysunek 2) i aktywuj urządzenie. Ustaw parametry stymulacji na częstotliwość 30 Hz i ~1,3 mT na 60 min/dzień.
    2. Wykonuj sesje stymulacyjne o tej samej porze każdego dnia (±1 godzinę), aby utrzymać regularne interwały.
      UWAGA: Parametry te zostały wybrane na podstawie ortogonalnego przesiewania CCK-8 (0,25-1,3 mT, 10-40 Hz, 30-90 min/dzień, Tabela 1), wskazując 1,3 mT, 30 Hz i 60 min/dzień jako optymalne (Tabela 2).
    3. Załóż identyczną nieaktywną spiralę na ranę kontrolną na 1 godzinę, aby zapewnić fikcyjne leczenie. Wyraźnie zaznacz fałszywy zwój, żeby uniknąć nieporozumień.
  4. Usuń urządzenie i obejrzyj ranę.
    1. Wyłącz kontroler po 60 minutach. Ostrożnie zdejmij cewkę i materiały klejące.
    2. Sprawdź ranę pod kątem krwawienia, obrzęku lub działań niepożądanych. Wymień sterylną gazę, jeśli zajdzie taka potrzeba.
      UWAGA: Temperatura powierzchni cewki pozostaje bliska otoczeniu podczas 1 godziny stymulacji; nie zaobserwowano znaczącego nagrzewania.
  5. Zapewnij opiekę po leczeniu.
    1. Załóż elżbietański kołnierz, aby zapobiec samourazowi. Zadbaj o odpowiednie dopasowanie bez zaburzania oddychania i karmienia.
    2. Owiń lekko gazę wokół tylnych kończyn, aby zmniejszyć drapanie ran grzbietowych.
    3. Obserwuj szczura, aż całkowicie wyzdrowieje z znieczulenia. Kontynuuj analgezję (np. lidokaina 4 mg/kg co 12 godzin przez 2-3 dni lub zgodnie z protokołem instytucjonalnym).
    4. Powtarzaj codzienne leczenie PEMF przez cały czas trwania badania (np. 14 dni).

3. Monitorowanie ran i zbieranie danych

  1. Zrób zdjęcia ran.
    1. Zdjęcia ran w 0, 3, 7, 10 i 14 dniach po ranieniu. Delikatnie znieczulaj zwierzęta, jeśli to konieczne, aby zapobiec ruchowi.
    2. Umieść skalę pomiarową na każdym zdjęciu i ustaw aparat prostopadle do rany w stałej odległości14,15.
  2. Zmierz obszar rany.
    1. Kalibruj skalę obrazu w ImageJ za pomocą linijki referencyjnej. Marginesy nawinięć śladów do obliczenia powierzchni w mm².
    2. Rejestruj powierzchnię rany w każdym punkcie czasowym i obliczaj procent zamknięcia rany względem stanu wyjściowego.
    3. Porównaj ilościowo rany leczone i kontrolujące po PEMF.
  3. Pobieranie tkanek do histologii (opcjonalnie).
    1. Uśpienie zwierząt w miejscu docelowym eksperymentu zgodnie z procedurami zatwierdzonymi przez IACUC.
    2. Próbki tkanek ran wycizowych i utrwalić w formalinie do obróbki histologicznej.
    3. Wykonaj osadzanie i barwienie parafiny (np. H&E, masonowy trichrom) w celu oceny depozycji kolagenu, reepitelizacji i angiogenezy13,16.

4. Analiza i interpretacja danych

  1. Generuj krzywe zamykania ran.
    1. Procent zamknięcia zawij fabuły w czasie dla każdej grupy.
    2. Oblicz tempo leczenia i czas do zdefiniowanych progów zamknięcia.
  2. Przeprowadz analizę statystyczną.
    1. Zbieraj dane o powierzchni ran dla wszystkich zwierząt i obliczaj średnią ± SD w każdym punkcie czasowym.
    2. Potwierdź normalność (test Shapiro-Wilka) oraz jednorodność wariancji (test Levene'a).
    3. Analizuj różnice za pomocą dwukierunkowej ANOVA z czynnikami "Leczenie" i "Czas". Wykonaj testy post-hoc Tukeya, jeśli wykryto istotną interakcję.
    4. Zdefiniuj istotność statystyczną jako *p < 0,05 oraz **p < 0,01.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym modelu rany szczura o pełnej grubości codzienna terapia PEMF za pomocą elastycznej plastry spiralnej skutkowała znacznie szybszym zamknięciem rany w porównaniu do grup kontrolnych. Aby rygorystycznie ocenić efekt, szczury podzielono na trzy grupy na podstawie projektu eksperymentalnego opisanego w sekcji Protokołu: grupę kontrolną wewnątrz osoby (gdzie każdy szczur miał jedną ranę leczoną PEMF i jedną przeciwpoboczną nieleczoną, dane zebrane do analizy), fikcyjną grupę kontrolną (PATCH: rana pokryta niezasilaną cew...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kluczowe kroki obejmują tworzenie symetrycznych ran o pełnej grubości, zapewnienie, że plastra cewki leży płasko na sterylnej barierze bez szczelin oraz utrzymanie stałego codziennego narażania; Odchylenia mogą zmniejszać wydajność w polu i zwiększać zmienność wyników leczenia.

Prace te mają kilka ograniczeń, które należy uwzględnić przy interpretacji wyników i ocenie potencjału translacyjnego. Po pierwsze, protokół został wykazany u zdrowych samców szczurów SD (6-8 tygodni, 200-250 g) z ostry...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie mają konfliktu interesów ani interesów finansowych w produktach lub urządzeniach używanych w tym badaniu. Opisane niestandardowe urządzenie PEMF służy celom badawczym i nie jest powiązane komercyjnie.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy dr Zhangowi za wnikliwe dyskusje oraz dr Fu za pomoc w opiece nad zwierzętami i histologii. Prace te były wspierane przez (2022YFC3006200) Narodowy Kluczowy Program R&D Chin. Autorzy dziękują również pracownikom Wuxi School of Medicine, Jiangnan University Animal Facility za wsparcie podczas eksperymentów in vivo .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Płytki hodowli komórkowych z 96 dołkamiBaiDiH908002Do testu CCK-8
SZKIEŁKA MIKROSKOPU ADHEZYJNEGO  CITOTESTOP/N.80312-3161Wyposażenie dla  H& Bejcowanie E/Masson
Środek przeciwnagetyczny (zastrzyk lidokainy chlorowodorkowo)HUAMU70011657Opioidowy środek przeciwbólowy, 4 mg/kg (na ból)
Aparat do znieczuleniaNauki o życiu z napędem na tylne koła (Shenzhen, CN)R520-ISO Vaporizer izofluranowy z dostępem tlenu
Zautomatyzowana maszyna do barwienia immunohistochemicznegoLeica21.2201  automatyczne barwienie immunohistochemiczne 
Cios biopsji (20 mm)Integra Miltex#33-37Okrągły punch skórny, średnica 2 cm
Aparat, cyfrowyHuawei Mate 70 ProNie ma≥ 12 MP do obrazowania ran
Przeciwciało CD31Abcamab182981Marker śródbłonkowy dla IHC (Rysunek 4B)
Przeciwciało CD34Abcamab81289Marker śródbłonkowy dla IHC (Rysunek 4B)
Zestaw do Liczenia Komórek-8 (CCK-8)BiosharpBS350BStosowany do in vitro testowania parametrów PEMF (OD450)
Naczynie do hodowli komórek (10 cm)BaiDiH80200410 cm (100 mm) naczynia do hodowli tkanek do hodowli fibroblastów i nbsp;
Pożywka do hodowli komórek (np. DMEM + FBS)BaiDiL100-500Do hodowli fibroblastów w przesiewowym CCK-8
Inkubator CO2ThermoBB150-2TCS-LDla hodowli fibroblastów
Cewka, elastyczna miedźProdukcja na zamówienie (wewnętrzna)Nie maSpirala drukowana spiralnie (średnica 5 cm, poliimid)
Płytka sterująca (generator PEMF)Budowa na zamówienie (projekt wewnętrzny)Nie maNiestandardowa płytka PCB, napędy cewki o częstotliwości 30 Hz, ~1,3 mT
Elektryczna maszynka do włosówWahl lub Oster (pielęgnacja zwierząt)Model 9160 Maszynka do pielęgnacji zwierząt do golenia sierści
Elżbietańska obroża (gryzoń)MukeBioMK-EC-01Zapobieganie interferencjom ran
Stacja osadzaniaEpredia HistoStarA81000002Przetwarzanie do histologii (jeśli jest wykonywane)
  Maska na twarzVedengV531596Utrzymuj znieczulenie
Fibroblasty (linia komórkowa L929)ProcellCL-0137Komórki używane do przesiewania proliferacji CCK-8
Oprogramowanie do symulacji elementów skończonych (np. COMSOL Multiphysics)COMSOLCM010004Symulacja pola magnetycznego (rysunek 5B-C)
Elastyczna aluminiowa szynadeargo1592Wsparcie zapobiegające przesunięciu cewki
KleszczeMajestatyczne01625Do obsługi skóry i opatrunków podczas operacji
Hematoksylina i Eosin (H& E) Automatyczne barwienie i uszczelnianie uniiDRS-Prisma-P+FILM61770249Materiały do rutynowego barwienia histologicznego
Oprogramowanie do analizy obrazówNarodowe Instytuty ZdrowiaWersja 1.54 Do pomiaru powierzchni rany (np. ImageJ)
Oprogramowanie do analizy obrazówNarodowe Instytuty ZdrowiaWersja 1.54Do pomiaru powierzchni rany (np. ImageJ)
Komora indukcyjnaNauki o życiu z napędem na tylne koła (Shenzhen, CN)802-00132-00Indukcja znieczulenia izofluranowego
Kamera termowizyjna na podczerwieńHIKMICROH11Temperatura powierzchni cewki monitorującej (rysunek 5A)
Dezynfekcja z jodem Povidonem 10%HYNAUTNie maŚrodek antyseptyczny skóry (jodofor)
IzofluranNauki o życiu z napędem na tylne koła (Shenzhen, CN)20037015Znieczulenie inhalacyjne (klasa USP)
Zastrzyk lidokainy 10%SANMANie maW przypadku analgezji pooperacyjnej
Zestaw do trójbarwnego barwienia MassonaBASOC250202Materiały do wizualizacji kolagenu/ECM
Medyczny marker skóry i linijkaTondausNie maUwzględnij skalę w zdjęciach ran
Czytnik mikropłytThermoA51119500CDo pomiaru OD450 w teście CCK-8
MikrotomEpredia HM 340E23900670Przecięcie do histologii/IHC (jeśli jest wykonywane)
Polimeryw tkankowy z poliformaldehydemshare-bioSB-C009Utrwalanie próbek tkanek zwierzęcych
Klatka dla szczurówFengQiaoCP-JMStandardowa klatka dla szczurów do indywidualnych domów.
Rats, Sprague Dawley (mężczyzna, 6– 8 tygodni)WeiJingyu SUZHOUSCXK2024-0004200– 250 g; mieszkał indywidualnie; Zastosowanie zatwierdzone przez IACUC.
SkalpelJinhuan35W0602Do tworzenia ran wyciętych
Półprzepuszczalne opatrunki folioweZDQ20189Alternatywna bariera ran
Oprogramowanie do analizy statystycznej (np. GraphPad Prism lub R)Oprogramowanie Mackeiv10.6.9(890)Dwukierunkowe porównania ANOVA i post hoc wielokrotne porównania
Gaza sterylnaZD3141626Opatrunki/bariera ochronna
Sterylne zasłony chirurgiczneZDV271617Do zasłonienia pola chirurgicznego po przygotowaniu skóry
Nożyczki chirurgiczneMajestatyczne01627Do tworzenia ran wyciętych
Strzykawki i igłyMINANK20193141643Do podskórnego podawania środków przeciwbólowych
Skaner całej zjeżdżalni3DHISTECHNie maCyfrowe skanowanie preparatów

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Guo, S., Dipietro, L. A. Factors affecting wound healing. J Dent Res. 89 (3), 219-229 (2010).
  2. Pilla, A. A. Nonthermal electromagnetic fields: From first messenger to therapeutic applications. Electromagn Biol Med. 32 (2), 123-136 (2013).
  3. Gualdi, G., Costantini, E., Reale, M., Amerio, P. Wound repair and extremely low frequency-electromagnetic field: Insight from in vitro study and potential clinical application. Int J Mol Sci. 22 (9), 5037(2021).
  4. Su, D. B., Zhao, Z. X., Yin, D. C., Ye, Y. J. Promising application of pulsed electromagnetic fields on tissue repair and regeneration. Prog Biophys Mol Biol. 187, 36-50 (2024).
  5. Markov, M. S. Pulsed electromagnetic field therapy history, state of the art and future. Environmentalist. 27 (4), 465-475 (2007).
  6. Funk, R. H., Monsees, T., Ozkucur, N. Electromagnetic effects-from cell biology to medicine. Prog Histochem Cytochem. 43 (4), 177-264 (2009).
  7. Peng, L., et al. The effect of pulsed electromagnetic fields on angiogenesis. Bioelectromagnetics. 42 (3), 250-258 (2021).
  8. Callaghan, M. J., et al. Pulsed electromagnetic fields accelerate normal and diabetic wound healing by increasing endogenous FGF-2 release. Plast Reconstr Surg. 121 (1), 130-141 (2008).
  9. Goudarzi, I., Hajizadeh, S., Salmani, M. E., Abrari, K. Pulsed electromagnetic fields accelerate wound healing in the skin of diabetic rats. Bioelectromagnetics. 31 (4), 318-323 (2010).
  10. Kwan, R. L., et al. Pulsed electromagnetic field therapy promotes healing and microcirculation of chronic diabetic foot ulcers: A pilot study. Adv Skin Wound Care. 28 (5), 212-219 (2015).
  11. Tabakan, I., Yuvacı, A. U., Taştekin, B., Öcal, I., Pelit, A. The healing effect of pulsed magnetic field on burn wounds. Burns. 48 (3), 649-653 (2022).
  12. Liu, S., et al. Magnetic field-assisted conductive nerve guidance conduit enabling peripheral nerve regeneration with wireless electrical stimulation. Adv Funct Mater. 35 (34), 2416548(2025).
  13. Zhu, S., et al. Magnetically controlled strategies for enhanced tissue vascularization. Adv Funct Mater. 34 (34), 2401856(2024).
  14. Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), e52637(2015).
  15. Galiano, R. D., Michaels, J. T., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-492 (2004).
  16. Strauch, B., et al. Pulsed magnetic fields accelerate cutaneous wound healing in rats. Plast Reconstr Surg. 120 (2), 425-430 (2007).
  17. Lv, H., et al. Magnetic fields as a potential therapy for diabetic wounds based on animal experiments and clinical trials. Cell Prolif. 54 (3), e12982(2021).
  18. Yin, Y., et al. The effects of a pulsed electromagnetic field on the proliferation and osteogenic differentiation of human adipose-derived stem cells. Med Sci Monit. 24, 3274-3282 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

PEMF TherapyFull Thickness WoundsSkin Wound HealingRat Wound ModelFibroblast ProliferationRegenerative MedicineWound Area MeasurementLocalized PEMF StimulationPrinted Copper Coil

Powiązane artykuły