Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Generowanie i manipulacja genetyczna ludzkich organoidów szyjnych

731 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69617

⸱

10 marca 2026

 ,  ,  , 
1Department of New Biology, DGIST, 2Department of Obstetrics and Gynecology, Kyungpook National University Chilgok Hospital, 3Clinical Omics Institute, Kyungpook National University, 4Department of Obstetrics and Gynecology, Kyungpook National University School of Medicine, 5New Biology Research Center, DGIST, 6Graduate Program in Biomedical Science & Engineering, DGIST

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy szczegółowy protokół ustanowienia i genetycznej modyfikacji ludzkich organoidów szyjnych szyjki macicy.

Streszczenie

Rak szyjki macicy jest czwartym najczęściej występującym nowotworem u kobiet i najczęściej dotyka ektoszys-macicy macicy. Ektocerviks macicy wyściełana jest warstwowym nabłonkiem płaskokątnym, składającym się z komórek podstawnych i różnicujących komórki parabasalne i nadpodstawne. Regeneracja obserwowana po konizacji szyjki macicy sugeruje obecność silnej aktywności komórek macierzystych. Jednak nasza wiedza na temat tożsamości i mechanizmów regulacyjnych komórek macierzystych szyjki macicy oraz ich procesu przemiany złośliwej jest ograniczona z powodu ograniczonego dostępu do ludzkich tkanek szyjki macicy oraz braku optymalnych systemów oceny aktywności komórek macierzystych w ektosterwiksie. Niedawno opracowane ludzkie organoidy szyjne mogą pomóc przezwyciężyć te ograniczenia i oferować nowe możliwości badania fizjologii i patologii szyjki macicy. Nie istnieje jednak ustandaryzowana metoda izolowania i ustalania ludzkich organoidów szyjnych szyjki. Tutaj opisujemy metodę ustalania ludzkich organoidów ektocerwialnych. Konkretnie przedstawiamy protokół izolujący pojedyncze komórki z nabłonka ektoszyjnego człowieka. Poprzez inkubację tkanki szyjki macicy w zoptymalizowanym roztworze enzymatycznym, odbieramy nabłonek szyjny, aby zmaksymalizować wydajność komórek i minimalizować skażenie fibroblastami. Dodatkowo przedstawiamy warunki hodowli ludzkich organoidów szyjnych przy użyciu zoptymalizowanej formuły pośredniej. Ponadto szczegółowo opisujemy procedury przekazywania i genetycznej manipulacji organoidami szyjnymi szyjki. Protokół ten zapewnia bardzo efektywne podejście do ustalania ludzkich organoidów szyjnych i wykorzystywania ich do badania komórek macierzystych szyjki macicy oraz chorób szyjki macicy.

Wprowadzenie

Ektosterwix macicy jest najczęstszym miejscem raka szyjki macicy 1,2. Chociaż rak szyjki macicy zmniejsza się po wprowadzeniu szczepienia wirusem brodawczaka ludzkiego (HPV) w krajach rozwiniętych, na świecie nadal pozostaje czwartym najczęściej występującym nowotworem wśród kobiet 3,4. Ponadto częstość występowania zmian przedrakowych szyjki macicy nadal rośnie w niektórych krajach 5,6. Podczas gdy niskopoziomowa zmiana nabłonkowa (LSIL) często cofa się sama, wysokopoziomowa zmiana nabłonkowa (HSIL) niesie ryzyko przejścia do inwazyjnego nowotworu i zazwyczaj wymaga interwencji chirurgicznej, takiej jak wycięcie lub konizacja. Te zabiegi mogą skrócić ektoszylicę i zwiększyć ryzyko poronienia lub przedwczesnego porodu 7,8. Głębsze zrozumienie biologii szyjki macicy, połączone z rozwojem terapii regeneracyjnej, mogłoby pomóc w rozwiązaniu tych wyzwań, ale wymaga solidnych i fizjologicznie istotnych modeli modelowych.

Modele zwierzęce znacząco poszerzyły naszą wiedzę na temat homeostazy szyjki macicy, mechanizmów chorób oraz strategii terapeutycznych. Jednak ich wrodzone różnice od biologii człowieka i patologii ograniczają ich wartość translacyjną. Alternatywnie, organoidy stały się potężnymi platformami do modelowania biologii człowieka i chorób. Organoidy to trójwymiarowe mikrostruktury pochodzące z komórek macierzystych, które odtwarzają histologię i sygnatury molekularne tkanki pochodzenia 9,10,11. Zostały one wykorzystane do identyfikacji różnorodnych komórek macierzystych tkanek ludzkich w wielu tkankach, w tym tchawicy, przełyku i szyjce macicy 12,13,14. Ponadto organoidy umożliwiają modyfikację genetyczną, umożliwiając modelowanie patogenezy różnych chorób, w tym nowotworów i włóknienia 15,16,17. Dodatkowo, organoidy stanowią skuteczną platformę do badania skuteczności i toksyczności leków lub terapii komórkowych 18,19,20,21.

Niedawno dwie niezależne grupy ustanowiły ludzkie systemy organoidów szyjnych22,23. Bazując na tych postępach, znacząco poprawiliśmy efektywność hodowli organoidów szyjnych i zidentyfikowaliśmyludzkie komórki macierzyste szyjki macicy. Ponadto, poprzez odklejanie nabłonka szyjnego, zminimalizowaliśmy obecność fibroblastów leżących pod nabłonkiem szyjnym. Poprzez zastosowanie organoidów szyjnych z modyfikacją genetyczną, odkryliśmy rolę metabolitów mikroorganizmów i ich dalszych szlaków w utrzymaniu homeostazy szyjki macicy oraz zapobieganiu postępowi przednowotworowym. Dlatego ustandaryzowany i zoptymalizowany protokół generowania, utrzymania i genetycznej modyfikacji organoidów szyjnych będzie niezbędnym narzędziem do badania biologii i patologii szyjki macicy.

W tym artykule przedstawiamy szczegółowy i zoptymalizowany protokół generowania i przekazywania ludzkich organoidów szyjnych szyjki. Opisujemy także protokół manipulacji genetycznej za pomocą elektroporacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Izolacja komórek i hodowla organoidów z użyciem ludzkich tkanek szyjki macicy zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi przepisami etycznymi przez wewnętrzne komisje rewizyjne DGIST, Daegu, Korea oraz Chilgok Kyungpook National University Hospital, Gyeongsangbuk-do, Korea (DGIST-20210401-BR-112-01 oraz KNUCH-2020-12-020-001). Ludzkie tkanki ektosterwialne zostały dostarczone przez Oddział Położnictwa i Ginekologii w Narodowym Szpitalu Uniwersyteckim im. Chilgok Kyungpook. Zdrowe tkanki szyjki szyjnej zostały pobrane od pacjentek, które przeszły całkowitą laparoskopową histerektomię z powodu łagodnych chorób macicy. Wszyscy pacjenci uzyskali świadomą zgodę.

1. Izolacja pojedynczych komórek z tkanek ektocervikalnych

UWAGA: Protokół ten rozpoczyna się od próbki biopsji ektocerviksa u człowieka o wymiarach około 5 mm × 5 mm × 5 mm (Rysunek 1).

  1. Umieść pobraną tkankę w 10-cm szalce Petriego i umyj ją raz lodowatym DPBS (bez wapnia i magnezu), aby usunąć krew i zanieczyszczenia.
    UWAGA: Tkanki szyjki szyjki były transportowane do laboratorium w ciągu 3 godzin po operacji w lodowatym zaawansowanym DMEM/F12 i przetwarzane natychmiast po przybyciu.
  2. Przenieś tkankę do probówki o pojemności 1,5 mL zawierającej 1 mL roztworu Dispase (2,4 U/mL) i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C z delikatnym mieszaniem na rotatorze rurkowym (20 rpm).
    UWAGA: Roztwór Dispase (2,4 U/mL) został świeżo przygotowany tuż przed użyciem przez rozpuszczenie proszku Dispase do stężenia roboczego w lodowatym DPBS.
  3. Przenieś próbkę do nowej szalki Petriego o średnicy 10 cm. Ostrożnie oddziel białą warstwę nabłonka od reszty tkanki za pomocą kleszczy.
  4. Użyj ostrych kleszczy, aby delikatnie odkleić powierzchnię nabłonka jako nienaruszoną warstwę. Natychmiast przenieś izolowaną warstwę nabłonka do stożkowej rurki o pojemności 50 mL utrzymywanej na lodzie.
    UWAGA: Jeśli nabłonek powierzchniowy nie jest łatwy do oderwania, zeskrobaj powierzchnię szczypcami z tępym końcem.
  5. Dodaj 1 mL rekombinowanego roztworu dysocjacyjnego na bazie trypsyny do oderwanej lub skrobionej próbki i przelej całą mieszankę do stożkowej probówki o pojemności 50 mL.
  6. Pozostałe tkanki z poprzedniego etapu zachowaj w pozostałej stożkowej rurce o pojemności 50 mL.
  7. Inkubuj 50 mL stożkową rurkę zawierającą nabłonek szyjny w temperaturze 37 °C przez 5 minut, delikatnie poruszając na rotatorze rurkowym (20 obr./min).
  8. Dodaj 10 ml świeżo przygotowanego lodowatego buforu blokującego (PBS z 2% surowicy cielęcej (BCS)) do zawiesiny komórkowej, aby zatrzymać reakcję enzymatyczną.
  9. Wiruj probówkę w 450 × g przez 5 minut w 4 °C. Ostrożnie usuń i wyrzuć supernatant.
    UWAGA: Jeśli krew jest widoczna w tkance dysocjacyjnej lub tkanka wydaje się lepka, należy przejść do następującego kroku. W przeciwnym razie przejdź do kroku 1.13.
  10. Dodaj 1 mL buforu lizyzującego RBC 1X oraz 20 μL DNazy (10 U/μL materiału) do pelletu. Inkubuj w temperaturze pokojowej przez 5 minut, aby rozbić czerwone krwinki i rozłożyć lepkie DNA.
  11. Do zawiesiny komórkowej należy dodać 10 ml lodowatego buforu blokującego (PBS z 2% surowicy cielęcej (BCS)) do zawiesiny komórkowej, aby zatrzymać reakcję enzymatyczną.
  12. Wiruj rurkę w 450 × g przez 5 minut w 4 °C. Ostrożnie usuń i wyrzuć supernatant.
  13. Osusz granulat komórkowy lodowatym buforem blokującym (PBS z 2% surowicy cielęcej (BCS)).
  14. Wiruj probówkę w 450 × g przez 5 minut. Ostrożnie usuń i wyrzuć supernatant.
  15. Ponownie zawiesij pellet komórkowy w 200-500 μL pożywki do hodowli organoidów.
  16. Policz liczbę komórek za pomocą hemocytometru z roztworem trypanowego niebieskiego. Oczekiwana wydajność komórek wynosi od 50 000 do 500 000 komórek na próbkę biopsji.

2. Siew i hodowla organoidów ektocervikalnych

  1. Ponownie zawiesijcie 500-2 000 żywotnych komórek w końcowej objętości 50 μL pożywki organoidowej (skład opisany w liście materiałów) w mikrowirówce o pojemności 1,5 mL. Żywotność komórek oceniano przez wykluczenie trypanniebieskiego przed zasiewem.
  2. Do zawiesiny komórkowej należy dodać 50 μL matrycy błony podstawowej (np. Matrigel). Delikatnie wymieszaj na lodzie, aby zapobiec powstawaniu pęcherzyków, i wydaj mieszankę o pojemności 100 μL do wnętrza wkładu do hodowli komórkowej umieszczonej na 24-dołkowej płytce. Wszystkie procedury związane z manipulacją matrycą błony podstawnej wykonywano na lodzie lub w temperaturze 4 °C, aby zapobiec przedwczesnej żelacji, chyba że zaznaczono inaczej.
  3. Inkubuj płytkę przez 20-30 minut w temperaturze 37 °C, aż mieszanina błony bazalnej matrycy i komórek zastygnie.
  4. Gdy mieszanina zastygnie, należy dodać 400 μL pożywki do hodowli organoidów do studni poniżej wkładu.
  5. Hodować organoidy przez 1-2 tygodnie, aż osiągną średnią średnicę 150-250 μm (maksymalna średnica to około 500 μm).
    UWAGA: Gdy organoidy osiągną odpowiedni rozmiar i będą miały koncentryczny, lamelowy wzór mikrostruktur przypominających cebulę, rozważ ewentualne przepuszczenie (passage).

3. Dysocjacja organoidów i ponowne zasiewanie

  1. Dodaj 1 mL roztworu Dispase (2,4 U/mL) na wkład do hodowli komórkowej i delikatnie rozłącz matrycę błony podstawnej za pomocą pipety.
  2. Przenieś mieszaninę matrycy membrany z bazalem z dipazą do probówki o pojemności 15 mL i inkubuj przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C.
  3. Dodaj 10 ml świeżo przygotowanego lodowatego buforu blokującego (PBS z 2% surowicy cielęcej (BCS)) do zawiesiny komórkowej, aby zatrzymać reakcję enzymatyczną.
  4. Wiruj rurkę w 450 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.
  5. Usuń supernatant i ponownie zawiesij pellet w 200 μL TrypLE Express.
  6. Inkubuj przez 5 minut w temperaturze 37 °C.
  7. Dodaj 1 ml buforu blokującego lodowato zimno (PBS z 2% surowicy cielęcej (BCS)) i delikatnie pipetuj, aby zneutralizować enzym.
  8. Przefiltruj zawiesinę przez sitko komórkowe o średnicy 40 μm, aby uzyskać pojedyncze komórki.
  9. Wirówka w probówce 450 × g przez 5 minut w 4 °C. Ostrożnie usuń i wyrzuć supernatant.
  10. Ponownie zawiesij pellet komórkowy w 200-500 μL pożywki do hodowli organoidów.
  11. Policz liczbę komórek za pomocą hemocytometru z roztworem trypanowego niebieskiego. Oczekiwana wydajność komórek wynosi od 50 000 do 500 000 komórek na dołek w inserwacji hodowli komórek 24-dołkowej.
  12. Następnie ponownie zawiesić 500-2 000 komórek w 50 μL pożywki do hodowli organoidów (skład opisany w liście materiałów). Dodaj 50 μL matrycy błony podstawowej do zawiesiny komórkowej. Mieszaj delikatnie, unikając powstawania pęcherzyków, i wylej mieszaninę 100 μL do wnętrza wkładki do hodowli komórkowej umieszczonej na 24-dołkowej płytce.
  13. Inkubuj płytkę przez 20-30 minut w temperaturze 37 °C, aż mieszanina błony bazalnej matrycy i komórek zastygnie.
  14. Gdy mieszanina jest całkowicie zastygła (zazwyczaj po 20-30 minutach w temperaturze 37 °C), należy dodać 400 μL pożywki do hodowli organoidów do studni poniżej wkładu.
  15. Hodować organoidy przez 1-2 tygodnie w pożywce hodowlanej organoidów (skład opisany w liście materiałów) za pomocą metody 3D w macierzu zewnątrzkomórkowym. Hodowle utrzymuj w temperaturze 37 °C, 5% CO₂ w nawilżonym inkubatorze. Wymieniaj podłoże co 2-3 dni i monitoruj wzrost, aż organoidy osiągną średnią średnicę 150-250 μm.
  16. Przepuszczaj organoidy do kolejnej rundy, gdy osiągną odpowiedni rozmiar, i w razie potrzeby pokaż koncentryczny, lamelowy wzór mikrostruktur przypominających cebulę.

4. Manipulacja genetyczna ludzkich organoidów szyjnych przez elektroporację

UWAGA: Protokół ten opiera się na użyciu Lonza Amaxa 4D-Nucleofector oraz zestawu P4 Primary Cell 4D-Nucleofector X (#V4XP-4032).

  1. Po izolacji od zawiesiny komórek szyjnych szyjki macicy, należy przenieść 100 000-200 000 komórek do każdej rurki o pojemności 1,5 mL.
  2. Wiruj rurki w 450 × g przez 3 minuty w temperaturze 4 °C. Ostrożnie usuń i wyrzuć supernatant.
  3. Ponownie zawiesij pellet komórkowy w 20 μL mieszaniny roztworu/suplementu Nucleofector z zestawu P4 Primary Cell 4D-Nucleofector X. Mieszanina przygotowuje się przez połączenie 16,4 μL roztworu Nucleofektora i 3,6 μL suplementu w probówce.
  4. Do każdej rurki zawierającej zawieszone komórki dodaj 300 nM oligo siRNA kontrolnej lub docelowej. Delikatnie mieszaj przez pipetowanie.
    UWAGA: Objętość oligo siRNA nie powinna przekraczać 2 μL na probówkę.
  5. Ostrożnie przenieś mieszaninę nukleofekcyjną (20 μL komórek zawieszonych w mieszance roztworu/suplementu Nucleofector + do 2 μL siRNA; łącznie 20-22 μL) do naczyń elektroporacyjnej z zestawu P4 Primary Cell 4D-Nucleofector X.
  6. Delikatnie stuknij naczynia nukleocuvette, aby upewnić się, że próbka pokrywa dno cuwette.
  7. Zamknij pokrywę naczyń Nucleocuvette i umieść je w mechanizmie zasilającej jednostki 4D-Nucleofector.
    UWAGA: Upewnij się, że naczynia nukleocuvette są prawidłowo ustawione w retainerze.
  8. Rozpocznij proces nukleofekcji. Ustaw kod impulsu EA-125 dla każdej kuwety za pomocą procesu komórki głównej P4.
  9. Po zakończeniu ostrożnie usuń naczynia nukleocuvette z aparatu retainerowego.
  10. Inkubuj naczynia nukleokuwety w temperaturze pokojowej przez 10 minut, aby komórki mogły się ustabilizować.
  11. Otwórz pokrywkę naczyń nukleocuvette, dodaj 180 μL podgrzewczego wcześniej 37 °C medium do hodowli organoidów i delikatnie przelej zawiesinę komórkową do nowej probówki o pojemności 1,5 mL do ponownej suspensji.
  12. Weź objętość zawiesiny komórkowej zawierającej 500-2000 komórek i ponownie zawiesij ją w pożywce do hodowli organoidów do końcowej objętości 50 μL.
    UWAGA: Nie odrzucaj pozostałych komórek z kroku 4.12. Zostaną one wykorzystane w kroku 4.14.
  13. Hoduj organoidy, stosując się do protokołu z metody 2: Ectocervix Organoid Seed and Hodowla. Porównaj efekty siRNA, oceniając różne czynniki, w tym liczbę, rozmiar i budowę powstałych organoidów.
  14. Pozostałe komórki od etapu 4.12 należy przeprowadzić do płytki przymocowania ultraniskiego z 96 dołkami i inkubować przez 48 godzin w temperaturze 37 °C.
  15. Po 48 godzinach przelać ogniwa do probówki 1,5 mL i wirować w 450 × g przez 3 minuty. Usuń nadmiar.
  16. Użyj pelletu komórkowego do eksperymentów PCR w czasie rzeczywistym, aby potwierdzić wybicie genów docelowych i ocenić wszelkie zmiany w ekspresji genów.
    UWAGA: Wszystkie ludzkie tkanki szyjki macicy i zawiesiny komórkowe powinny być traktowane jako potencjalnie zakaźne. Wykonuj wszystkie procedury z udziałem pierwotnych próbek ludzkich w certyfikowanej szafce bezpieczeństwa biologicznego zgodnie z praktykami BSL-2 oraz zgodnie z instytucjonalnymi przepisami etycznymi i biobezpieczeństwa. Noszenie odpowiedniego sprzętu ochronnego osobistego (fartuch laboratoryjny, rękawiczki i ochrona oczu) oraz dezynfekuj powierzchnie robocze i sprzęt po użyciu zatwierdzonego przez instytucję środka dezynfekującego. Odczynniki enzymatyczne (np. enzymy dyspazacyjne i dysocjacyjne, takie jak TrypLE Express) mogą powodować podrażnienia skóry i oczu oraz generować aerozole podczas pipetowania; Unikaj powstawania aerozolu, trzymaj rurki zamknięte, gdy to możliwe, i natychmiast spłukuj wodą w razie kontaktu, stosując się do procedur ekspozycji instytucjonalnej i wytycznych producenta SDS. Utylizować wszystkie odpady biologiczne (w tym materiały zawierające matrycę i skażone tworzywa sztuczne) zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. W przypadku elektroporacji siRNA należy przestrzegać instrukcji bezpieczeństwa elektrycznego producenta: upewnij się, że kowety są prawidłowo osadzone i pokrywa jest całkowicie zamknięta przed inicjacją impulsów, unikaj obsługi urządzenia w mokrych rękawiczkach lub w pobliżu rozlania, sprawdź urządzenie i akcesoria pod kątem uszkodzeń oraz unikaj bezpośredniego kontaktu z elektrodami kuwety bezpośrednio po impulsowaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

3D kultura organoidów szyjnych u człowieka

Świeżo izolowane ludzkie tkanki ektoszyjne zostały rozdzielone na pojedyncze komórki w kolejności wymienionej powyżej, które następnie nakładano na wkładki z hodowli komórek 24-dołkowych i hodowlano, aby utworzyć organoidy szyjne zgodnie z tym protokołem (Rysunek 1). Ludzkie organoidy szyjne rosną do 500 μm średnicy z pojedynczych komórek w ciągu 2 tygodni (rysunek 2A). Skute...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym manuskrypcie opisujemy protokół ustanawiania i przekazywania ludzkich organoidów szyjnych szyjki. Dostarczamy również protokół manipulacji genetyczną, co znacząco rozwija badania biologii i patologii szyjki macicy. Chociaż zoptymalizowaliśmy protokół specjalnie pod kątem ludzkich organoidów szyjnych macicy, nasz protokół można zastosować także do innych układów organoidalnych z drobnymi modyfikacjami.

Niezbędne informacje do ustalenia i optymalizacji hodowli organoidów obejmują szczegóło...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Prace te zostały wsparte grantem Ministerstwa Zdrowia i Opieki Społecznej (RS-2024-00439434 dla Y. Jeonga).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw P4 Primary Cell 4D-Nucleofector XLonzaV4XP-4032
96-dołkowa płytka mocowania ultraniskiegoSPL39796
Sitnik komórkowy 40 & mikro; mSPL93040
50 mL stożkowa rurka 500 na pudełkoSLPSPL50050
15 ml stożkowa rurkaSarstedt62.554.502
Rurka CryoPure 1,8 mL - białaSarstedt72.379P
37 i stopni; C, 5% CO2  InkubatorEppendorf9734IQ905476
Wkład do hodowli komórkowejSPL37024
Amaxa 4D-NucleofectorLonzaAAF-1003X
Bufor blokujący (2% BCS w DPBS)Gibco / WelgeneBCS: 26010074; DPBS: LB001-02
Proch Dispase IIGibco17105041
DNAse IEnzynomikaM059L
MatrigelCorning356231
Bufor lizy RBCBiosesangR2015
TrypLE ExpressGibco12605
Bufor płukania (HBSS)JBIBL003-1
Zaawansowane DMEM/F12Gibco12634028
Suplement GlutaMAXGibco35050-061
Penicylina– StreptomycynaBiowestL0022-100
HEPESGibco15630-080
Suplement B27Gibco17504044
NogginPeproTech118214
N-acetylo-l-cysteinaSigmaA9165
Y-27632STEMCELL Technologies72307
FGF2PeproTech100-18B-50UG
FGF7PeproTechAF-100-19-250UG
A83-01SelleckchemS7692 
ForskolinSigmaF6886
Neuregulin 1PeproTech100-03-50UG
NGFPeproTechAF-450-01-100UG
R-spondinSinobiologiczny11083-HNAS
HGFPeprotech100-39H-250ug
FGF10Peprotech100-26
Petrydowy 35 mm SPL10035
Organoidowe medium
ImięKompaniaNumer katalogowykoncentracja
Zaawansowane DMEM/F12Gibco12634028
Suplement GlutaMAXGibco35050-0611x
Penicylina– StreptomycynaBiowestL0022-1001x
HEPESGibco15630-08010 mM
Suplement B27Gibco175040441x
bez witaminy A
NogginPeproTech118214100 ng/ml
N-acetylo-l-cysteinaSigmaA91651 mM
Y-27632STEMCELL Technologies7230710 uM
FGF2PeproTech100-18B-50UG50 ng/ml
FGF7PeproTechAF-100-19-250UG25 ng/ml
FGF10Peprotech100-26100 ng/ml
A83-01SelleckchemS7692 500 nM
ForskolinSigmaF688610 μ M
Neuregulin 1PeproTech100-03-50UG50 ng/ml
NGFPeproTechAF-450-01-100UG20 ng/ml
R-spondinSinobiologiczny11083-HNAS100 ng/ml
HGFPeprotech100-39H-250ug25 ng/ml

Bibliografia

  1. Singh, D., et al. Global estimates of incidence and mortality of cervical cancer in 2020:a baseline analysis of the WHO Global Cervical Cancer Elimination Initiative. Lancet Glob Health. 11 (2), e197-e206 (2023).
  2. Worldwide cancer data. , World Cancer Research Fund International. https://www.wcrf.org/cancer-trends/worldwide-cancer-data/ (2022).
  3. Cohen, P. A., Jhingran, A., Oaknin, A., Denny, L. Cervical cancer. Lancet. 393 (10167), 169-182 (2019).
  4. Kwak, K., Hwang, S. S. Predicted cervical cancer prevention: impact of National HPV Vaccination Program on young women in South Korea. Cancer Res Treat. 56 (3), 898-908 (2024).
  5. Kim, J., Lee, D., Son, K. B., Bae, S. The burden of cervical cancer in Korea:a population-based study. Int J Environ Res Public Health. 17 (17), 6308(2020).
  6. Chang, H. K., Seo, S. S., Myong, J. P., Yu, Y. L., Byun, S. W. Incidence and costs of cervical intraepithelial neoplasia in the Korean population. J Gynecol Oncol. 30 (3), e37(2019).
  7. Anwar, A., et al. Pregnancy outcome after electrosurgical cervical cone biopsy using Fischer cone biopsy excisor. J Matern Fetal Neonatal Med. 29 (3), 477-481 (2016).
  8. Pils, S., Eppel, W., Seemann, R., Natter, C., Ott, J. Sequential cervical length screening in pregnancies after loop excision of the transformation zone conisation: a retrospective analysis. BJOG. 121 (4), 457-462 (2014).
  9. Lee, C. J., Nam, Y., Rim, Y. A., Ju, J. H. Advanced animal replacement testing strategies using stem cell and organoids. Int J Stem Cells. 18 (2), 107-125 (2025).
  10. Jeong, Y. Methods to identify epithelial stem cells. Organoid. 2, e24(2022).
  11. Dutta, D., Heo, I., Clevers, H. Disease modeling in stem cell-derived 3D organoid systems. Trends Mol Med. 23 (5), 393-410 (2017).
  12. Jeong, Y., et al. Identification and genetic manipulation of human and mouse oesophageal stem cells. Gut. 65 (7), 1077-1086 (2016).
  13. Myeong, J., et al. Microbial metabolites control self-renewal and precancerous progression of human cervical stem cells. Nat Commun. 16 (1), 2327(2025).
  14. Rock, J. R., et al. Basal cells as stem cells of the mouse trachea and human airway epithelium. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (31), 12771-12775 (2009).
  15. Rajkumar, S., et al. Loss of ubiquitin-specific protease 11 mitigates pulmonary fibrosis in human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids. Int J Stem Cells. 18 (2), 205-213 (2025).
  16. Ko, K. P., et al. Key genetic determinants driving esophageal squamous cell carcinoma initiation and immune evasion. Gastroenterol. 165 (3), 613-628 (2023).
  17. Choi, Y. J., et al. YAP1 regulates esophageal stem cells' self-renewal and differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 726, 150280(2024).
  18. Oh, B., Kim, J., Kim, N., Jeong, Y. Lung cancer organoid system to evaluate the cytotoxicity of natural killer cells. Int J Stem Cells. 18 (1), 99-106 (2025).
  19. Han, K., et al. Synergistic drug combinations for cancer identified in a CRISPR screen for pairwise genetic interactions. Nat Biotechnol. 35 (5), 463-474 (2017).
  20. Jeong, Y., et al. Role of KEAP1/NFE2L2 mutations in the chemotherapeutic response of patients with non-small cell lung cancer. Clin Cancer Res. 26 (1), 274-281 (2020).
  21. Zhang, S., et al. Genetically defined, syngeneic organoid platform for developing combination therapies for ovarian cancer. Cancer Discov. 11 (2), 362-383 (2021).
  22. Lohmussaar, K., et al. Patient-derived organoids model cervical tissue dynamics and viral oncogenesis in cervical cancer. Cell Stem Cell. 28 (8), 1380-1396 (2021).
  23. Chumduri, C., et al. Opposing Wnt signals regulate cervical squamocolumnar homeostasis and emergence of metaplasia. Nat Cell Biol. 23 (2), 184-197 (2021).
  24. He, X. C., et al. PTEN-deficient intestinal stem cells initiate intestinal polyposis. Nat Genet. 39 (2), 189-198 (2007).
  25. Wang, S., et al. Pten deletion leads to the expansion of a prostatic stem/progenitor cell subpopulation and tumor initiation. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (5), 1480-1485 (2006).
  26. Yanagi, S., et al. Pten controls lung morphogenesis, bronchioalveolar stem cells, and onset of lung adenocarcinomas in mice. J Clin Invest. 117 (10), 2929-2940 (2007).
  27. Jeong, Y., et al. Role of KEAP1/NRF2 and TP53 mutations in lung squamous cell carcinoma development and radiation resistance. Cancer Discov. 7 (1), 86-101 (2017).
  28. Liu, C., et al. Single-cell dissection of cellular and molecular features underlying human cervical squamous cell carcinoma initiation and progression. Sci Adv. 9 (4), eadd8977(2023).
  29. Koster, S., et al. Modelling Chlamydia and HPV co-infection in patient-derived ectocervix organoids reveals distinct cellular reprogramming. Nat Commun. 13 (1), 1030(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ludzka ektocervixhodowla organoidówizolacja pojedynczych komórekwielowarstwowy nabłonek płaskielektroporacjaaktywność komórek macierzystychbarwienie immunofluorescencyjneprzesiew leków
Generowanie i manipulacja genetyczna ludzkich organoidów szyjnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.