Artykuł metodologiczny

Metody in situ ilościowej oceny morfologii mitochondriów w mięśniach i komórkach Schwanna końcowych myszy

DOI:

10.3791/69732

⸱

10 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Kinesiology and Sport Management, College of Education and Human Development, Texas A&M University, College Station, 2National Institutes of Health

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Miejscowe wstrzyknięcia barwnika mitochondrialnego oznacza końcowe mitochondria komórek Schwanna in vivo do mikroskopii konfokalnej. Ta metoda wykorzystuje dowód koncepcji wykazany w tkance mięśniowej szkieletowej myszy ze zdrową lub chorą tkanką mięśniową, aby zapewnić wysoką rozdzielczość wizualizacji mitochondriów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Morfologia sieci mitochondria bywa szeroko stosowana jako wskaźnik zdrowia komórkowego; jednak ilościowa ocena struktury mitochondrialnej w całych tkankach pozostaje technicznie trudnym zadaniem. Komórki Schwanna końcowe (tSCs), które są niezbędne dla utrzymania i regeneracji złączy nerwowo-mięśniowych, są szczególnie trudne do analizy in situ ze względu na swoją anatomiczną lokalizację i wrażliwość na zakłócenia tkankowe. Protokół ten opisuje powtarzalne podejście do znakowaniu i ilościowej oceny trójwymiarowej morfologii sieci mitochondria w całym mięśniu szkieletowym i w tSCs u myszy za pomocą standardowej mikroskopii konfokalnej. Metoda wykorzystuje in vivo dostarczanie barwnika mitochondrialnego wrażliwego na potencjał błonowy, po którym następuje szybkie przetwarzanie tkanki i wysokiej rozdzielczości konfokalne obrazowanie. Zestawy obrazów są analizowane w celu ilościowej oceny łączności sieci mitochondria, powierzchni i fragmentacji. Protokół jest najpierw zweryfikowany w dystroficznym i zdrowym mięśniu szkieletowym, aby potwierdzić oczekiwane różnice w morfologii mitochondria i następnie jest dostosowany do wizualizacji i ilościowej oceny sieci mitochondria w tSCs zidentyfikowanych za pomocą reportera S100β u myszy. Takie podejście umożliwia analizę morfologii mitochondria w całych tkankach nerwowo-mięśniowych bez konieczności stosowania transgennych reporterów mitochondria czy wyspecjalizowanych platform obrazowania. Protokół wymaga tylko sprzętu powszechnie dostępnego w uczelnianych ośrodkach badawczych i może być dostosowany do innych cienkich lub powierzchownie dostępnych tkanek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mitochondria są niezwykłymi, plastycznymi organellami, które działają jak płuca komórki, zużywając tlen podczas oddychania komórkowego w celu wsparcia produkcji adenozynotrifosforanowej (ATP) w odpowiedzi na zapotrzebowanie metaboliczne1. Chociaż kiedyś uważano je za oddzielne organelle, obecnie wiadomo, że mitochondria są silnie zintegrowane2,3,4, dzieląc substrat energetyczny w całym ich sieci zgodnie z lokalnymi potrzebami. Integracja zapewnia wyraźną przewagę nad izolacją: połączone mitochondria wspierają niedobory energii, utrzymując gradienty elektrochemiczne dla fosforylacji oksydacyjnej podczas zwiększonego zapotrzebowania metabolicznego. Rzeczywiście, rozmieszczenie, objętość i morfologia mitochondriów odpowiadają potrzebom energetycznym w ich pobliżu5. W zdrowiu, regularne odnawianie sieci mitochondriów utrzymywane jest przez biogenezę mitochondriów, zdarzenia fuzji i fiksji oraz mitofagię2,3. Biogeneza mitochondriów jest wymagana do utrzymania i rozszerzenia zdrowych mitochondriów. Zapotrzebowanie metaboliczne, takie jak ćwiczenia fizyczne, zwiększa ekspresję receptora peroksysomowego proliferatora koaktywator 1α (PGC-1α)5. Proces ten zachodzi poprzez pierwotne sygnały wytrzymałości, szczególnie indukowaną wysiłkiem podwyższenie kinazy aktywowanej AMP (AMPK), wapnia i reaktywnych form tlenu6,7. Fuzja rozszerza sieci, promując przetrwanie i uzupełniając niedobory, podczas gdy fiksja łagodzi dalsze uszkodzenia mitochondriów poprzez preferencyjne wykluczenie dysfunkcyjnego regionu2,3,8. Po usunięciu, wyłączone regiony muszą przejść mitofagie, zapobiegając akumulacji dysfunkcyjnych organelli i białek6,9.

Mięśnie szkieletowe stanowią około 40% masy ciała i polegają na mitochondriach dla metabolizmu tlenowego i sygnalizacji komórkowej w celu utrzymania homeostazy10. W warunkach dysfunkcji mięśni szkieletowych, mechanizmy kontroli jakości mitochondriów są upośledzone10. Badania nad dysfunkcją mięśni zwykle mierzą oddychanie mitochondriów, objętość, morfologię i produkcję reaktywnych form tlenu (ROS), aby ocenić jakość mitochondriów3,10. Pod tym względem, podczas przewlekłej dysfunkcji mięśni, oddychanie mitochondriów jest zmniejszone, podczas gdy ROS są zwiększone, a sieci są fragmentalne3,10. Zakłócenia w morfologii mitochondriów powstają głównie z aktywacji białek fiksji mitochondriów, białka związanego z dynaminą 1 (DRP1) i fiksji mitochondriów 1 (FIS1)2,8,11. W odpowiedzi na atrofię mięśni, FIS1, znajdujący się na powierzchni zewnętrznej błony mitochondrialnej, rekrutuje DRP1 do oligomeryzacji z wieloma dimerami DRP1, aby stworzyć filament wokół mitochondriów, zmniejszając jego rozmiar aż do momentu, gdy dany odcinek mitochondriów jest “odrywany”, promując fragmentację3,11. Razem, nadmierna aktywność fiksji mitochondriów, zmniejszenie fuzji nowo powstałych mitochondriów i dysfunkcyjna mitofagia są odpowiedzialne za fragmentalny wygląd dysfunkcyjnych sieci mitochondriów, takich jak te opisane w nieaktywnym lub chorym mięśniu2,12.

Zwojowisko nerwowo-mięśniowe (NMJ) jest miejscem pobudzenia mięśniowego. Potencjały czynnościowe inicjowane w somie propagują się wzdłuż aksonów, okrytych komórkami Schwanna mielinizującymi (SC), i kończą się na zwojowiskach nerwowo-mięśniowych, które są otoczony przez końcowe komórki Schwanna (tSC). Zwojowiska nerwowo-mięśniowe mogą odnowić się po uszkodzeniu. Jednak prawdopodobieństwo i szybkość regeneracji zmniejszają się w miarę wzrostu odległości między miejscem uszkodzenia a zwojowiskiem nerwowo-mięśniowym13,14. Po uszkodzeniu nerwu przez przecięcie, zgniecenie lub rozciągnięcie, SC dedyferencjuje się w stan progenitoropodobny bez mieliny15,16. Zdemolinizowane SC proliferują i pracują wspólnie z makrofagami, aby przekształcić środowisko lokalne dla regeneracji poprzez usuwanie gruzu między miejscem uszkodzenia a proksymalnym kończykiem aksonu przez zwyrodnienie Wallera17,18. Migrujące SC sygnalizują reakcję zapalną, która przekształca środowisko dla udanej regeneracji nerwu18. Regeneracja nerwu zachodzi wewnątrz osłonki nerwowej uformowanej przez progenitoropodobne SC, które tworzą pasma Bunger, przez które aksony odrastają1

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sześciomiesięczne (n=3) dorosłe samce DBA/2J [Wild-type (WT)] (RRID: IMSR_JAX:000671) i D2.B10-DMDD2.mdx/J [D2.mdx (mdx)] (RRID: IMSR_JAX:013141), a także trzy- do pięciomiesięczni (n=8) dorosłe samce i samice B6; D2-Tg(S100-EGFP)1Wjt/J (S100B) (RRID: IMSR_JAX:005621) [także połączone z WT, ponieważ nie stwierdzono różnic w porównaniu z DBA], pochodzące z kolonii utrzymywanej przez badacza, zostały wykorzystane. Ogólny przebieg eksperymentu dotyczącego zastrzyków do TA i GM, przetwarzania tkanek i obrazowania podsumowano na Rysunku 1. Dodatkowo jedna mysz D2.mdx została przekazana przez badacza do obrazowania tSC w mdx (n=1). Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami w Texas A&M University (AUP 2022-0215) i przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem ds. Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi Rady Badań Narodowych (8. wydanie)30. Eutanazję wykonano poprzez dyslokację szyjną podczas przedawkowania izofluranu.

1. Przygotowanie pracowczego roztworu barwnika mitochondrialnego fluoryzującego o stężeniu 2 µM

  1. Zawieś barwnik mitochondrialny (50 µg) w 322 µL dimetylosulfonu (DMSO) zgodnie z instrukcjami producenta, aby przygotować 200 µM stężony roztwór początkowy.
  2. Aby przygotować 30 mL 2 µM pracowczego roztworu, przenieś 300 µL 200 µM stężonego roztworu do 29,7 mL sterylnego roztworu chlorku sodu. Dokładnie wymieszaj.
  3. Przenieś 250 µL 2 µM pracowczego roztworu do mikrocentryfugowych probówek i przechowuj w temperaturze -80 °C aż do użycia.
    UWAGA: Nie stwierdzono wykrywalnej degradacji sygnału po 3 latach przechowywania w temperaturze -80 °C.

2. Barwnik i przygotowanie zwierząt

  1. Rozmrażaj jedną zamrożoną alikwotę 15 min przed eksperymentem. Wyciągnij roztwór do 30 G, 1 cc strzykawki do insuliny.
  2. Znieczulić zwierzę izofluranem. Zastosuj maść okulistyczną, ogolić miejsce wstrzyknięcia i utrzymać temperaturę ciała za pomocą lampy grzewczej z sondą temperatury umieszczoną między zwierzęciem a źródłem ciepła.
  3. Wyczyść ogolone miejsce wstrzyknięcia 70% izopropylowym alkoholem.

3. Podawanie barwnika mitochondrialnego do mięśnia przednio-bocznego goleni (TA) i jego funkcja

  1. Podawanie barwnika do TA
    1. Pod znieczuleniem, wstrzyknij 50 µL 2 µM barwnika mitochondrialnego do lewego lub prawego mięśnia TA u znieczulonych myszy WT i D2.mdx.
    2. Wstrzyknij igłę w ścięgnie dalszym w kierunku kolana i uciśnij tłok podczas wyciągania igły wzdłuż ścieżki wstrzyknięcia.
    3. Inkubuj barwnik in vivo przez 1 godzinę przed sekcją.
  2. Pomiar funkcji mięśnia TA
    1. Po 45 minucie inkubacji barwnika, znieczulić mysz za pomocą izofluranu (2%–3% indukcja, 1,5%–2% utrzymanie w tlenie).
    2. Chirurgicznie odsłoń lewy mięsień TA, zachowując otaczające tkanki. Przywiązać dalsze ścięgno do belki obciążeniowej systemu testującego mięśnie.
    3. Owinąć odsłonięty mięsień ręcznikiem laboratoryjnym i nawadniać z szybkością 3 mL min⁻1 0,9% sterylnym roztworem chlorku sodu podgrzanym do 40 °C. Utrzymaj temperaturę mięśnia na poziomie 32 °C za pomocą lampy grzewczej.
    4. Umieść elektrody z platyny/irydiu na brzusznej stronie mięśnia dla bezpośredniego stymulowania.
    5. Przymocuj belkę obciążeniową do mikrometru i dostosuj optymalną długość (L0) przy użyciu skurczu szybkiego (Tw) z częstotliwością 1 Hz. Zmierz L0 za pomocą kalibru cyfrowego.
    6. Wywołaj maksymalne skurczenia tetaniczne (P0) trzykrotnie z częstotliwością 140 Hz z 60-sekundowymi przerwami między skurczeniami. Zmierz najwyższą wartość siły (g). Zbierz dane za pomocą systemu funkcji mięśni z oprogramowaniem analitycznym.
  3. Przetwarzanie tkanki TA
    1. Po inkubacji, izolację i sekcje mięśnia TA przeprowadzić przed eutanazją.
    2. Umieść izolowane wiązki włókien mięśniowych w 4% paraformaldehydzie w temperaturze pokojowej przez 15 minut, delikatnie rozdzielając włókna pod stereomikroskopem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sieciowe mitochondrium wykazywało oczekiwane zmniejszenie łączności
Przedstawiono reprezentatywne 3D zdjęcia fluorescencyjne skanów konfokalnych mięśni TA w dwóch grupach, WT i mdx (Rycina 2). W porównaniu z grupą WT, łączność mitochondrialna wydaje się zmniejszona u myszy mdx w porównaniu z WT (Rycina 2A–D). U myszy mdx obserwowano większą liczbę małych fragmentów mitochondrialnych [<100 µm2] (WT, 17,3 ± 3,5%; ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lokalizacja mitochondriów w strukturach komórkowych, a także ich morfologia, koreluje ze zdrowiem mitochondrialnym i zapotrzebowaniem metabolicznym21. Biorąc pod uwagę kliniczne znaczenie zdrowia mitochondrialnego, w połączeniu z różnymi kinetykami oddychania i morfologią różnych typów komórek, opracowano łatwo stosowany, oparty na mikroskopii konfokalnej, metodę oceny morfologii mitochondriów w tSC przy pierwszym ocenianiu metody w mięśniach szkieletowych, dostarczając informacji o zdrowiu mitoch...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych spornych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują dr Mariappanowi Muthuchamy'emu, Mendellowi Rimerowi i Peterowi Nghiemowi za hojne udostępnienie myszy D2.mdx użytych do oceny mitochondriów tSC. Praca ta była wspierana przez stypendium badawcze dla studentów z Sydney and J.L. Huffines Institute for Sports Medicine and Human Performance oraz funduszami College of Education and Human Development na Texas A&M University. A.B.M. był również wspierany przez NIH LRP (NIAMS, 2L40AR077899-02A3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-in-1 Whole Animal SystemAurora Scientific, Ontario, Canada1300ASystem do badania funkcji mięśni z oprogramowaniem do analizy
AIVIA Leica Microsystems, Bellevue, WA, USA15Oprogramowanie do analizy obrazów sterowanych AI
anti-laminin MilliporeSigmaL9393-.2mLEtykieta granicy miofibrili
B6; D2-Tg(S100-EGFP)1Wjt/J odmiana myszyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:005621S100β
Cryostar NX50 CryostatEpredia, Kalamazoo, MI, USAhttps://www.epredia.com/products/histology-instruments/cryotomy/cryostar-nx50Cryostat
D2.B10-DMDD2.mdx/J odmiana myszyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:13141D2.mdx
DBA/2J odmiana myszyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:00671WT
Dimethyl Sulfoxide (DMSO)Fisher Scientific; Hampton, NJ, USABP231-100Środek do odtworzenia barwnika mitochondrialnego
Hoechst 33342Thermo Fisher ScientificH1399Barwnik kwasów nukleinowych przenikający do komórek
ImageJ/Fiji National Institutes of Health, Bethesda, MD, USASCR_002285Oprogramowanie do analizy 2D
Invitrogen ProLong Gold antifade reagent with DAPI Fisher Scientific, Hampton, NJ, USAP36941Środek do mocowania
KimWipeKimberly-Clark, Irving, TX, USA06-666ARęczniki laboratoryjne
Leica LAS_X software Leica Biosystems, Wetzlar, GermanySCR_013673Oprogramowanie konfokalne
MitoView Fix 640Biotium70075-50ugBarwnik mitochondrialny o długości fali dalekiej
NIS-Elements Advanced Research software Nikon, Melville, NY, USASCR_014329Oprogramowanie do analizy przekroju poprzecznego
Permount Mounting Medium Fisher Scientific, Waltham, MA 02454, USA#SP15-100Ogólne środki montażowe
Prism 9 software GraphPad Software, La Jolla, CA, USARRID: SCR_002798Oprogramowanie do analizy statystycznej
Rhodamine (TRITC)Fisher Scientific; Hampton, NJ, USAAP132RMIPrzeciwciało wtórnego
Stellaris 5 White Light Confocal Microscope and corresponding deconvolution softwareLeica Microsystems, Wetzlar, Germany158301313:158201310:158004752:
158301312:158301314:158401100:
158209011:158301130:158204510:
158301120:158401140:158204511:
15500332:15506428:15506517:155
13859:15521522:15525226:155252
32:15525314:15555009:15555017:
15555046:27100022:155933660:
155933666:155933668:158000640
:158002407:158003150:158004141
:158004201:158004421:158004423
:158200681:158202140:158203114:
158203200:158203220:158204201:
158204510:158204709:158301200:
9I_LL_STELLARIS_C:9T-CLSM-APP
_CLASSC:9WE_LAS_405:9WE_
LAS_WLL:9WE_LL_STELLARIS_C		Mikroskop konfokalny
SZ61Olympus, Breinigsville, PA, USAsz61Mikroskop stereoskopowy
Tissue-Plus O.C.T. Compound Scigen, Fischer Scientific, Hampton, NJ, USA23-730-571Środek do optymalnej temperatury cięcia
Visikol ISigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH1-30Roztwór do klarowania tkanek 1
Visikol IISigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH2-30Roztwór do klarowania tkanek 2
α-bungarotoxin 552Biotrend, Koln, Germany00014Barwnik receptora acetylocholinowy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Memme, J. M., Slavin, M., Moradi, N., Hood, D. A. Mitochondrial bioenergetics and turnover during chronic muscle disuse. Int J Mol Sci. 22 (10), 5179(2021).
  2. Iqbal, S., Hood, D. A. The role of mitochondrial fusion and fission in skeletal muscle function and dysfunction. Front Biosci. 20 (1), 157-172 (2015).
  3. Hyatt, H. W., Powers, S. K. Mitochondrial dysfunction is a common denominator linking skeletal muscle wasting due to disease, aging, and prolonged inactivity. Antioxidants. 10 (4), 588(2021).
  4. Katti, P., et al. Mitochondrial network configuration influences sarcomere and myosin filament structure in striated muscles. Nat Commun. 13, 6058(2022).
  5. Glancy, B. Visualizing mitochondrial form and function within the cell. Trends Mol Med. 26 (1), 58-70 (2020).
  6. Yan, Z., Okutsu, M., Akhtar, Y. N., Lira, V. A. Regulation of exercise-induced fiber type transformation, mitochondrial biogenesis, and angiogenesis in skeletal muscle. J Appl Physiol. 110 (1), 264-274 (2011).
  7. Powers, S. K., Nelson, W. B., Hudson, M. B. Exercise-induced oxidative stress in humans: Cause and consequences. Free Radic Biol Med. 51 (5), 942-950 (2011).
  8. Hyatt, H., Deminice, R., Yoshihara, T., Powers, S. K. Mitochondrial dysfunction induces muscle atrophy during prolonged inactivity: A review of the causes and effects. Arch Biochem Biophys. 662, 49-60 (2019).
  9. Drake, J. C., Yan, Z. Mitophagy in maintaining skeletal muscle mitochondrial proteostasis and metabolic health with ageing. J Physiol. 595 (20), 6391-6399 (2017).
  10. Chen, X., et al. Mitochondrial dysfunction: Roles in skeletal muscle atrophy. J Transl Med. 21 (1), 503(2023).
  11. Zhang, Z., Sliter, D. A., Bleck, C. K. E., Ding, S. Fis1 deficiencies differentially affect mitochondrial quality in skeletal muscle. Mitochondrion. 49, 217-226 (2019).
  12. Silva, K. A. S., et al. Angiotensin II suppresses autophagy and disrupts ultrastructural morphology and function of mitochondria in mouse skeletal muscle. J Appl Physiol. 126 (6), 1550-1562 (2019).
  13. Cattin, A. L., et al. Macrophage-induced blood vessels guide Schwann cell-mediated regeneration of peripheral nerves. Cell. 162 (5), 1127-1139 (2015).
  14. Caillaud, M., Richard, L., Vallat, J. M., Desmoulière, A., Billet, F. Peripheral nerve regeneration and intraneural revascularization. Neural Regen Res. 14 (1), 24-33 (2019).
  15. Girouard, M. P., Bueno, M., Julian, V., Drake, S., Byrne, A. B., Fournier, A. E. The molecular interplay between axon degeneration and regeneration. Dev Neurobiol. 78 (10), 978-990 (2018).
  16. Belanger, K., Dinis, T. M., Taourirt, S., Vidal, G., Kaplan, D. L., Egles, C. Recent strategies in tissue engineering for guided peripheral nerve regeneration. Macromol Biosci. 16 (4), 472-481 (2016).
  17. Waller, A. Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations produced thereby in the structure of their primitive fibers. Philos Trans R Soc Lond. 140, 423-429 (1850).
  18. Napoli, I., et al. A central role for the ERK-signaling pathway in controlling Schwann cell plasticity and peripheral nerve regeneration in vivo. Neuron. 73 (4), 729-742 (2012).
  19. Jessen, K. R., Mirsky, R. The repair Schwann cell and its function in regenerating nerves. J Physiol. 594 (13), 3521-3531 (2016).
  20. Hastings, R. L., Mikesh, M., Lee, Y. I., Thompson, W. J. Morphological remodeling during recovery of the neuromuscular junction from terminal Schwann cell ablation in adult mice. Sci Rep. 10 (1), 11132(2020).
  21. Glancy, B., Kim, Y., Katti, P., Willingham, T. B. The functional impact of mitochondrial structure across subcellular scales. Front Physiol. 11, 541040(2020).
  22. Stahon, K. E., Bastian, C., Griffith, S., Kidd, G. J., Brunet, S., Baltan, S. Age-related changes in axonal and mitochondrial ultrastructure and function in white matter. J Neurosci. 36 (39), 9990-10001 (2016).
  23. Suh, J., et al. Mitochondrial fragmentation and donut formation enhance mitochondrial secretion to promote osteogenesis. Cell Metab. 35 (2), 345-360.e7 (2023).
  24. Laker, R. C., et al. A novel MitoTimer reporter gene for mitochondrial content, structure, stress, and damage in vivo. J Biol Chem. 289 (17), 12005-12015 (2014).
  25. Fernando, C. A., Pangan, A. M., Cornelison, D., Segal, S. S. Recovery of blood flow regulation in microvascular resistance networks during regeneration of mouse gluteus maximus muscle. J Physiol. 597 (5), 1401-1417 (2019).
  26. Hammers, D. W., et al. The D2.mdx mouse as a preclinical model of the skeletal muscle pathology associated with Duchenne muscular dystrophy. Sci Rep. 10 (1), 14070(2020).
  27. Willingham, T. B., Ajayi, P. T., Glancy, B. Subcellular specialization of mitochondrial form and function in skeletal muscle cells. Front Cell Dev Biol. 9, 757305(2021).
  28. Ramos, S. V., Hughes, M. C., Delfinis, L. J., Bellissimo, C. A., Perry, C. G. R. Mitochondrial bioenergetic dysfunction in the D2.mdx model of Duchenne muscular dystrophy is associated with microtubule disorganization in skeletal muscle. PLoS One. 15 (10), e0237138(2020).
  29. Rosen, H. G., et al. Inhibition of mitochondrial fission protein Drp1 ameliorates myopathy in the D2-mdx model of Duchenne muscular dystrophy. bioRxiv. , (2024).
  30. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  31. Ino, D., Iino, M. Schwann cell mitochondria as key regulators in the development and maintenance of peripheral nerve axons. Cell Mol Life Sci. 74 (5), 827-835 (2017).
  32. Pareyson, D., Piscosquito, G., Moroni, I., Salsano, E., Zeviani, M. Peripheral neuropathy in mitochondrial disorders. Lancet Neurol. 12 (10), 1011-1024 (2013).
  33. Schröder, J. M., Sommer, C. Mitochondrial abnormalities in human sural nerves: Fine structural evaluation of cases with mitochondrial myopathy, hereditary and non-hereditary neuropathies, and review of the literature. Acta Neuropathol. 82 (6), 471-482 (1991).
  34. Schröder, J. M. Neuropathy associated with mitochondrial disorders. Brain Pathol. 3 (2), 177-190 (1993).
  35. Santosa, K. B., Keane, A. M., Jablonka-Shariff, A., Vannucci, B., Snyder-Warwick, A. K. Clinical relevance of terminal Schwann cells: An overlooked component of the neuromuscular junction. J Neurosci Res. 96 (7), 1125-1135 (2018).
  36. Morton, A. B., et al. Inducible deletion of endothelial cell Efnb2 delays capillary regeneration and attenuates myofibre reinnervation following myotoxin injury in mice. J Physiol. 602 (19), 4907-4927 (2024).
  37. Morton, A. B., Norton, C. E., Jacobsen, N. L., Fernando, C. A., Cornelison, D. D. W., Segal, S. S. Barium chloride injures myofibers through calcium-induced proteolysis with fragmentation of motor nerves and microvessels. Skelet Muscle. 9 (1), 27(2019).
  38. Sukhorukov, V. M., Dikov, D., Reichert, A. S., Meyer-Hermann, M. Emergence of the mitochondrial reticulum from fission and fusion dynamics. PLoS Comput Biol. 8 (10), e1002745(2012).
  39. Ferramosca, A., Zara, V. Mitochondrial carriers and substrate transport network: A lesson from Saccharomyces cerevisiae. Int J Mol Sci. 22 (16), (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mitochondrial MorphologyIn Situ QuantificationSkeletal MuscleTerminal Schwann CellsConfocal MicroscopyMitochondrial NetworkMembrane Potential DyeMitochondrial FragmentationNeuromuscular JunctionS100 Reporter Mice

Powiązane artykuły