Method Article

Metody in situ ilościowego pomiaru morfologii mitochondriów w mięśniach i komórkach Schwanna końcowych myszy

DOI:

10.3791/69732

⸱

April 10th, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Kinesiology and Sport Management, College of Education and Human Development, Texas A&M University, College Station, 2National Institutes of Health

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Miejscowe wstrzyknięcia barwnika mitochondrialnego oznacza końcowe mitochondria komórek Schwanna in vivo do mikroskopii konfokalnej. Ta metoda wykorzystuje dowód koncepcji wykazanej w tkance mięśniowej szkieletowej myszy ze zdrowymi lub chorymi mięśniami, aby zapewnić wysoką rozdzielczość wizualizowania mitochondriów.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Morfologia sieci mitochondriów jest szeroko stosowana jako wskaźnik zdrowia komórkowego; jednak ilościowa ocena struktury mitochondriów w nienaruszonych tkankach pozostaje technicznie wymagająca. Komórki Schwanna końcowe (tSCs), które są niezbędne dla utrzymania i regeneracji złącza nerwowo-mięśniowego, są szczególnie trudne do analizy in situ ze względu na ich anatomiczne położenie i wrażliwość na uszkodzenie tkanki. Niniejszy protokół opisuje powtarzalne podejście do oznakowywania i ilościowej oceny trójwymiarowej morfologii sieci mitochondriów w całym tkance mięśniowej szkieletowej oraz w tSCs u myszy przy użyciu standardowej mikroskopi konfokalnej. Metoda wykorzystuje in vivo dostarczanie wrażliwego na potencjał błonowy barwnika mitochondriów, po którym następuje szybkie przetwarzanie tkanki i wysokiej rozdzielczości konfokalne obrazowanie. Stosy obrazów są analizowane w celu ilościowej oceny łączności, powierzchni i fragmentacji sieci mitochondriów. Protokół jest najpierw zweryfikowany na dystroficznej i zdrowej tkance mięśniowej, aby potwierdzić oczekiwane różnice w morfologii mitochondriów, a następnie jest dostosowany do wizualizowania i ilościowej oceny sieci mitochondriów w tSCs zidentyfikowanych za pomocą reportera S100β myszy. Takie podejście umożliwia analizę morfologii mitochondriów w nienaruszonych tkankach nerwowo-mięśniowych bez konieczności stosowania transgenicznych reporterów mitochondriów lub specjalistycznych platform obrazowań. Protokół wymaga tylko sprzętu powszechnie dostępnego w centrum uniwersyteckim i może być dostosowany do innych cienkich lub powierzchownie dostępnych tkanek.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mitochondria są niezwykle plastycznymi organellami, które działają jak płuca komórki, zużywając tlen podczas oddychania komórkowego do wspierania produkcji adenozynotrifosforanu (ATP) w odpowiedzi na zapotrzebowanie metaboliczne1. Chociaż kiedyś uważano je za oddzielne organelle, obecnie wiadomo, że mitochondria są silnie zintegrowane2,3,4, dzieląc podłoże energetyczne w całym ich sieci zgodnie z lokalnymi wymaganiami. Integracja zapewnia wyraźną przewagę nad izolacją: połączone mitochondria wspierają deficyty energetyczne, utrzymując gradienty elektrochemiczne dla fosforylacji oksydacyjnej podczas podwyższonego zapotrzebowania metabolicznego. Rzeczywiście, rozmieszczenie, objętość i morfologia mitochondriów dostosowuje się do potrzeb energetycznych w ich pobliżu5. W zdrowiu, regularny obrót sieci mitochondriów jest utrzymywany poprzez biogenezę mitochondriów, zdarzenia fuzji i fiksji oraz mitofagię2,3. Biogeneza mitochondriów jest wymagana do utrzymania i rozszerzania zdrowych mitochondriów. Zapotrzebowanie metaboliczne, takie jak aktywność fizyczna, zwiększa ekspresję koaktywator receptora peroksysomowego proliferytor-aktywowanego γ (PGC-1α)5. Ten proces zachodzi za pośrednictwem pierwotnych sygnałów wytrzymałości, szczególnie podniesionego poziomu kinazy aktywowanej przez AMP (AMPK), wapnia i gatunków reaktywnych tlenu6,7. Fuzja rozszerza sieci, promując przetrwanie i uzupełniając niedobory, podczas gdy fiksja łagodzi dalsze uszkodzenia mitochondriów poprzez preferencyjne wykluczenie dysfunkcyjnych regionów2,3,8. Po usunięciu, wykluczane regiony muszą przejść przez mitofagie, zapobiegając akumulacji dysfunkcyjnych organelli i białek6,9.

Mięśnie szkieletowe stanowią około 40% masy ciała i polegają na mitochondriach dla metabolizmu tlenowego i sygnalizacji komórkowej w celu utrzymania homeostazy10. Łącznie, w warunkach dysfunkcji mięśni szkieletowych, mechanizmy kontroli jakości mitochondriów są upośledzone10. Badania dysfunkcji mięśni zazwyczaj mierzą oddychanie mitochondriów, objętość, morfologię i produkcję reaktywnych gatunków tlenu (ROS) w celu oceny jakości mitochondriów3,10. Pod tym względem, podczas przewlekłej dysfunkcji mięśni, oddychanie mitochondriów jest zmniejszone, podczas gdy ROS są zwiększone, a sieci są rozbite3,10. Zakłócenia w morfologii mitochondriów powstają głównie z aktywacji białek fiksji mitochondriów, białka dynaminy związanego z DRP1 (DRP1) i fiksji mitochondriów 1 (FIS1)2,8,11. W odpowiedzi na atrofię mięśni, FIS1, znajdujący się na powierzchni zewnętrznej błony mitochondriów, rekrutują DRP1 do oligomeryzacji z wieloma dimerkami DRP1, aby stworzyć filament wokół mitochondriów, zmniejszając ich rozmiar, aż dany odcinek mitochondriów jest “szczypnąć”, promując fragmentację3,11. Razem, nadmierność fiksji mitochondriów, zmniejszenie fuzji nowo utworzonych mitochondriów i dysfunkcyjna mitofagia są odpowiedzialne za fragmentowany wygląd dysfunkcyjnych sieci mitochondriów, takich jak te opisane w nieaktywnym lub chorym mięśniu2,12.

Przestrzeń nerwowo-mięśniowa (NMJ) jest miejscem pobudzenia mięśniowego. Potencjały czynnościowe inicjowane w somie propagują się wzdłuż aksonów, osłoniętych przez Schwannowe komórki mielinizujące (SC), i kończą się w NMJ, które są otoczone przez terminalne Schwannowe komórki (tSC). NMJ mogą się regenerować po urazie. Jednak prawdopodobieństwo i szybkość regeneracji zmniejszają się w miarę wzrostu odległości między miejscem urazu a NMJ13,14. Po urazie nerwu przez przecięcie, ściskanie lub rozciąganie, SC dedyferencjuje się do stanu progenitorowego bez mieliny15,16. Demyelinizowane SC proliferują i pracują wspólnie z makrofagami, aby przekształcić lokalne środowisko dla regeneracji, oczyszczając gruz między miejscem urazu a proksymalnym kikutem aksonalnym poprzez zwyrodnienie Walleriana17,18. Migracyjne SC sygnalizują reakcję zapalną, która przekształca środowisko dla pomyślnej regeneracji nerwu18. Regeneracja nerwu zachodzi wewnątrz osłonki nerwowej utworzonej przez progenitorowe SC, które tworzą pasma Bunger, przez które aksony ponownie rosną19. Stąd aksonowy ściąg wydłuża filopodia, aby

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sześciomiesięczne (n=3) dorosłe samce DBA/2J [Wild-type (WT)] (RRID: IMSR_JAX:000671) i D2.B10-DMDD2.mdx/J [D2.mdx (mdx)] (RRID: IMSR_JAX:013141), a także trzy- do pięciomiesięcznych (n=8) dorosłych samców i samic B6; D2-Tg(S100-EGFP)1Wjt/J (S100B) (RRID: IMSR_JAX:005621) [również łączone z WT, ponieważ nie występują różnice w porównaniu z DBA] zostały użyte z bieżącej kolonii myszy utrzymywanej przez badaczy. Ogólny przebieg eksperymentu dla wstrzyknięć TA i GM, przetwarzania tkanki i obrazowania jest przedstawiony na Rycinie 1. Dodatkowo jedna mysz D2.mdx została przekazana na potrzeby obrazowania tSC w mdx (n=1). Wszystkie procedury zwierzęce zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Stosowania w Texas A&M University (AUP 2022-0215) i zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem ds. Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi Narodowej Rady Badań (8. wydanie)30. Eutanazję wykonano przez złamanie szyi pod nadmiarową dawką znieczulenia izofluranem.

1. Przygotowanie fluorescującego roztworu barwnika mitochondrialnego o stężeniu roboczym 2 μM

  1. Zawieś barwnik mitochondrialny (50 μg) w 322 μL dimetylosulfonu (DMSO) zgodnie z instrukcjami producenta, aby przygotować 200 μM roztwór stockowy.
  2. Aby przygotować 30 mL 2 μM roztworu roboczego, przenieś 300 μL 200 μM roztworu stockowego do 29,7 mL sterylnego soli fizjologicznej. Dokładnie wymieszaj.
  3. Podziel 250 μL 2 μM roztworu roboczego na mikroprobówki i przechowuj w temperaturze -80 °C aż do użycia.
    UWAGA: Po 3 latach przechowywania w temperaturze -80 °C nie stwierdzono wykrywalnej degradacji sygnału.

2. Barwnik i przygotowanie zwierzęcia

  1. Roztapiaj jedną zamrożoną alikwotę 15 minut przed eksperymentem. Wstrzyknij roztwór do igły insulinowej 30 G, 1 cc.
  2. Znieczulić zwierzę izofluranem. Nałożyć maść okulistyczną, ogolić miejsce wstrzyknięcia i utrzymywać temperaturę ciała za pomocą lampy grzewczej z sondą temperatury umieszczoną między zwierzęciem a źródłem ciepła.
  3. Wyczyść ogolone miejsce wstrzyknięcia 70% izopropylowym alkoholem.

3. Podawanie barwnika mitochondrialnego do mięśnia przednio-bocznego łydki (TA) i jego funkcja

  1. Podawanie barwnika do mięśnia TA
    1. Pod znieczuleniem wstrzyknij 50 μL 2 μM barwnika mitochondrialnego do lewego lub prawego mięśnia TA u znieczulonych myszy WT i D2.mdx.
    2. Włóż igłę w dystalnym naczyniówkowym w kierunku kolana i uciśnij tłoczek podczas wyciągania igły wzdłuż ścieżki wstrzyknięcia.
    3. Inkubuj barwnik in vivo przez 1 godzinę przed sekcją.
  2. Pomiar funkcji mięśnia TA
    1. Po 45 minutach inkubacji barwnika znieczulić mysz izofluranem (2%–3% indukcja, 1,5%–2% podtrzymanie w tlenie).
    2. Chirurgicznie eksponować lewy mięsień TA, zachowując otaczające tkanki. Zwiąż dystalne naczyniówkowo z belką obciążeniową systemu testującego mięśnie.
    3. Owinąć eksponowany mięsień ściereczką laboratoryjną i irygować w tempie 3 mL min1 0,9% sterylnym solen fizjologicznym podgrzanym do 40 °C. Utrzymać temperaturę mięśnia na poziomie 32 °C za pomocą lampy grzewczej.
    4. Umieścić elektrody z platynowo-irydowego drutu przez brzusiec mięśnia do bezpośredniego stymulacji.
    5. Przymocować belkę obciążeniową do mikrometru i dostosować optymalną długość (L0) za pomocą skurczu twicka (Tw) z częstotliwością 1 Hz. Zmierzyć L0 za pomocą cyfrowego kalibra.
    6. Wywołać maksymalne skurcze tetaniczne (P0) trzykrotnie z częstotliwością 140 Hz, z 60 s przerwą między skurczam. Zmierzyć najwyższą wartość siły (g). Zbierać dane za pomocą systemu funkcji mięśni z oprogramowaniem analitycznym.
  3. Przetwarzanie tkanki mięśnia TA
    1. Po inkubacji, odizolować i przeciąć mięsień TA przed eutanazją.
    2. Umieścić odizolowanych pakietów włókien mięśniowych w 4% paraformaldehydzie w temperaturze pokojowej przez 15 minut, delikatnie rozdzielając włókna pod stereomikroskopem.
      UWAGA: Paraformaldehyd jest toksyczny i należy z nim obchodzić się w komorze wyciągowej, używając odpowiednich środków ochrony osobistej (fartuch laboratoryjny, rękawice i okulary ochronne).
    3. Dodaj nu

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sieci mitochondrialne wykazywały oczekiwane zmniejszenie łączności
Przedstawiono reprezentatywne 3D zdjęcia fluorescencyjnych skanów mięśnia TA u dwóch grup, WT i mdx, uzyskano je za pomocą mikroskopii konfokalnej (Rysunek 2). W porównaniu z grupą WT, łączność mitochondrialna wydaje się zmniejszona u myszy mdx w porównaniu z WT (Rysunek 2A–D). U myszy mdx zaobserwowano większą liczbę małych mitochondrialnych fragmentów [<1...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lokalizacja mitochondriów wewnątrz struktur komórkowych, a także ich morfologia, koreluje ze zdrowiem mitochondrialnym i zapotrzebowaniem metabolicznym21. Biorąc pod uwagę kliniczne znaczenie zdrowia mitochondrialnego, w połączeniu z różnorodnymi kinetykami oddychania i morfologią różnych typów komórek, opracowano metodę ocenę morfologii mitochondriów w tSC-ach opartą na konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej, która została wcześniej przetestowana na mięśniach szkieletowych, dostarczając informa...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują dr Mariappanowi Muthuchamy'emu, Mendellowi Rimerowi i Peterowi Nghiemowi za hojne udostępnienie myszy D2.mdx użytych do oceny mitochondrialnych tSC. Praca ta była wspierana przez Sydney and J.L. Huffines Institute for Sports Medicine and Human Performance Student Research Grant oraz fundusze z College of Education and Human Development na Texas A&M University. A.B.M. był również wspierany przez NIH LRP (NIAMS, 2L40AR077899-02A3).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
3-in-1 Whole Animal SystemAurora Scientific, Ontario, Canada1300ASystem do badania funkcji mięśni z oprogramowaniem do analizy
AIVIA Leica Microsystems, Bellevue, WA, USA15Oprogramowanie do analizy obrazów sterowanego przez AI
anti-laminin MilliporeSigmaL9393-.2mLOznacznik granic miofibrili
B6; D2-Tg(S100-EGFP)1Wjt/J Szczur RasowyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:005621S100β
Cryostar NX50 CryostatEpredia, Kalamazoo, MI, USAhttps://www.epredia.com/products/histology-instruments/cryotomy/cryostar-nx50Cryostat
D2.B10-DMDD2.mdx/J Szczur RasowyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:13141D2.mdx
DBA/2J Szczur RasowyJackson Labs, Bar Harbor, MEJAX:00671WT
Dimethyl Sulfoxide (DMSO)Fisher Scientific; Hampton, NJ, USABP231-100Reagent odtwarzający barwnik mitochondrialny
Hoechst 33342Thermo Fisher ScientificH1399Barwnik kwasów nukleinowych przenikający przez komórki
ImageJ/Fiji National Institutes of Health, Bethesda, MD, USASCR_002285Oprogramowanie do analizy 2D
Invitrogen ProLong Gold antifade reagent with DAPI Fisher Scientific, Hampton, NJ, USAP36941Środek do montażu
KimWipeKimberly-Clark, Irving, TX, USA06-666ARęczniki laboratoryjne
Leica LAS_X software Leica Biosystems, Wetzlar, GermanySCR_013673Oprogramowanie konfokalne
MitoView Fix 640Biotium70075-50ugBarwnik mitochondrialny o barwie czerwono-pomarańczowej
NIS-Elements Advanced Research software Nikon, Melville, NY, USASCR_014329Oprogramowanie do analizy przekroju poprzecznego
Permount Mounting Medium Fisher Scientific, Waltham, MA 02454, USA#SP15-100Środek do montażu
Prism 9 software GraphPad Software, La Jolla, CA, USARRID: SCR_002798Oprogramowanie do analizy statystycznej
Rhodamine (TRITC)Fisher Scientific; Hampton, NJ, USAAP132RMIPrzeciwciało wtórnego
Stellaris 5 White Light Confocal Microscope and corresponding deconvolution softwareLeica Microsystems, Wetzlar, Germany158301313:158201310:158004752:
158301312:158301314:158401100:
158209011:158301130:158204510:
158301120:158401140:158204511:
15500332:15506428:15506517:155
13859:15521522:15525226:155252
32:15525314:15555009:15555017:
15555046:27100022:155933660:
155933666:155933668:158000640
:158002407:158003150:158004141
:158004201:158004421:158004423
:158200681:158202140:158203114:
158203200:158203220:158204201:
158204510:158204709:158301200:
9I_LL_STELLARIS_C:9T-CLSM-APP
_CLASSC:9WE_LAS_405:9WE_
LAS_WLL:9WE_LL_STELLARIS_C		Mikroskop konfokalny
SZ61Olympus, Breinigsville, PA, USAsz61Mikroskop stereoskopowy
Tissue-Plus O.C.T. Compound Scigen, Fischer Scientific, Hampton, NJ, USA23-730-571Środek do utrzymania optymalnej temperatury podczas cięcia
Visikol ISigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH1-30Roztwór do oczyszczania tkanek 1
Visikol IISigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAH2-30Roztwór do oczyszczania tkanek 2
α-bungarotoxin 552Biotrend, Koln, Germany00014Barwnik receptora acetylocholinowe

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Memme, J. M., Slavin, M., Moradi, N., Hood, D. A. Mitochondrial bioenergetics and turnover during chronic muscle disuse. Int J Mol Sci. 22 (10), 5179(2021).
  2. Iqbal, S., Hood, D. A. The role of mitochondrial fusion and fission in skeletal muscle function and dysfunction. Front Biosci. 20 (1), 157-172 (2015).
  3. Hyatt, H. W., Powers, S. K. Mitochondrial dysfunction is a common denominator linking skeletal muscle wasting due to disease, aging, and prolonged inactivity. Antioxidants. 10 (4), 588(2021).
  4. Katti, P., et al. Mitochondrial network configuration influences sarcomere and myosin filament structure in striated muscles. Nat Commun. 13, 6058(2022).
  5. Glancy, B. Visualizing mitochondrial form and function within the cell. Trends Mol Med. 26 (1), 58-70 (2020).
  6. Yan, Z., Okutsu, M., Akhtar, Y. N., Lira, V. A. Regulation of exercise-induced fiber type transformation, mitochondrial biogenesis, and angiogenesis in skeletal muscle. J Appl Physiol. 110 (1), 264-274 (2011).
  7. Powers, S. K., Nelson, W. B., Hudson, M. B. Exercise-induced oxidative stress in humans: Cause and consequences. Free Radic Biol Med. 51 (5), 942-950 (2011).
  8. Hyatt, H., Deminice, R., Yoshihara, T., Powers, S. K. Mitochondrial dysfunction induces muscle atrophy during prolonged inactivity: A review of the causes and effects. Arch Biochem Biophys. 662, 49-60 (2019).
  9. Drake, J. C., Yan, Z. Mitophagy in maintaining skeletal muscle mitochondrial proteostasis and metabolic health with ageing. J Physiol. 595 (20), 6391-6399 (2017).
  10. Chen, X., et al. Mitochondrial dysfunction: Roles in skeletal muscle atrophy. J Transl Med. 21 (1), 503(2023).
  11. Zhang, Z., Sliter, D. A., Bleck, C. K. E., Ding, S. Fis1 deficiencies differentially affect mitochondrial quality in skeletal muscle. Mitochondrion. 49, 217-226 (2019).
  12. Silva, K. A. S., et al. Angiotensin II suppresses autophagy and disrupts ultrastructural morphology and function of mitochondria in mouse skeletal muscle. J Appl Physiol. 126 (6), 1550-1562 (2019).
  13. Cattin, A. L., et al. Macrophage-induced blood vessels guide Schwann cell-mediated regeneration of peripheral nerves. Cell. 162 (5), 1127-1139 (2015).
  14. Caillaud, M., Richard, L., Vallat, J. M., Desmoulière, A., Billet, F. Peripheral nerve regeneration and intraneural revascularization. Neural Regen Res. 14 (1), 24-33 (2019).
  15. Girouard, M. P., Bueno, M., Julian, V., Drake, S., Byrne, A. B., Fournier, A. E. The molecular interplay between axon degeneration and regeneration. Dev Neurobiol. 78 (10), 978-990 (2018).
  16. Belanger, K., Dinis, T. M., Taourirt, S., Vidal, G., Kaplan, D. L., Egles, C. Recent strategies in tissue engineering for guided peripheral nerve regeneration. Macromol Biosci. 16 (4), 472-481 (2016).
  17. Waller, A. Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations produced thereby in the structure of their primitive fibers. Philos Trans R Soc Lond. 140, 423-429 (1850).
  18. Napoli, I., et al. A central role for the ERK-signaling pathway in controlling Schwann cell plasticity and peripheral nerve regeneration in vivo. Neuron. 73 (4), 729-742 (2012).
  19. Jessen, K. R., Mirsky, R. The repair Schwann cell and its function in regenerating nerves. J Physiol. 594 (13), 3521-3531 (2016).
  20. Hastings, R. L., Mikesh, M., Lee, Y. I., Thompson, W. J. Morphological remodeling during recovery of the neuromuscular junction from terminal Schwann cell ablation in adult mice. Sci Rep. 10 (1), 11132(2020).
  21. Glancy, B., Kim, Y., Katti, P., Willingham, T. B. The functional impact of mitochondrial structure across subcellular scales. Front Physiol. 11, 541040(2020).
  22. Stahon, K. E., Bastian, C., Griffith, S., Kidd, G. J., Brunet, S., Baltan, S. Age-related changes in axonal and mitochondrial ultrastructure and function in white matter. J Neurosci. 36 (39), 9990-10001 (2016).
  23. Suh, J., et al. Mitochondrial fragmentation and donut formation enhance mitochondrial secretion to promote osteogenesis. Cell Metab. 35 (2), 345-360.e7 (2023).
  24. Laker, R. C., et al. A novel MitoTimer reporter gene for mitochondrial content, structure, stress, and damage in vivo. J Biol Chem. 289 (17), 12005-12015 (2014).
  25. Fernando, C. A., Pangan, A. M., Cornelison, D., Segal, S. S. Recovery of blood flow regulation in microvascular resistance networks during regeneration of mouse gluteus maximus muscle. J Physiol. 597 (5), 1401-1417 (2019).
  26. Hammers, D. W., et al. The D2.mdx mouse as a preclinical model of the skeletal muscle pathology associated with Duchenne muscular dystrophy. Sci Rep. 10 (1), 14070(2020).
  27. Willingham, T. B., Ajayi, P. T., Glancy, B. Subcellular specialization of mitochondrial form and function in skeletal muscle cells. Front Cell Dev Biol. 9, 757305(2021).
  28. Ramos, S. V., Hughes, M. C., Delfinis, L. J., Bellissimo, C. A., Perry, C. G. R. Mitochondrial bioenergetic dysfunction in the D2.mdx model of Duchenne muscular dystrophy is associated with microtubule disorganization in skeletal muscle. PLoS One. 15 (10), e0237138(2020).
  29. Rosen, H. G., et al. Inhibition of mitochondrial fission protein Drp1 ameliorates myopathy in the D2-mdx model of Duchenne muscular dystrophy. bioRxiv. , (2024).
  30. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  31. Ino, D., Iino, M. Schwann cell mitochondria as key regulators in the development and maintenance of peripheral nerve axons. Cell Mol Life Sci. 74 (5), 827-835 (2017).
  32. Pareyson, D., Piscosquito, G., Moroni, I., Salsano, E., Zeviani, M. Peripheral neuropathy in mitochondrial disorders. Lancet Neurol. 12 (10), 1011-1024 (2013).
  33. Schröder, J. M., Sommer, C. Mitochondrial abnormalities in human sural nerves: Fine structural evaluation of cases with mitochondrial myopathy, hereditary and non-hereditary neuropathies, and review of the literature. Acta Neuropathol. 82 (6), 471-482 (1991).
  34. Schröder, J. M. Neuropathy associated with mitochondrial disorders. Brain Pathol. 3 (2), 177-190 (1993).
  35. Santosa, K. B., Keane, A. M., Jablonka-Shariff, A., Vannucci, B., Snyder-Warwick, A. K. Clinical relevance of terminal Schwann cells: An overlooked component of the neuromuscular junction. J Neurosci Res. 96 (7), 1125-1135 (2018).
  36. Morton, A. B., et al. Inducible deletion of endothelial cell Efnb2 delays capillary regeneration and attenuates myofibre reinnervation following myotoxin injury in mice. J Physiol. 602 (19), 4907-4927 (2024).
  37. Morton, A. B., Norton, C. E., Jacobsen, N. L., Fernando, C. A., Cornelison, D. D. W., Segal, S. S. Barium chloride injures myofibers through calcium-induced proteolysis with fragmentation of motor nerves and microvessels. Skelet Muscle. 9 (1), 27(2019).
  38. Sukhorukov, V. M., Dikov, D., Reichert, A. S., Meyer-Hermann, M. Emergence of the mitochondrial reticulum from fission and fusion dynamics. PLoS Comput Biol. 8 (10), e1002745(2012).
  39. Ferramosca, A., Zara, V. Mitochondrial carriers and substrate transport network: A lesson from Saccharomyces cerevisiae. Int J Mol Sci. 22 (16), (2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mitochondrial MorphologyIn Situ QuantificationSkeletal MuscleTerminal Schwann CellsConfocal MicroscopyMitochondrial NetworkMembrane Potential DyeMitochondrial FragmentationNeuromuscular JunctionS100 Reporter Mice

Related Articles