Artykuł metodologiczny

Różnicowanie i indukcja gromadzenia kropelek lipidowych w ludzkich adipocytach jako model do badania otyłości in vitro

273 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69759

⸱

20 marca 2026

 ,  ,  , 
1Department of Cell Pathology, Faculty of Biotechnology, University of Wroclaw

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiony protokół ma na celu opracowanie modelu komórkowego naśladującego ludzką otyłość. Aby to osiągnąć, ludzkie komórki macierzyste pochodzenia tłuszczowego są zróżnicowane w adipocyty, które następnie są tuczone za pomocą mieszaniny wybranych kwasów tłuszczowych.

Streszczenie

Zmiany tkanki tłuszczowej związane z otyłością zmieniają lokalne profile wydzielnicze i wpływają na interakcje z innymi otaczającymi komórkami, w tym komórkami nowotworowymi. Ciągłe dostarczanie składników odżywczych zmienia metabolizm komórek tłuszczowych, czyniąc je rezerwuarem lipidów. Zazwyczaj badania nad mechanizmami otyłości opierają się na modelach zwierzęcych, które jednak nie pozwalają na analizę procesów metabolicznych na poziomie komórkowym. Dlatego istnieje potrzeba opracowania wiarygodnego modelu in vitro otyłości ludzkiej, który pomoże zbadać zmiany w funkcji otyłych adipocytów w porównaniu do ich szczupłych odpowiedników. Praca ta przedstawia protokół różnicowania ludzkich adipocytów od ich prekursorów (komórek macierzystych pochodzących z tłuszczu) przy użyciu mieszaniny insuliny, izobutyl-1-metyloksantyny, deksametazonu i indometacyny. Następnie zróżnicowane adipocyty inkubowano zestawem kwasów tłuszczowych, w tym linoleian, palmitian i oleian, aby wspierać akumulację lipidów. W efekcie osiągnięto cenny model naśladujący komórki przerostowe w warunkach otyłości, który może być wykorzystany do dalszych badań.

Wprowadzenie

Otyłość uważana jest za główny czynnik ryzyka wielu chorób, takich jak zaburzenia układu mięśniowo-szkieletowego, choroby sercowo-naczyniowe, insulinooporność, zespół metaboliczny, cukrzyca oraz wybrane typy nowotworów1. Otyłość jest jednym z najbardziej zauważalnych i niedocenianych problemów zdrowia publicznego, którego przyczyny są wieloelementarne. Krótko mówiąc, otyłość jest wywoływana przez zaburzenia równowagi między spożywanymi a zużywanymi kaloriami, co skutkuje zwiększonym magazynowaniem tłuszczu2. Nadmiar kalorii prowadzi do patologicznego rozrostu i zaburzenia funkcjonowania tkanki tłuszczowej (AT), kluczowego elementu w kontroli homeostazy energetycznej przez organizm.

Adipocyty są głównym składnikiem komórkowym AT3. Głównym czynnikiem wzrostu AT w warunkach otyłości jest hipertrofia komórek, czyli wzrost objętości adipocytów poprzez wzrost ilości tłuszczu zgromadzonego w cytoplazmie w postaci kropelek lipidowych (LDs)4. Nawet jeśli otyłość jest złożonym zaburzeniem patologicznym, badania nad biologicznym funkcjonowaniem adipocytów mogą posłużyć jako model do analizy jej przyczyn i poszukiwania nowych strategii leczenia. Podkreśla to potrzebę głębszego zrozumienia molekularnych mechanizmów napędzających zmiany w funkcji adipocytów, aby opracować nowe strategie terapeutyczne ukierunkowane na choroby związane z otyłością.

Modele zwierzęce są najbliższe odzwierciedleniu warunków fizjologicznych, co czyni je szeroko wykorzystywanymi do badań in vivo nad otyłością5. Jednak wyciąganie wniosków na temat podstawowych procesów biologicznych na poziomie komórkowym pozostaje bardzo trudne w tak wielowarstwowym systemie, który sprzyja zastosowaniu modeli adipocytów in vitro . Badania in vitro najczęściej opierają się na modelu komórek 3T3-L1 u myszy, który w odpowiednich warunkach uzyskuje fenotyp6 podobny do adipocytów. Niemniej jednak, ze względu na swoje pochodzenie, model ten nie może być stosowany w bardziej złożonych analizach, takich jak warunki współhodowli z komórkami ludzkimi, a wyniki nie zawsze mogą być bezpośrednio przetłumaczone na ludzkie adipocyty. Z tych wszystkich powodów poszukiwany jest model naśladujący otyłość u ludzi, a użycie ludzkich komórek macierzystych pochodzących z tłuszczu (ADSC) wraz z ich późniejszą różnicowaniem wydaje się racjonalne. Model ten jest zatem najbardziej odpowiedni do badania przerostu adipocytów u człowieka in vitro ze względu na jego niską złożoność. Umożliwia porównanie parametrów pojedynczego typu hodowli komórek w różnych warunkach, co jest niemożliwe in vivo ze względu na obecność wielu typów komórek w tkance tłuszczowej.

Ludzkie preadipocyty oraz komórki macierzyste pochodzące z tłuszczu wyizolowane z AT są najczęstszymi przykładami badania dysfunkcji tej tkanki6. Te komórki, po różnicowaniu, stanowią atrakcyjny model modulacji poziomów LD w adipocytach poprzez dodatkowe tuczenie. Niemniej jednak, istnieje stosunkowo niewiele badań analizujących hipertrofię w komórkach ludzkich 7,8,9, a większość z nich wykorzystuje tylko jeden rodzaj kwasu tłuszczowego (FA) do indukowania akumulacji LD.

Protokół ten proponuje uzupełnianie ludzkich adipocytów mieszanką FA (palmitian, oleanów i linoleanów), aby naśladować środowiska związane z otyłością. Pozwala to na stworzenie narzędzia opartego na ludzkich adipocytach przeciążonych lipidami, które można bezpośrednio porównać z kontrolnymi (naiwnymi) komórkami tłuszczowymi. Model ten może być następnie wykorzystywany do badania zmian fenotypowych i funkcjonalnych między adipocytami prawidłowymi i przerostowymi, lub, jeśli jest to potrzebne, do eksperymentów z warunkami współhodowli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Stosuj techniki sterylne, aby wykonać wszystkie etapy protokołu w okapu hodowli komórek laminarnego. Zobacz Tabelę materiałów, aby poznać szczegóły dotyczące wszystkich odczynników i sprzętu. Opisany poniżej protokół różnicowania jest odpowiedni dla ludzkich komórek macierzystych pochodzących z tłuszczu i może różnić się w zależności od innych typów komórek oraz ich pochodzenia. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie ADSC do różnicowania

  1. Przygotować podłoże wzrostu ADSC (ADSCs GM): Uzupełnij zmodyfikowane medium Eagle Medium (DMEM) Dulbecco zawierające 1 g/l glukozy o 10% surowicy płodowej bydła (FBS), 2 mM glutaminy oraz antybiotyki – roztwór przeciwmikotyczny (100 U/mL penicyliny, 100 μg/mL streptomycyny, 0,25 μg/mL amfotericyny B).
  2. Podgrzej roztwór ADSC GM, fosforanowej soli fizjologicznej (PBS) oraz trypsyny/EDTA do 37 °C.
    UWAGA: ADSC pozyskuje się ze źródeł komercyjnych. Używaj komórek na wczesnych etapach. Wielokrotne przejścia prowadzą do zmniejszenia potencjału różnicowania ADSC10.
  3. Aseptyczne usunięcie GM ADSC z ADSC rosnących w kolbie T75 przeznaczonej do hodowli komórek.
  4. Usuń resztki ADSC GMO, płucząc miskę do hodowli komórek 5 ml PBS.
  5. Wyjmij całą objętość PBS z kolbyki.
  6. Dodaj 2 mL trypsyny/EDTA do naczynia hodowlanego i inkubuj w temperaturze 37 °C, aż komórki zostaną odłączone. Monitoruj ten proces za pomocą mikroskopu odwróconego.
    UWAGA: Stuknięcie w naczynie hodowlane przyspieszy odłączenie komórek.
  7. Blokuj aktywność trypsyny, dodając 6 ml świeżych ADSC GM.
  8. Przenieś całą objętość zawiesiny komórkowej z talerza hodowlującego do rurki odpowiedniej do wirowania.
  9. Wiruj ogniwa w 300 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej (RT).
  10. Usuń supernatant.
  11. Zawiesz komórki w 2 mL nowo dodanego ADSC GM.
  12. Oblicz gęstość komórek i żywotność za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek.
    UWAGA: Żywotność komórek można ocenić za pomocą barwienia barwnikowym trypanem.
  13. Zasiewaj komórki w pożądanej liczbie dołków, 15 000 komórek/dołek, plastikowa płytka na 96 dołków w 100 μL medium wzrostu ADSC.
    UWAGA: Komórki nasienne zawsze w duplikacie, aby uzyskać adipocyty przeznaczone do kontroli i inkubacji w warunkach FA. W zależności od rodzaju eksperymentu, ADSC można nasiewać na różnych typach plastikowych talerzy lub naczyń. Zalecana gęstość siewu wynosi 30 000-60 000 komórek na cm2. W zależności od liczby komórek potrzebnych do kolejnych analiz lub eksperymentów końcowych, można dostosować format naczynia do hodowli komórek dla płytek 6- lub 12-dołkowe.
  14. Hodować komórki w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze zawierającej 5%CO2.
  15. Gdy komórki osiągną 100% zbiegu (zazwyczaj 24-48 godzin po nałożeniu na płyty), indukuj ich różnicowanie do adipocytów zgodnie z poniższymi instrukcjami.
    UWAGA: Ważne jest, aby osiągnąć wysoki poziom konfluencji komórek przed indukcją różnicowania. W innych przypadkach może to wpływać na efektywność różnicowania. Jeśli w przypadku komórek płytowych osiągnięcie wysokiej konfluencji zajmuje więcej niż 48 godzin, wymień podłoże co 3-4 dni na świeże medium wzrostu ADSC.

2. Indukcja różnicowania adipogenicznego

  1. Przygotowanie pożywki różnicowania (DM): Uzupełnienie pożywki DMEM/F12 o 10% FBS, 2 mM glutaminy, antyantymikotyczne roztwór (100 U/mL penicyliny, 100 μg/mL streptomycyny, 0,25 μg/mL amfocerycyny B), 5 μg/mL insuliny, 0,5 mM 3-izobutyl-1-metyloksantyny (IBMX), 5 μM deksametazonu oraz 200 μM indometacyny.
    UWAGA: Przygotuj DM tylko w objętości niezbędnej do bezpośredniego użycia. Nie przechowuj go przez długi czas i zawsze używaj świeżo przygotowanego DM. Przed użyciem podgrzej DM w kąpieli wodnej do 37 °C. IBMX i indometacyna mogą się wysadzić, jeśli zostaną dodane do podłoża w temperaturze niższej niż 37 °C. Aby go rozpuścić, podgrzej płyn w kąpieli wodnej do 37 °C.
  2. Aseptycznie usuń i wyrzuć całą objętość ośrodka z konfluentnych ADSC.
    UWAGA: Podłoże wzrostu ADSC powinno zostać całkowicie usunięte przed dodaniem DM.
  3. Ostrożnie dodaj 100 μL/dołek DM do komórek rosnących w 96-dołkowej płytce.
    UWAGA: Nie pozwól, by komórki wyschły podczas zmiany podłoża.
  4. Inkubuj komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5%CO2 przez 7 dni.
  5. Usuń i wyrzuć cały tom DM z ADSC.
  6. Ostrożnie dodaj 100 μL/dołek świeżego DM do komórek rosnących w 96-dołkowej płytce.
  7. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 °C, 5%CO2, przez następne 7 dni.
    UWAGA: Postęp różnicowania adipogenicznego można wykryć poprzez obserwację w świetle pola lipidowym pojawiających się w indukowanych komórkach.

3. Tuczenie adipocytów

  1. Przygotuj pożywkę do hodowli adipocytów z dodatkiem FA: Uzupełnij pożywkę DMEM/F12 o 10% FBS, 2 mM glutaminy, antybiotyki – roztwór przeciwmikotyczny (100 U/mL penicyliny, 100 μg/mL streptomycyny, 0,25 μg/mL amfotericyny B), 0,33 mM linolianu, 0,17 mM palmitianu i 0,17 mM oleinianu.
  2. Przygotowanie podłoża do hodowli adipocytów kontrolnych: Uzupełnij podłoże DMEM/F12 o 10% FBS, 2 mM glutaminy, antybiotyki – roztwór przeciwmikotyczny (100 U/mL penicyliny, 100 μg/mL streptomycyny, 0,25 μg/mL amfotericyny B), 0,44% albuminy surowicy bydłej (BSA) oraz 0,26% etanolu (te dwa ostatnie związki były również stosowane jako rozpuszczalniki FA).
    UWAGA: Przygotowuj kontrolę i uzupełniaj pożywką do hodowli adipocytów FA tylko w objętości potrzebnej do bezpośredniego użycia. Nie przechowuj go przez długi czas i zawsze używaj świeżo przygotowanego medium. Przed użyciem podgrzej podłoże w kąpieli wodnej do 37 °C.
  3. Po łącznie 14 dniach różnicowania ostrożnie usuń i wyrzuć całą objętość pożywki DM z adipocytów zróżnicowanych na płytce z 96 dołkami.
  4. Ostrożnie dodaj 100 μL/dołek pożywki hodowlowej adipocytów uzupełnionej FAs do połowy dołków z komórkami rosnącymi w płytkach z 96 dołkami.
  5. Ostrożnie dodaj 100 μL/dołek medium hodowli adipocytów kontrolnych do drugiej połowy dołków, a komórki rosną na płycie z 96 dołkami.
    UWAGA: Nie pozwól, by komórki wyschły podczas zmiany podłoża.
  6. Inkubuj komórki w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze zawierającej 5%CO2 przez kolejne 48 godzin.
  7. Po 48 godzinach należy użyć komórek kontrolnych oraz komórek inkubowanych z FA do kolejnych eksperymentów.
    UWAGA: Na tym etapie uzyskane adipocyty tłuszczowe mogą być wykorzystywane do wielu celów eksperymentalnych, takich jak barwienie komórek, analiza metabolizmu komórkowego czy współhodowla z innymi typami komórek.

4. Barwienia lipidowymi kropelkami

  1. Przygotowanie pożywki do hodowli adipocytów: Uzupełnij pożywkę DMEM/F12 o 10% FBS, 2 mM glutaminy oraz antybiotyki – roztwór przeciwmikotyczny (100 U/mL penicyliny, 100 μg/mL streptomycyny, 0,25 μg/mL amfotericyny B).
  2. Rozcieńcz fluorescencyjną substancję do barwienia LD w medium hodowlowym adipocytów w rozcieńczeniu 1:1000.
  3. Usuń i odrzuć całą objętość pożywki hodowli adipocytów kontrolnej oraz podłoża hodowlanego adipocytów uzupełnionych FAs z komórek rosnących w 96-dołkowej płycie.
  4. Ostrożnie dodaj 50 μL/dołek pożywki hodowli adipocytów z barwnikiem fluorescencyjnym.
    UWAGA: Nie pozwól, by komórki wyschły podczas zmiany podłoża.
  5. Inkubuj komórki w temperaturze 37 °C w nawilżonej atmosferze zawierającej 5%CO2 przez 15 minut.
  6. Usuń barwnik fluorescencyjny, zastępując go medium hodowlowym adipocytów o pojemności 100 μL/well.
  7. Akwizycja obrazu w zielonym kanale detekcji fluorescencji (Ex 427 nm/Em 585 nm) za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego.
    UWAGA: To jest protokół barwienia żywych komórek. Barwienie można również wykonać po utrwaleniu komórek formaldehydem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisana tutaj metoda pozwala na różnicowanie ludzkich ADSC do dojrzałych adipocytów, a następnie na zwiększone nagromadzanie lipidów, naśladując hipertroficzne komórki obserwowane w warunkach otyłości. Przebieg czasowy różnicowania ludzkich ADSC przedstawiono na Rysunku 1. W dniu 0, gdy komórki osiągają 100% zbieżności (Rysunek 1A), ADSC wykazują wydłużoną, wrzecionowatą morfologię. W tym momencie protokół różnicowania może być stosowany przy użyciu DM zawierają...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecny protokół to replikowalna, dwuetapowa procedura różnicowania ADSC, po której następuje inkubacja z FA, aby uzyskać model komórkowy naśladujący otyłość. Kluczowym krokiem decydującym o jego skuteczności jest liczba pasaży ADSC po jego izolacji. Wielokrotne przejścia prowadzą do zmniejszenia potencjału różnicowania tych komórek10.

Podczas różnicowania adipocytów ADSC są przesuwane z komórek dzielących się do adipocytów zatrzymanych wzrostem. Zatrzymanie wzrostu w pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają znanych konkurujących ze sobą interesów finansowych ani relacji osobistych, które mogłyby wpłynąć na prace opisane w tym artykule.

Podziękowania

Artykuł został sfinansowany przez Narodowe Centrum Nauki w Polsce, a granty otrzymały Dorota Nowak (OPUS 22, nr 2021/43/B/NZ3/01458) oraz Aleksandra Simiczyjew (SONATA, 2020/39/D/NZ5/02330).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3-izobutyl-1-metyloksantyna (IBMX)MerckI5879
0,25% trypsyny/0,05% EDTA pH 7,2IITD PAN, Wrocfigure-materials-1aw, Polsko20-500
Płyta z 96 dołamiThermo130188
Antybiotyki – roztwór przeciwmykotycznySigma-AldrichA5955
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Sigma-AldrichA3294
Licznik komórekNie maNie ma
WirówkaNie maNie ma
DeksametazonSigma-AldrichD4902
Zmodyfikowany Eagle Medium (DMEM) firmy DulbeccoIITD PAN, Wrocfigure-materials-2aw, Polsko10-500zawierający 1 g/L glukozy
Zmodyfikowane medium Dulbecco Eagle: Mieszanka odżywcza F12Gibco11320-033
EtanolChempur113964200#1L
Serum bydła płodu (FBS)GibcoA5256701
Ludzkie komórki macierzyste pochodzące z tłuszczu pochodziły od hADSCLonzaPT-5006
InkubatorNie maNie ma
IndometacynaSigma-AldrichI8280-5G
InsulinaSigma-AldrichI9278
Mikroskop odwróconyNie maNie ma
L-glutaminaSigma-Aldrich25030-024
Sól sodu z kwasu linolowegoSigma-AldrichL8134
LipidSpot fluorescencjonującyBiot70065
Sól fizjologiczna z buforem fosforanowym (PBS)Thermo10010023
Olean soduimSigma-AldrichO7501
Soduim palmitatSigma-AldrichP9767
Kolba do hodowli komórek T75Thermo130190
Trypan BlueSigma-Aldrich95896HJ

Bibliografia

  1. Lin, X., Li, H. Obesity: Epidemiology, pathophysiology, and therapeutics. Front Endocrinol. 12, 706978(2021).
  2. Wen, X., et al. Signaling pathways in obesity: Mechanisms and therapeutic interventions. Signal Transduct Target Ther. 7 (1), 298(2022).
  3. Sharma, S., Muthu, S., Jeyaraman, M., Ranjan, R., Jha, S. K. Translational products of adipose tissue-derived mesenchymal stem cells: bench to bedside applications. World J Stem Cells. 13 (10), 1360-1381 (2021).
  4. Guerreiro, V. A., Carvalho, D., Freitas, P. Obesity, adipose tissue, and inflammation answered in questions. J Obes. 2022, 2252516(2022).
  5. Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
  6. Ruiz-Ojeda, F. J., Rupérez, A. I., Gomez-Llorente, C., Gil, A., Aguilera, C. M. Cell models and their application for studying adipogenic differentiation in relation to obesity: A review. Int J Mol Sci. 17 (7), 1040(2016).
  7. Małodobra-Mazur, M., et al. Metabolic differences between subcutaneous and visceral adipocytes differentiated with an excess of saturated and monounsaturated fatty acids. Genes. 11 (9), 1-16 (2020).
  8. Ishaq, A., Tchkonia, T., Kirkland, J. L., Siervo, M., Saretzki, G. Palmitate induces DNA damage and senescence in human adipocytes in vitro that can be alleviated by oleic acid but not inorganic nitrate. Exp Gerontol. 163, 111798(2022).
  9. Berger, E., Géloën, A. Insulin prevents fatty acid induced increase of adipocyte size. Adipocyte. 11 (1), 510-528 (2022).
  10. Eom, J., et al. Visualization and quantification of mesenchymal cell adipogenic differentiation potential with a lineage specific marker. J Vis Exp. (133), e57153(2018).
  11. Pietraszek-Gremplewicz, K., et al. Response of primary human adipocytes to fatty acid treatment. J Cell Mol Med. 29 (10), e70622(2025).
  12. Zhu, D., Shi, S., Wang, H., Liao, K. Growth arrest induces primary-cilium formation and sensitizes IGF-1-receptor signaling during differentiation induction of 3T3-L1 preadipocytes. J Cell Sci. 122 (15), 2760-2768 (2009).
  13. Rosen, E. D., et al. PPARγ is required for the differentiation of adipose tissue in vivo and in vitro. Mol Cell. 4 (4), 611-617 (1999).
  14. Scott, M. A., Nguyen, V. T., Levi, B., James, A. W. Current methods of adipogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 20 (10), 1793-1804 (2011).
  15. Styner, M., Sen, B., Xie, Z., Case, N., Rubin, J. Indomethacin promotes adipogenesis of mesenchymal stem cells through a cyclooxygenase independent mechanism. J Cell Biochem. 111 (4), 1042-1050 (2010).
  16. Klemm, D. J., et al. Insulin-induced adipocyte differentiation: activation of CREB rescues adipogenesis from the arrest caused by inhibition of prenylation. J Biol Chem. 276 (30), 28430-28435 (2001).
  17. Inthanon, K., Sririwichitchai, R., Davies, N. M. Rapid screening of adipogenic responses to EGCG in non-induced L929 adipocytes using image-based analysis compared to the conventional 3T3-L1 method. J Appl Pharm Sci. 15 (5), 138-148 (2025).
  18. Abbasi, K., Mehdizadeh, A., Hamishehkar, H., Nouri, M., Darabi, M. Fatty acid composition of lipid fractions in white- and brown-like adipocytes derived from human mesenchymal stem cells. Adipocyte. 14 (1), 2566481(2025).
  19. Pieters, V. M., et al. A three-dimensional human adipocyte model of fatty acid-induced obesity. Biofabrication. 14 (4), 045009(2022).
  20. Watt, M. J., Hoy, A. J., Muoio, D. M., Coleman, R. A. Distinct roles of specific fatty acids in cellular processes: implications for interpreting and reporting experiments. Am J Physiol Endocrinol Metab. 302, 1-3 (2012).
  21. Alsabeeh, N., Chausse, B., Kakimoto, P. A., Kowaltowski, A. J., Shirihai, O. Cell culture models of fatty acid overload: problems and solutions. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids. 1863 (2), 143-150 (2018).
  22. Fuster, J. J., Ouchi, N., Gokce, N., Walsh, K. Obesity-induced changes in adipose tissue microenvironment and their impact on cardiovascular disease. Circ Res. 118 (11), 1786-1807 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

R nicowanie adypocyt wmodel oty o cioty o in vitrotkanka t uszczowainkubacja kwasami t uszczowymikom rki macierzyste pochodzenia t uszczowegorezerwuar lipidowyadypocy hipertroficzne

Powiązane artykuły