Protokół ten opisuje eksperymentalne procedury stosowane do badania wpływu modulacji circZBTB46 na sygnalizację zapalną, stres oksydacyjny oraz aktywację szlaków ERBB2-AKT u HUVEC.
Hodowla komórkowa
Komórki HUVECs użyte w tym badaniu pochodzą z komercyjnego źródła. HUVEC były wykorzystywane jako reprezentatywny model komórek śródbłonka ze względu na ich szeroką dostępność, powtarzalne warunki hodowlane oraz wysoką efektywność transfekcji, co ułatwia manipulacje genetyczne i mechanistyczne badania szlaków sygnalizacji śródbłonka pod stresem zapalnym15,16. HUVEC hodowano w DMEM z dodatkiem 10% (v/v) surowicy bydła płodu oraz koktajlu antybiotykowo-przeciwmikotycznego w stężeniu 1%. Wszystkie hodowle komórkowe były utrzymywane w standardowych warunkach fizjologicznych w nawilżonej komorze (37 °C, 5%CO2), co sprzyjało trwałej proliferacji komórek, jednocześnie zachowując żywotność >95%, co potwierdzono testem wykluczenia trypanowego niebieskiego. Chociaż medium specyficzne dla błony wendetelialnej (np. EGM-2 lub M199 uzupełnione suplementami wzrostowymi śródbłonka) są powszechnie zalecane do długoterminowego utrzymania HUVEC, w tym badaniu zastosowano DMEM, aby zapewnić spójność między eksperymentalnymi terapiami oraz kompatybilność ze stymulacją LPS i testami farmakologicznymi inhibitorów. W testach inhibitorów AG-825 inkubuj HUVEC świeżym DMEM zawierającym 10 μM AG-825 przez 1 godzinę. Następnie dodaj roztwór LPS do studni, aby uzyskać końcowe stężenie 10 μg/mL, i kontynuuj hodowlę przez 24 godziny. Aby zminimalizować potencjalny dryf fenotypowy, HUVEC stosowano przy niskich liczbach przejściów i wystawiano na eksperymentalne warunki oparte na DMEM jedynie w krótkoterminowych testach. Wszystkie eksperymenty funkcjonalne przeprowadzano w określonych oknach leczenia, a nie podczas długotrwałej hodowli.
Transfekcja komórkowa
Aby wyjaśnić biologiczną rolę circZBTB46, zsyntetyzowano i zweryfikowano plazmidy nadekspresji (oe-circZBTB46) oraz dopasowane konstrukty kontroli negatywnej (oe-NC) za pomocą GenScript. HUVEC były zasiewane na płytkach 6-dołkowych o gęstości 1 x 10⁵ komórek/dołek i hodowane przez noc, aby osiągnąć ~70%-80% zbiegu w momencie transfekcji. Dla każdej dołki 2,5 μg plazmidowego DNA (oe-circZBTB46 lub oe-NC) rozcieńczono w 125 μL zredukowanego medium surowicowego i wymieszano z 2,5 μL odczynnika P3000 (Tube A). Równolegle rozcieńczono 3,75 μL Lipofektaminy 3000 w 125 μL zredukowanego medium surowicy (probówka B). Rurka A i rurka B zostały następnie połączone, delikatnie wymieszane i inkubowane w temperaturze pokojowej przez 15-20 minut, aby umożliwić powstawanie złożonego (ostateczna objętość złożona: 250 μL/studnia). Kompleksy były dodawane kropelo do komórek w bezantybiotykowym medium kompletnym. Po 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37 °C, 5%CO2, podłoże transfekcyjne zostało zastąpione świeżym, kompletnym podłożem wzrostowym. Komórki były hodowane przez 48 godzin przed kolejnymi testami. Wszystkie procedury były zgodne z instrukcjami producenta.
Model indukowany LPS
Aby wygenerować model in vitro SA-AKI, HUVEC (5 x 10komórek/dołek) transfektowane oe-circZBTB46 lub NC zostały zasiewane w płytach 96-dołkowych i utrzymywane przez 24 godziny, aż osiągnięto 80% konfluencji. Następnie komórki te przeszły leczenie LPS w dawce 10 μg/mL przez 24 godziny. HUVEC bez leczenia LPS stanowiły grupę kontrolną.
qRT-PCR
Całkowita ekstrakcja RNA z HUVEC była wykorzystywana za pomocą komercyjnego odczynnika. Transkrypcja odwrotna do syntezy cDNA została przeprowadzona za pomocą komercyjnego zestawu odczynników. Ilościowy PCR (qPCR) był wykonywany w trzech egzemplarzach za pomocą systemu PCR w czasie rzeczywistym wraz z miksem master. Ilości ekspresji genów docelowych zostały skalibrowane względem U6, a analiza przeprowadzono metodą 2−ΔΔCT 17,18. Do analizy ekspresji circRNA jako wewnętrzne źródło normalizacji użyto małego jądrowego RNA U6, ponieważ jest powszechnie stosowane do ilościowej identyfikacji małych niekodujących RNA i wykazuje stosunkowo stabilną ekspresję w krótkoterminowych warunkach eksperymentalnych in vitro. Sekwencje pierwsze zastosowane w tym badaniu są wymienione następująco:
circZBTB46-Forward: 5'-CGGCGCTCATGAGTAAGAAC-3'
circZBTB46-Reverse: 5'-CGCCTCTTCTACAGACTGGG-3'
U6-Napastnik: 5'-TGCTATCACTTCAGCAGCA-3'
U6-Reverse: 5'-GAGGTCATGCTAATCTCTCTCTG-3'.
Test CCK-8
Opłacalność HUVEC oceniano za pomocą CCK-8 zakupionego komercyjnie. W skrócie, komórki zostały zasiewane do płyty z 96 dołkami, a komórki poddawane hodowli adhezji przez 24 godziny. Następnie do każdego dołku dodawano 10 μL roztworu CCK-8, a komórki były dalej inkubowane w temperaturze 37 °C przez 2 godziny. Do pomiaru gęstości optycznej (OD) przy długości fali 450 nm użyto czytnika mikropłyt. Wstępne obserwacje wykazały, że 10 μg/mL LPS istotnie zmniejszało żywotność HUVEC, co doprowadziło do wyboru tego stężenia do kolejnych procesów eksperymentalnych.
Cytometria przepływowa
Początkowo HUVEC były odłączane trypsyną wolną od EDTA zgodnie ze standardowymi procedurami. Zgodnie z wytycznymi producenta dla zestawu do badania apoptozy Annexin V-APC/PI, ZAWIESINY KOMÓRKOWE BYŁY WIROWANE W DAWCE 1000 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C, po dysocjacji enzymatycznej. Osadzone w granulkach były następnie myte 2 razy lodowatym PBS w identycznych warunkach i ponownie zawieszone w 100 μL buforu 1x wiążącego. Każda próbka była traktowana 5 μL konjugatu Annexin V-FITC oraz 5 μL roztworu barwiącego jodek propidiu (PI), po czym nastąpiła 10-minutowa inkubacja w ciemności w temperaturze pokojowej (20-25 °C). Na koniec do wszystkich próbek dodano 400 μL buforu wiążącego 1x, a apoptoza została przeanalizowana w ciągu 1 godziny za pomocą cytometru przepływowego. Zdarzenia były początkowo blokowane przez FSC/SSC, aby wykluczyć gruz. Do analizy apoptozy zastosowano następnie bramki kwadrantowe na wykresie Annexin V-FITC vs PI z wykorzystaniem odpowiednich kontrol (niebarwionych i pojedynczych barwionych/kompensacyjnych) do zdefiniowania populacji żywych (Annexin V-/PI-), wczesnych apoptotycznych (Annexin V+/PI-), późnych (Annexin V+/PI+) oraz nekrottycznych (Annexin V-/PI+). Na wszystkich próbkach zastosowano ten sam szablon bramkowania i progi.
Badanie ELISA
Stężenia czynników zapalnych – czynnika martwiczego guza-α (TNF-α), interleukiny-6 (IL-6) oraz interleukiny-1β (IL-1β)-w supernatancie hodowanych HUVEC mierzono za pomocą komercyjnie dostępnych zestawów ELISA. Konkretnie, zgodnie z instrukcjami producenta, użyto zestawów Human TNF-α ELISA, Human IL-6 ELISA Kit oraz Human IL-1β ELISA Kit. Do każdego testu ładowano 50 μL nierozcieńczonego supernatantu hodowli komórkowej na dołek. Standardowe krzywe generowano przy użyciu dostarczonych szeregowych rozcieńczeń (TNF-α: 0-1000 pg/mL; IL-6: 0-500 pg/mL; IL-1β: 0-200 pg/mL). Po próbce i standardowym uzupełnieniu płyty inkubowano w temperaturze 37 °C przez 90 minut, po czym następowało pięć płukań z buforem płukania. Następnie dodano przeciwciało wykrywające sprzężone z biotyną, które inkubowano w temperaturze 37 °C przez 60 minut. Po kolejnym etapie płukania dodano streptawidynę-HRP i inkubowano w temperaturze 37 °C przez 30 minut. Po końcowym płukaniu dodano podłoże 3,3',5,5'-tetrametylobenzydydyny (TMB) i inkubowano w temperaturze 37 °C w ciemności przez 15 minut. Reakcja została zakończona roztworem stopowym, a absorpcja natychmiast zmierzona przy 450 nm przy długości fali referencyjnej 630 nm. Każda próbka i standard były testowane w duplikacie, a wszystkie eksperymenty obejmowały trzy niezależne biologiczne repliki. Poziomy markerów stresu oksydacyjnego – malondialdehydu (MDA), dismutazy nadtlenkowej (SOD) i katalazy (CAT) – w supernatancie zostały ocenione odpowiednio za pomocą zestawu MDA ELISA, zestawu SOD ELISA i zestawu CAT ELISA, zgodnie z protokołami19, 20, 21. Do testów MDA i SOD stosowano 40 μL supernatantu na dołek bez rozcieńczania; dla CAT próbki były rozcieńczane w stosunku 1:10 buforem testowym przed załadowaniem. Standardowe krzywe przygotowywano zgodnie ze specyfikacją zestawu (MDA: 0-60 nmol/mL; SOD: 0-100 U/mL; CAT: 0-100 U/mL). Etapy inkubacji wykonywano następująco: MDA - 60 min w 37 °C; SOD - 60 min przy 37 °C; KOTA – 30 minut w temperaturze 37 °C. Płytki były myte 4 razy między kluczowymi etapami inkubacji. Wywoływanie koloru osiągano poprzez dodanie odpowiednich substratów i inkubację w temperaturze 37 °C (MDA: 15 min; SOD: 20 min; CAT: 15 min). Absorpcja była odczytana na poziomie 450 nm dla SOD i CAT oraz przy 532 nm dla MDA. Wszystkie pomiary przeprowadzono w duplikatach studni i powtórzono na trzech niezależnych biologicznych replikacjach.
Sekwencjonowanie RNA
Całkowite RNA było ekstrahowane z HUVEC przy użyciu komercyjnych odczynników zgodnie z instrukcjami producenta. Czystość i stężenie RNA oceniono za pomocą spektrofotometru poprzez pomiar absorpcji na 260 nm i 280 nm (A260/A280), a integralność RNA oceniono za pomocą bioanalizatora. Do późniejszego przygotowania bibliotecznego użyto tylko próbek RNA o liczbie integralności RNA (RIN) ≥ 7. RNA rybosomalne zostało usunięte podczas przygotowań bibliotecznych za pomocą standardowej procedury wyczerpania rRNA przeprowadzonej przez firmę komercyjną. Tam, gdzie wskazano, przed budową biblioteki zastosowano zabieg RNazą R, aby selektywnie trawić liniowe RNA i wzbogacać okrągłe gatunki RNA. Następnie fragmentacja RNA była przeprowadzana w warunkach podwyższonych temperatur, zgodnie ze standardowym protokołem podręcznika RNA Library Preparation Kit, aby uzyskać fragmenty RNA o odpowiedniej wielkości. Biblioteki sekwencjonowania były przygotowywane przy użyciu zestawu RNA Library Preparation Kit zgodnie z instrukcjami producenta i sekwencjonowane na platformie Illumina, stosując strategię sekwencjonowania parowanego na końcu i długość odczytu 150 bp (PE150). Głębokość sekwencjonowania była wystarczająca, by wspierać analizę całego transkryptomu. Surowe odczyty sekwencjonowania były przetwarzane przy użyciu standardowych procedur kontroli jakości, aby usunąć sekwencje adaptorów i odczyty niskiej jakości. Czyste odczyty zostały dostosowane do ludzkiego genomu referencyjnego, a poziomy ekspresji genów zostały odpowiednio zmierzone napoziomie 22,23. Różnicowo ekspresyjne geny (DEG) między HUVEC nadekspresyjnymi circZBTB46 a HUVEC leczonymi NC pod stymulacją LPS zostały zidentyfikowane przy użyciu ustalonych metod statystycznych. Przeprowadzono analizę wzbogacenia zestawów genów (GSEA) w celu identyfikacji szlaków sygnalizacyjnych związanych z nadekspresją circZBTB46. Geny były klasyfikowane na podstawie różnic ekspresji między grupami eksperymentalnymi. Do analizy wzbogacenia wykorzystano wyselekcjonowane zestawy genów z Molecular Signatures Database (MSigDB). Istotność wzbogacenia oceniono na podstawie znormalizowanego wyniku wzbogacenia (NES) oraz wskaźnika fałszywych odkryć (FDR), przy czym statystycznie uznano < FDR 0,25. Sekwencjonowanie CircRNA oraz wszystkie powiązane analizy bioinformatyczne zostały zlecone na zewnątrz.
Identyfikacja DEG
Aby przeprowadzić DEG, poziomy ekspresji między dwiema odrębnymi grupami zostały porównane za pomocą pakietu oprogramowania DESeq (2012) R. Progi istotności statystycznej zostały zdefiniowane jako p < 0,05 z |log2FC| wartość przekraczająca 0,58. Mapa ciepła była generowana przez pakiet pheatmap R, a wykres wulkanu wykorzystywał pakiet R Goplot2 do rysowania.
Analiza wzbogacania funkcjonalnego
Analizy wzbogacania GO i KEGG pochodzące z liniowych transkrypcji przeprowadzono za pomocą platformy internetowej EnrichR, a wykres bąbelków został narysowany na podstawie pakietu GOplot R. Wykorzystano oprogramowanie GSEA, oparte na macierzy ekspresji i plikach zestawu genów dostarczonych przez bazę danych MSigDB, z ustalonym parametrami analizy (np. liczbą permutacji i metodami statystycznymi). Wzbogacenie zestawów genów oceniano przy użyciu normalizowanego wyniku wzbogacenia (NES), wartości P oraz wartości FDR, co pozwoliło na dogłębną analizę funkcji i potencjalnych mechanizmów biologicznych genów wyrażanych różnicowo.
Western blot
Całkowite białko zostało wyekstrahowane z HUVEC (około 1 x 10⁶ komórek) za pomocą buforu lizy RIPA wzbogaconego o inhibitory proteazy i fosfatazy. Stężenie białka zmierzono za pomocą zestawu do ilościowania białek BCA. Równe ilości białka (20 μg na tor) zostały rozdzielone elektroforezą na żelach 10% sodu dodecylowo-poliakrylamidowych (SDS-PAGE) przy napięciu 80 V przez 30 minut, a następnie 120 V przez 60 minut. Następnie białka były przenoszone do membran poliwinylidenfluorku (PVDF) za pomocą systemu transferu mokrego przy napięciu 100 V przez 90 minut w 4 °C. Błony blokowano 5% mlekiem beztłuszczowym w soli fizjologicznej z buforem Tris i 0,1% Tween-20 (TBST) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej, a następnie inkubowano z przeciwciałami pierwotnymi rozcieńczonymi w tym samym buforze blokującym (zazwyczaj 1:1000 dla białek docelowych i 1:5000 dla GAPDH) w temperaturze 4 °C przez noc. Główne przeciwciała użyte to: ERBB2, p-AKT, AKT i GAPDH. Po inkubacji błony były myte 3 razy (10 minut na płukanie) metodą TBST, a następnie inkubowane przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej przeciwciałem IgG przeciw królikom koziczym (HRP) sprzężonym z nadkrzepksianem chrzanem (1:5000 buforu blokującego). Po trzech kolejnych płukaniach TBST (każde po 10 minut) zwizualizowano pasma białkowe za pomocą zestawu Enhanced Chemiluminescence (ECL) Western Blotting Substrate Kit i obrazowano za pomocą systemu obrazowania. Intensywność pasm była ilościowano za pomocą oprogramowania.
Analiza statystyczna
Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą GraphPad Prism 10. Dane są wyświetlane jako średnie ± błędu standardowego średnich (SEM). Zdefiniowano wartość p < 0,05, aby wskazać istotność statystyczną.