Artykuł badawczy

Ilościowa ilościowa DNA bakteryjnego złożonego czerwonego kompleksu w czasie rzeczywistym i status przyzębia u osób noszących częściowe protezy

DOI:

10.3791/69774

⸱

2 stycznia 2026

 ,  , 
1Department of Prosthodontics, Dental School, Faculty of Medicine, University of Prishtina, 2Department of Reconstructive Dentistry and Gerodontology, School of Dental Medicine, University of Bern, 3Oral Implantology Research Institute, 4School of Dental Medicine, University of Zagreb

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym (PCR) została wykorzystana do ilościowego określenia DNA czerwonych złożonych bakterii u osób noszących częściowe protezy (RPD). Badanie to obiecuje nowe podejście do przyszłych strategii leczenia implantów protetycznych dla tych pacjentów, biorąc pod uwagę rolę tych bakterii w rozwoju zapalenia okołołnieżnego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzenie częściowych protez (RPD) do jamy ustnej wiąże się ze zmianami mikroflory jamy ustnej na przestrzeni czasu. Jednak istnieje niewiele literatury badającej obecność bakterii z czerwonym kompleksem (RCB) u tych pacjentów. Biorąc pod uwagę ugruntowaną rolę RCB w rozwoju zapalenia przyzębia, zapalenia okołownieczulnego i różnych chorób ogólnoustrojowych, badanie wpływu RPD na te bakterie jest kluczowe. Celem tego badania jest ilościowe określenie obciążenia poddziąsłowego RCB-Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia oraz Treponema denticola w zębach przyczółkowych u pacjentów częściowo bezzębnych rehabilitowanych z RPD, przy użyciu reakcji łańcuchowej polimerazy w czasie rzeczywistym (RT-PCR). Drugim celem było ocenenie stanu przyzębia zębów przyczółkowych i nieprzyczółkowych oraz określenie korelacji między obciążeniem mikroorganizmów a klinicznymi wskaźnikami przyzębia.

Do programu zapisało się trzydziestu uczestników wymagających RPD. Kwas deoksyrybonukleinowy (DNA) został wyizolowany z próbek bakteryjnych pobranych z zębów przyczółkowych przed (T0) i 3 miesiące po wszczepieniu (T3). Ilościowa ilościowość RCB została przeprowadzona za pomocą RT-PCR i wyrażona jako "Lg (równoważne genomowe/próbka)". Parametry kliniczne – wskaźnik płytki nazębnej (PI), indeks dziąseł (GI), głębokość sondy (PD) oraz ruchomość zębów (TM) – zostały zarejestrowane zarówno dla zębów przyczółkowych, jak i nieprzyczółkowych w obu punktach czasu.

Zęby przyczółkowe wykazały statystycznie istotne wzrosty obciążeń RCB we wszystkich trzech gatunkach docelowych od T0 do T3: P. gingivalis (1,99 ± 2,01 vs 3,64 ± 2,21, p = 0,00003), T. forsythia (2,20 ± 2,17 vs 3,56 ± 2,33, p = 0,00009) oraz T. denticola (0,82 ± 1,41 vs 2,35 ± 2,21, p = 0,0001). Chociaż parametry przyzębia były podwyższone w przypadku zębów przyczółkowych i nieprzystawowych po leczeniu, różnice nie osiągnęły istotności statystycznej. Spośród patogenów T. forsythia wykazywała najsilniejszą dodatnią korelację z indeksami przyzębia.

Krótkotrwałe stosowanie RPD wiąże się ze znaczącym wzrostem kolonizacji zębów przyczółkowych przez RCB, co sugeruje wczesne zmiany mikrobiologiczne i zapalne, które mogą poprzedzać klinicznie widoczne rozpadanie przyzębia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jama jamy ustnej jest domem dynamicznego mikrobiomu, którego równowaga ekologiczna jest kluczowa dla utrzymania zdrowia przyzębia1. Zakłócenie tej homeostazy mikroorganizmów, spowodowane czynnikami endogennymi i egzogennymi, może zakłócić homeostazę mikroorganizmów, tworząc sprzyjające warunki do wzrostu bakterii patogennych, w tym patogenów przyzębia, takich jak Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia i Treponema denticola, zbiorczo określanych jako bakterie o czerwonym kompleksie (RCB)2. Patogeny te odgrywają kluczową rolę w patogenezie zapalenia przyzębia i zapalenia okołokątnego implantu, działając synergicznie, aby omijać mechanizmy obronne gospodarza, promować stan zapalny i ułatwiać niszczenie tkanek przyzębia, często prowadząc do utraty zębów 3,4. Utrata zębów negatywnie wpływa na zdolność jedzenia i mówienia, a także przyczynia się do obniżenia pewności siebie i dobrostanu, co zwiększa potrzebę kompensacji protezowej. Jedną z najczęściej stosowanych metod, szczególnie u osób starszych z powodu różnych miejscowych i ogólnych schorzeń, jest leczenie protetyczne za pomocą wyjmowanych protez częściowych (RPD). Jednak z czasem RPDs5 może prowadzić do różnych problemów.

Solidne dowody sugerują, że stosowanie RPD może prowadzić do gromadzenia się płytki nazębnej oraz rozwoju zapalenia tkanek dziąseł i przyzębia, szczególnie w przypadku zębów przyczółkowych 6,7,8,9,10. Jednak występowanie takich zaburzeń jamy ustnej zależy również od zaangażowania pacjenta w higienę jamy ustnej oraz od pielęgnacji i utrzymania protezy 11,12,13,14. Bassi i in. podkreślili w swoich badaniach znaczenie kontroli płytki nazębnej. Badali pacjentów, którzy nosili RPD przez okres 6-12 lat i stwierdzili, że stan przyzębia zębów przyczółkowych był podobny do tych zębów nieprzyczółkowych w przypadkach regularnej higieny jamy ustnej. Dla porównania, stan przyzębia pogorszył się u grupy pacjentów, którzy nie przywiązywali uwagi do monitorowania i utrzymania higieny jamy ustnej13.

Pomimo funkcjonalnych zalet RPD, ich wprowadzenie do jamy ustnej utrudnia swobodny przepływ śliny, predysponując do powstawania warstwy pelikuli na powierzchni protezy, która może prowadzić do kolonizacji bakterii. U pacjentów z PRPD zidentyfikowano różne rodzaje szkodliwych bakterii15. Najnowsze badania wykazały, że poziomy patogenów wywołujących infekcje związane z próchnicą, takimi jak Streptococcus mutans16, a także Staphylococcus aureus17, mogą znacząco wzrosnąć po założeniu protez. Oprócz działania jako wskaźnik stanu błony śluzowej jamy ustnej, zmiany poziomu bakterii wynikające z stosowania RPD mogą również prowadzić do rozwoju chorób zębów pozostałych18. W związku z tym, jeśli pacjenci zaniedbują prawidłową konserwację swoich RPD, mogą powstać warunki beztlenowe pod podstawą protezy, co może prowadzić do nadmiernego wzrostu bakterii patogennych. Niektóre typy patogenów przyzębia mogą dostać się do ogólnego krążenia krwi przez portal oro-gardłowy, co stanowi znaczny czynnik ryzyka rozwoju różnych chorób ogólnoustrojowych19,20.

Jednak wciąż istnieje niewiele badań dotyczących zmian mikrobiologicznych w bruzdach dziąseł zębów przyczółkowych u pacjentów z RPD 21,22,23,24. Wśród nielicznych badań na ten temat zastosowano konwencjonalne metody wykrywania patogenów przyzębia, w tym test BANA-ZymeTM oraz metodę hodowli. Biorąc pod uwagę, że większość patogenów przyzębia to fakultatywne beztlenki, stosowanie takich metod może powodować trudności w ich uprawie, ponieważ w tym kontekście wymagane są warunki o wysokiej intensywności redukcyjnej i toksycznym tlenem25. Ponadto dostępna literatura stomatologiczna nie uwzględniła jeszcze w satysfakcjonującym kontekście związku między takimi patogenami a różnymi wskaźnikami przyzębia w tym ujęciu.

Dlatego, aby przezwyciężyć ograniczenia konwencjonalnej kultury mikroorganizmów i poprawić dokładność diagnostyczną, badanie to wykorzystało reakcję łańcuchową polimerazy w czasie rzeczywistym (RT-PCR) do ilościowego określenia obciążeń czerwonych złożonych bakterii (RCB) w zębach przyczółkowych użytkowników RPD. Równolegle oceniano status przyzębia zarówno zębów przyczółkowych, jak i nieprzyczółkowych za pomocą standaryzowanych indeksów klinicznych. Badanie kontynuowało badania korelacji między obciążeniem bakteryjnym a parametrami przyzębia, aby lepiej wyjaśnić biologiczne powiązania między użyciem protezy a dysbiozą mikroorganizmów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to objęło 30 pacjentów częściowo bezzębnych, którzy skorzystali z opieki protetycznej w Klinice Protetyki Stomatologicznej, Uniwersyteckim Centrum Klinicznym Stomatologii w Kosowie, w okresie od września 2021 do marca 2022 roku. Uzyskano etyczną zgodę od instytucjonalnej komisji przeglądowej (Zatwierdzenie nr 378/19), a wszystkie procedury były zgodne z zasadami Deklaracji Helsińskiej. Wszyscy uczestnicy uzyskali pisemną świadomą zgodę.

Wielkość próby została ustalona na podstawie wcześniejszych badań, które wskazują, że 11 do 30 uczestników wystarcza, aby uzyskać istotne wyniki w parametrach mikrobiologicznych i przyzębia u osób noszących RPD21,23. Zakładając dwustronny test t w parze z poziomem alfa 0,05, analiza mocy wskazała, że próba 28 uczestników zapewniłaby 80% mocy do wykrycia statystycznie istotnej różnicy o tej wielkości. Aby uwzględnić potencjalne rezygnacje, zgłosiliśmy 30 uczestników. Ponadto okres obserwacji wynoszący trzy miesiące wystarczył, aby zaobserwować wzrost obciążenia bakteryjnego u tych pacjentów24.

Kwalifikującymi się pacjentami byli pierwsi użytkownicy aparatów protetycznych, prezentujący się zarówno z naturalnym uzębieniem sąsiednim, jak i antagonistycznym. Kryteria wykluczenia obejmowały: głębokości sondowania >4 mm, status immunosłabiony (np. chemioterapia), stosowanie antybiotyków w ciągu ostatnich 90 dni, intensywne palenie (>25 papierosów/dzień) oraz zaburzenia poznawcze utrudniające zrozumienie procedur RPD.

Wszyscy uczestnicy otrzymali RPD z uchwytem wykonanymi z ramy metalowej kobalt-chrom oraz żywicy akrylowej (polimetylometakrylan). Projekt każdego RPD był dostosowany do klasyfikacji zębów, jakości grzbietu resztkowego oraz czynników biomechanicznych.

Procedura pobierania próbek

Pobieranie próbek wykonywano wyłącznie na przyczółkach wyjmowanych częściowych protez (RPD) pomiędzy punktami czasowymi T0 i T3. Uczestnicy zostali najpierw poproszeni o dokładne płukanie wody wodą, aby usunąć wszelkie pozostałości jedzenia. Przed pobraniem próbki wybrany ząb przyczółka był izolowany za pomocą wałków watowych, aby utrzymać suche warunki pracy. Dwa sterylne końcówki papieru (nr 35; 04 zwężane) zostały wprowadzone do bruzdy dziąsł na mezjalnej i dalszej stronie powierzchni policzkowej zęba i pozostawione na miejscu przez 1 minutę. Papierowe punkty były następnie przenoszone do sterylnej mikrorurki zawierającej 1,5 mL normalnego roztworu soli fizjologicznej i transportowane do wyznaczonego laboratorium mikrobiologicznego. Próbki przechowywano w temperaturze -20°C aż do czasu procesu izolacji DNA.

Przygotowanie i amplifikacja DNA bakteryjnego:

Test Parodontoscreenowy (Tabela materiałów) został wykorzystany do identyfikacji T. denticola, T. forsythia i P. gingivalis za pomocą RT-PCR26. Test składa się z: przygotowania DNA; amplifikacja PCR w czasie rzeczywistym przy użyciu specyficznych reagentów (mieszanina do uniwersalnej amplifikacji bakterii, mieszanina do amplifikacji oportunistycznej bakterii oraz mieszanina do amplifikacji genomu człowieka); oraz zapisywanie i interpretacja wyników wzmacniania.

Ekstrakcja DNA przeprowadzono za pomocą zestawu do ekstrakcji DNA (Tabela materiałów), zgodnie z wytycznymi producenta, aby zapewnić optymalną jakość DNA. Test wykorzystuje jakościową analizę PCR w czasie rzeczywistym z mieszanką PCR z parafiną zamkniętą. Ta mieszanka obejmuje Wewnętrzną Kontrolę do weryfikacji ważności testu PCR oraz Kontrolę Pobierania Próbek (SIC) do oceny jakości ekstrakcji i potwierdzenia wystarczającej ilości DNA do dokładnej amplifikacji.

Amplifikacja PCR wykonano za pomocą specjalistycznych pasków i kapsułów, z odczynnikami takimi jak roztwór polimerazy Taq, mieszanka główna pod warstwą parafiny, próbka DNA oraz olej mineralny. Program PCR obejmuje: (i) początkowa denaturacja w 80 °C przez 30 s, (ii) denaturacja w 94 °C przez 1 minutę 30 s, (iii) 5 cykli po 30 s przy 94 °C (denaturacja), 15 s przy 64 °C (wiązanie i wydłużenie smarów, wykrywanie fluorescencji), (iv) 45 cykli po 10 s przy 94 °C (denaturacja), 15 s przy 64°C (wiązanie i wydłużenie smarunków, wykrywanie fluorescencji), (v) 5 s przy 94 °C (ostateczna denaturacja).

Detekcja fluorescencji była wykonywana na kanałach Fam i Hex, z wyjątkiem rurki nr 5, która zawierała marker (gdzie fluorescencja była wykrywana na kanałach Fam i Rox). Proces wzmacniania przeprowadzono za pomocą cyklerów termicznych w czasie rzeczywistym (Tabela materiałów). Oprogramowanie RealTime dla instrumentu (wersja 7.9) zostało użyte do automatycznej rejestracji, interpretacji i analizy ilościowej danych amplifikacji PCR, umożliwiając precyzyjne oszacowanie ładunku patogenów.

Ładunki mikrobiologiczne przedstawiano jako "Lg (równoważniki genomu/próbka)". Wyniki przedstawiono w trzech zakresach raportu z testu przesiewowego Parodonto-dla każdego pacjenta, na podstawie poziomów obciążenia bakteryjnego, w następujący sposób: P. gingivalis (prawidłowy <5,0; umiarkowany ≥5,0; ciężki >6,0); T. forsythia (prawidłowe <5,0; umiarkowane ≥5,0; ciężkie >5,5); oraz T. denticola (prawidłowe <3,5; umiarkowane ≥3,5; ciężkie >5,0).

Badanie kliniczne

Badanie kliniczne obejmowało szczegółowe badanie stanu przyzębia zębów przyczółkowych i nieprzyczółkowych w T0 i T3. Indeks płytki nazębnej (PI) został oceniony za pomocą sondy dentystycznej zgodnie z kryteriami Silness-Loe (0-3)27. Stan dziąseł oceniono w sześciu punktach na powierzchni zęba z użyciem indeksu dziąseł (GI) według następujących kryteriów: 0, brak zapalenia; 1, łagodne zapalenie; 2, stan zapalny z krwawieniem dziąseł podczas sondy; 3, ciężkie zapalenie z możliwym samoistnym krwawieniem dziąseł28.

Głębokość sondowania (PD) zmierzono sondą Williamsa od marginesu dziąseł do końca klinicznej głębokościkieszeni 29. Ruchomość zębów (TM) była określana przez palpację dwuręczną w kierunku poziomym i pionowym, zgodnie z kryterium Milleranr 30.

Wszyscy uczestnicy badania otrzymali odpowiednie niechirurgiczne leczenie przyzębia przed badaniem klinicznym, w tym usunięcie płytki nazębnej i kamienia nazębnego za pomocą ultradźwiękowego skalowania. Uczestnicy byli również szkoleni w procedurach higieny jamy ustnej, takich jak mycie zębów i czyszczenie protez, a także otrzymywali porady dotyczące zdejmowania protez na noc.

Analiza statystyczna

Dane analizowano za pomocą Microsoft Excel oraz IBM SPSS Statistics for Windows. Statystyki opisowe (średnia, odchylenie standardowe i zakres) zostały obliczone dla wieku, obciążeń mikroorganizmów oraz indeksów przyzębia, w tym PI, GI, PD i TM. Zmiany parametrów klinicznych i mikrobiologicznych między okresem przed (T0) a 3 miesiącami po wszczepieniu (T3) oceniano za pomocą testu Wilcoxona z zakresem rangi znakowego dla danych nieparametrycznych w parach. Test dokładnego Fishera (symulacja Monte Carlo, dwustronny) został wykorzystany do oceny danych kategorycznych związanych z klasyfikacją obciążenia mikroorganizmów. Współczynnik korelacji rangi Spearmana (ρ) został wykorzystany do oceny zależności między obciążeniami mikroorganizmów a parametrami przyzębia. Wartość p < 0,05 została uznana za statystycznie istotną dla wszystkich analiz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Demografia uczestników

Tabela 1 przedstawia rozkład parametrów demograficznych. Spośród 30 uczestników 16 stanowili mężczyźni (53,3%), a 14 kobiety (46,7%). Średni wiek uczestników wynosił 64,6 lat, w przedziale od 48 do 76 lat. Dodatkowe informacje dotyczące demografii społecznej przedstawiono w Tabeli 1.

Badanie kliniczne

Tabela 2 przedstawia wyniki uzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Utrzymanie optymalnej higieny jamy ustnej staje się coraz trudniejsze z wiekiem, ze względu na osłabioną odporność immunologiczną oraz mechaniczne ograniczenia narzucane przez protezy, takie jak RPD z uchwytem na zapięcie. Warunki te sprzyjają gromadzeniu się patogennych biofilmów, szczególnie wokół zębów przyczółkowych, które pełnią rolę kluczowych struktur nośnych, ale są również podatne na degradację przyzębia. Badanie miało na celu rozwiązanie tych obaw poprzez ilościowe określenie obciążeń bakteriami z kompleksem cz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Rurki mikrowirówki o pojemności 1,5 mL z blokadą bezpieczeństwaBiotekMT1.5/100
Pęseta dentystycznaBader17/4021-1
DTprime Cyklery Termiczne Czasu RzeczywistegoTechnologia DNACyklery termiczne w czasie rzeczywistym
IBM SPSS IBM CorpWersja 21.0 
Microsoft Excel & nbsp;Microsoft Office 2010
Punkty papierowe (nr 35; 04 zwężane)DiaDentMP210-602
ParodontoScreen zestaw do wykrywania PCR w czasie rzeczywistymTechnologia DNAR1-P808-S3/5EU
Sonda przyzębiaMEDESY548/9PT
PREP-GS PLUSTechnologia DNAP-003/2EUZestaw do ekstrakcji DNA 
Oprogramowanie czasu rzeczywistegoTechnologia DNAWersja 7.9
Chlorek sodu 0,9%VIOSER

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bostanghadiri, N., et al. Oral microbiota and metabolites: key players in oral health and disorder, and microbiota-based therapies. Front Microbiol. 15, 1431785(2024).
  2. Lamont, R. J., Koo, H., Hajishengallis, G. The oral microbiota:dynamic communities and host interactions. Nat Rev Microbiol. 16 (12), 745-759 (2018).
  3. Hashim, N. T., et al. The global burden of periodontal disease:a narrative review on unveiling socioeconomic and health challenges. Int J Environ Res Public Health. 22 (4), 624(2025).
  4. Cui, Z., Wang, P., Gao, W. Microbial dysbiosis in periodontitis and peri-implantitis:pathogenesis, immune responses, and therapeutic. Front Cell Infect Microbiol. 15, 1517154(2025).
  5. Awawdeh, M., et al. A systematic review of patient satisfaction with removable partial dentures (RPDs). Cureus. 16, e51793(2024).
  6. Almeida, M. L., et al. Evaluation of periodontal parameters on removable partial denture abutment teeth with direct and indirect retainers:a 48-month follow-up. J Int Acad Periodontol. 22 (2), 10-17 (2020).
  7. Dula, L. J., Shala, K. S., Pustina-Krasniqi, T., Bicaj, T., Ahmedi, E. F. The influence of removable partial dentures on the periodontal health of abutment and non-abutment teeth. Eur J Dent. 9 (3), 382-386 (2015).
  8. do Amaral, B. A., et al. A clinical follow-up study of the periodontal conditions of RPD abutment and non-abutment teeth. J Oral Rehabil. 37 (7), 545-552 (2010).
  9. da Fonte Porto Carreiro, A., de Carvalho Dias, K., Correia Lopes, A. L., Bastos Machado Resende, C. M., de Aquino Martins, A. R. Periodontal conditions of abutments and non-abutments in removable partial dentures over 7 years of use. J Prosthodont. 26 (8), 644-649 (2017).
  10. Hamid, N. F. A., Ariffin, F., Adam, F. A., Shuib, S., Ahmad, R. Evolving research on periodontal health of abutment teeth in removable partial dentures:a Scopus-based bibliometric analysis. J Indian Soc Periodontol. 29, 6-13 (2025).
  11. Jorge, J. H., et al. Clinical evaluation of abutment teeth of removable partial denture by means of the Periotest method. J Oral Rehabil. 34 (3), 222-227 (2007).
  12. Bergman, B., Hugoson, A., Olsson, C. O. A 25 year longitudinal study of patients treated with removable partial dentures. J Oral Rehabil. 22 (8), 595-599 (1995).
  13. Bassi, F., Mantecchini, G., Carossa, S., Preti, G. Oral conditions and aptitude to receive implants in patients with removable partial dentures:a cross-sectional study. Part I. Oral conditions. J Oral Rehabil. 23, 50-54 (1996).
  14. Drummond, L. B., Bezerra, A. P., Feldmann, A., Gonçalves, T. M. S. V. Long-term assessment of the periodontal health of removable partial denture wearers:a systematic review and meta-analysis. J Prosthet Dent. 134 (5), 1664-1685 (2025).
  15. Monteiro, D. R., de Souza Batista, V. E., Caldeirão, A. C. M., Jacinto, R. C., Pessan, J. P. Oral prosthetic microbiology:aspects related to the oral microbiome, surface properties, and strategies for controlling biofilms. Biofouling. 37 (4), 353-371 (2021).
  16. Rocha, E. P., Francisco, S. B., Del Bel Cury, A. A., Cury, J. A. Longitudinal study of the influence of removable partial denture and chemical control on the levels of Streptococcus mutans in saliva. J Oral Rehabil. 30 (2), 131-138 (2003).
  17. Bannwart, L. C., et al. Dentistry and intensive care unit:a brief report. Eur J Dent. 16 (2), 449-453 (2022).
  18. Arweiler, N. B., Netuschil, L. The oral microbiota. Adv Exp Med Biol. 902, 45-60 (2016).
  19. Chandra Nayak, S., et al. The oral microbiome and systemic health: bridging the gap between dentistry and medicine. Cureus. 17 (2), e78918(2025).
  20. Navarro-Sánchez, A., Nieto-Vitoria, M. Á, López-López, J. A., Martínez-Crespo, J. J., Navarro-Mateu, F. Is the oral pathogen, Porphyromonas gingivalis, associated to colorectal cancer?: a systematic review. BMC Cancer. 25, 395(2025).
  21. Costa, L., do Nascimento, C., de Souza, V. O., Pedrazzi, V. Microbiological and clinical assessment of the abutment and non-abutment teeth of partial removable denture wearers. Arch Oral Biol. 75, 74-80 (2017).
  22. Mine, K., Fueki, K., Igarashi, Y. Microbiological risk for periodontitis of abutment teeth in patients with removable partial dentures. J Oral Rehabil. 36 (9), 696-702 (2009).
  23. Vanzeveren, C., D'Hoore, W., Bercy, P. Influence of removable partial denture on periodontal indices and microbiological status. J Oral Rehabil. 29 (3), 232-239 (2002).
  24. Veseli, E., Staka, G. Detection of Actinobacillus actinomycetemcomitans DNA in patients with partial and complete dentures by real-time PCR. Int J Biomed. 13 (1), 141-145 (2023).
  25. Imlay, J. A. How oxygen damages microbes:oxygen tolerance and obligate anaerobiosis. Adv Microb Physiol. 46, 111-153 (2002).
  26. ParodontoScreen. , https://dna-technology.com/equipmentpr/pcr-kits-microbiome-composition-screening/parodontoscreen (2025).
  27. Silness, J., Loe, H. Periodontal disease in pregnancy II. Correlation between oral hygiene and periodontal condition. Acta Odontol Scand. 22, 121-135 (1964).
  28. Loe, H., Silness, J. Periodontal disease in pregnancy I. Prevalence and severity. Acta Odontol Scand. 21, 533-551 (1963).
  29. Mombelli, A. Clinical parameters:biological validity and clinical utility. Periodontol 2000. 39, 30-39 (2005).
  30. Anderegg, C. R., Metzler, D. G. Tooth mobility revisited. J Periodontol. 72 (7), 963-967 (2001).
  31. Bergman, B., Ericson, G. Cross-sectional study of the periodontal status of removable partial denture patients. J Prosthet Dent. 61 (2), 208-211 (1989).
  32. Chandler, J. A., Brudvik, J. S. Clinical evaluation of patients eight to nine years after placement of removable partial dentures. J Prosthet Dent. 51 (6), 736-743 (1984).
  33. Zlatarić, D. K., Celebić, A., Valentić-Peruzović, M. The effect of removable partial dentures on periodontal health of abutment and non-abutment teeth. J Periodontol. 73 (2), 137-144 (2002).
  34. Correia, A. R. M., da Silva Lobo, F. D., Miranda, M. C. P., de Araújo, F. M. S., Santos Marques, T. M. Evaluation of the periodontal status of abutment teeth in removable partial dentures. Int J Periodontics Restorative Dent. 38 (5), 755-760 (2018).
  35. Malakar, M., Ravishankar, P. L., Saravanan, A. V., Rao, K. S., Balaji, R. Prevalence of periodontal disease and oral hygiene practices in Kancheepuram district population:an epidemiological study. J Pharm Bioallied Sci. 13 (Suppl 2), S1517-S1522 (2021).
  36. Boillot, A., et al. Education as a predictor of chronic periodontitis:a systematic review with meta-analysis population-based studies. PLoS One. 6 (7), e21508(2011).
  37. Riaz, M., et al. Effect of smoking on periodontal health:awareness among Azra Naheed Dental College patients. Pakistan J Med Health Sci. 17, 612-615 (2023).
  38. Jiang, Y., Zhou, X., Cheng, L., Li, M. The impact of smoking on subgingival microflora:from periodontal health to disease. Front Microbiol. 11, 66(2020).
  39. Veseli, E., Staka, G., Tovani-Palone, M. R. Evaluation of red-complex bacteria loads in complete denture patients:a pilot study. BDJ Open. 9, 7(2023).
  40. Ooshima, T., et al. Occurrence of periodontal bacteria in healthy children:a 2-year longitudinal study. Community Dent Oral Epidemiol. 31 (6), 417-425 (2003).
  41. Cortelli, J. R., et al. Detection of periodontal pathogens in oral mucous membranes of edentulous individuals. J Periodontol. 79 (10), 1962-1965 (2008).
  42. Jung, W. R., Joo, J. Y., Lee, J. Y., Kim, H. J. Prevalence and abundance of 9 periodontal pathogens in the saliva of periodontally healthy adults and patients undergoing supportive periodontal therapy. J Periodontal Implant Sci. 51 (5), 316-328 (2021).
  43. Brill, N., Tryde, G., Stoltze, K., El Ghamrawy, E. A. Ecologic changes in the oral cavity caused by removable partial dentures. J Prosthet Dent. 38 (2), 138-148 (1977).
  44. Tanaka, J., Tanaka, M., Kawazoe, T. Longitudinal research on the oral environment of elderly wearing fixed or removable prostheses. J Prosthodont Res. 53 (2), 83-88 (2009).
  45. Tanaya,, et al. Time dependent oral microflora changes in removable partial denture wearers. Indian J Public Health Res Dev. 12 (2), 373-380 (2021).
  46. Mengatto, C. M., et al. Partial denture metal framework may harbor potentially pathogenic bacteria. J Adv Prosthodont. 7 (6), 468(2015).
  47. Bloch, S., Thurnheer, T., Murakami, Y., Belibasakis, G. N., Schäffer, C. Behavior of two Tannerella forsythia strains and their cell surface mutants in multispecies oral biofilms. Mol Oral Microbiol. 32 (5), 404-418 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Bakterie kompleksu czerwonegocz ciowe protezy ruchomepoddziasnowe obci enie bakteryjnePorphyromonas gingivalisTannerella forsythiaTreponema denticolawska nik p ytkiwska nik dzi se
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły