Artykuł metodologiczny

Odpowiedź temperaturowa tempa rozkładu materii organicznej gleby: Konstrukcja i zastosowania bloku gradientu temperatury

DOI:

10.3791/69785

30 stycznia 2026

W tym artykule

Podsumowanie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzamy blok gradientu temperatury oraz szczegółowo opisujemy jego konstrukcję i wykorzystanie. Blok zapewnia 22 oddzielne temperatury, liniowo rozłożone w określonym przez użytkownika zakresie od 0 do 90 °C. Dane zebrane z tego zestawu umożliwiają testowanie i rozwijanie nowych teorii dotyczących reakcji temperaturowej na tempo rozkładu materii organicznej gleby.

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gleba jest największym na Ziemi zbiornikiem węgla (C), zawierającym prawie dwa razy więcej C niż atmosfera. Wzrost temperatury wywołany zmianami klimatu może przyspieszyć rozkład materii organicznej gleby (SOM), potencjalnie uwalniając dwutlenek węgla (CO2) do atmosfery, co skutkuje pozytywnym sprzężeniem zwrotnym na zmiany klimatu. To rodzi pytanie: jak możemy zdefiniować reakcję tempa rozkładu SOM na krótkotrwałe zmiany temperatury? Czy możemy wykorzystać te dane do dopasowania mechanistycznie określonych równań do modeli układu Ziemi do prognozowania klimatu? Większość dotychczasowych badań koncentrowała się na laboratoryjnych inkubacjach gleby w różnych oddzielnych temperaturach. Nie skutkuje to jednak szczegółową krzywą odpowiedzi temperaturowej, która jest niezbędna do testowania nowych hipotez narzuconych przez najnowsze osiągnięcia w tej dziedzinie, takie jak teoria szybkości makrocząsteczek (MMRT). W niniejszym artykule wprowadzamy blok gradientu temperatury, zmodyfikowany i ulepszony względem wcześniejszych prac, szczegółowo opisujemy proces budowy oraz szczegółowo wyjaśniamy jego zastosowanie. Blok gradientu temperatury to aluminiowy blok z czterema rzędami po 22 oddzielne otwory, umożliwiający jednoczesną inkubację 88 mikrokosmów (fiolki 60 mL). Blok jest chłodzony na jednym końcu, a podgrzewany na drugim, tworząc liniowy rozkład temperatur. Zapewnia 22 oddzielne punkty temperatury w zakresie zdefiniowanym przez użytkownika, w granicach od 0 do 90 °C. Po 3,5 godzinie inkubacji produkcjaCO2 jest mierzona w każdym z 88 mikrokosmów. Wyniki pokazują, że blok generuje zdefiniowany przez użytkownika gradient temperatury i ułatwia konstrukcję krzywych odpowiedzi temperaturowej dekompozycji SOM. Dodatkowo, dane zebrane w tym systemie mogą być wykorzystywane do testowania i opracowywania nowych hipotez oraz teorii dotyczących wpływu zmian temperatury na tempo rozkładu SOM, co jest obszarem rosnącym w kontekście zmian klimatu.

Wprowadzenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wzrost stężenia dwutlenku węgla (CO2) w atmosferze prowadzi do wyższych temperatur na Ziemi1. Zjawisko to zostało po raz pierwszy opisane w 1856 roku przez Eunice FooteII, która przeprowadziła prosty, lecz przełomowy eksperyment. Napełniła jeden cylinder powietrzem otoczenia, a drugiCO2, i zarejestrowała temperaturyw obu 1. Wyniki były jasne: cylindry o wyższym stężeniu CO2 wykazywały wyższe temperatury, co świadczyło o efektie ocieplenia wynikającym zewzrostu stężenia CO21 w atmosferze. Ta obserwacja ma istotne konsekwencje dla zmian klimatu. Dziś wczesne spostrzeżenia Foote'a nadal wspierają współczesną naukę o klimacie, kierując badaniami nad tym, jak wzrost poziomuCO2 wpływa na globalne ocieplenie i różne ekosystemy.

Gleby magazynują prawie dwa razy więcej węgla (C) niż atmosfera w pierwszym metrze, odgrywając kluczową rolę w globalnym cykluC 3. Kluczowym procesem wpływającym na zasoby C w glebie jest rozkład materii organicznej (SOM), który decyduje o tempie, z jakim C jest uwalniane z powrotem do atmosfery 4,5. Wyższe średnie roczne temperatury, spowodowane zmianami klimatu, mogą stymulować rozkład materii organicznej gleby (SOM), przyspieszając uwalnianieCO2 do atmosfery 6,7. Stanowi to pozytywny mechanizm sprzężenia zwrotnego wobec zmian klimatu, szczególnie gdy wyższe temperatury przyspieszają straty C przez rozkład SOM bardziej niż stymulują fotosyntetyczne wejścia C6. Pomimo szeroko zakrojonych badań na ten temat, skala i kierunek tzw. sprzężenia zwrotnego między ziemią a węglem i klimatem pozostaje szeroko dyskutowany 8,9,10,11. Ta niepewność wynika głównie z fundamentalnych luk w wiedzy dotyczącej odpowiedzi temperaturowej tempa rozkładu SOM. Wypełnienie tych luk jest niezbędne do udoskonalania modeli układu ziemskiego oraz uwzględniania teoretycznie ugruntowanych reprezentacji odpowiedzi temperaturowej tempa rozkładu SOM.

Odpowiedź temperaturowa tempa dekompozycji SOM jest zwykle reprezentowana przez wartość Q10 oraz równanie Arrheniusa. Wartość Q10 definiowana jest jako czynnik, przez który szybkość jest mnożona, gdy temperatura wzrasta o 10 °C. Pomimo kwestionacji co do jego wiarygodności 12,13,14,15, Q10 stało się domyślnym podejściem do porównywania reakcji temperaturowej różnych preparatów i gleb. Teoria Arrheniusa sugeruje wykładniczy wzrost szybkości procesów, podobnych do rozkładu SOM, wraz ze wzrostem temperatury16. Jednak rzeczywista aktywność enzymów zwykle przebiega po formie unimodalnej z wyraźnym optymalnym termikiem i maleje przy wyższych temperaturach 17,18,19. Równania oparte na Arrheniu próbują wyjaśnić ten spadek, sugerując denaturację enzymów przekraczającą optimum termiczne6. Jednak denaturacja enzymów zachodzi w wyższych temperaturach niż te powszechnie występujące w glebach, co wskazuje, że enzymy osiągają optimum termiczne zanim nastąpi denaturacja19,20. Co więcej, samo dodanie drugiej funkcji do równania Arrheniusa, aby uwzględnić załamanie się tempa oddychania spowodowanego denaturacją, nie pozwala oszacować temperatury punktu zwrotnego – temperatury, przy której tempo zmiany oddechu jest maksymalizowanena poziomie 21,22. W konsekwencji równania oparte na Arrheniu nie oddają w pełni powszechnie mierzonego kształtu ogólnej reakcji temperaturowej na tempo rozkładu SOM w zakresie temperatur obserwowanych w glebach14,23.

Aby rozwiązać ograniczenia teorii Arrheniusa, opracowano wiele równań reprezentujących wrażliwość na temperaturę procesów biologicznych; jednak niewiele z nich opiera się na teorii biologicznej lub zostało zastosowanych do gleb24,25. Wśród podejść opartych na biologii, teoria szybkości makrocząsteczek (MMRT) przezwycięża niektóre ograniczenia równania Arrheniusa, uwzględniając właściwości termodynamiczne makrocząsteczek biologicznych, takich jak enzymy26. Podobnie teoria Enzyme-Assisted Arrhenius (EAAR) uwzględnia zależną od temperatury rolę enzymów w obniżaniu energii aktywacji reakcji24. Oba równania zostały z powodzeniem zastosowane w badaniach reakcji biochemicznych na temperaturę w glebach i mikroorganizmach 17,24,27,28. Te równania dostarczają cennych mechanistycznych informacji na temat odpowiedzi temperaturowej rozkładu SOM oraz leżących u podstaw kroków reakcji. Jednak ich szerokie wdrożenie i parametryzacja często są utrudnione przez wyzwania eksperymentalne.

Zarówno badania terenowe, jak i laboratoryjne mają zalety i ograniczenia w zrozumieniu odpowiedzi temperaturowej tempa rozkładu SOM. Eksperymenty terenowe dostarczają cennych informacji na temat długoterminowej reakcji temperaturowej tempa rozkładu SOM. Jednak interpretacja pomiarów strumieniaCO2 w terenie może być trudna ze względu na zakłócające zmienne, takie jak oddychanie autotroficzne, zmienność wilgotności oraz dostępność podłoża 29,30,31,32,33. Chociaż te interakcje są niezbędne do ilościowego określenia procesów rzeczywistych, takie badania koncentrują się zazwyczaj na długoterminowych reakcjach ekosystemów, a nie na pomiarach krótkoterminowych procesów mechanistycznych. Zrozumienie krótkoterminowej odpowiedzi temperaturowej jest kluczowe dla parametryzacji równań zdefiniowanych przez najnowsze teorie, takie jak MMRT i EAAR, dlatego kluczowe są badania laboratoryjne. Wiele badań laboratoryjnych zazwyczaj cierpi na zakłócające skutki związane z wyczerpywaniem podłoża, które wzrastają wraz z czasem inkubacji i obróbką temperaturą34, 35, 36. Dodatkowo większość eksperymentów laboratoryjnych wykorzystuje tylko kilka metod obróbki temperaturą37, 38, 39, 40, co skutkuje dopasowaniem prostych równań wykładniczych lub obliczaniem stosunków Q10 zamiast bardziej zaawansowanych równań, które wymagają pomiaru szybkości przy większej liczbie dyskretnych temperatur41. Aby rozwiązać te problemy, kluczowe jest opracowanie nowych metod eksperymentalnych, które umożliwiają dokładne pomiary tempa rozkładu SOM w szerszym zakresie temperatur, wspierając tym samym rygorystyczne testowanie i rozwój teorii dekompozycji SOM w odniesieniu do reakcji na temperaturę.

W niniejszym artykule opisujemy konstrukcję i wykorzystanie bloku gradientu temperatury, który nie tylko odpowiada na obecne ograniczenia eksperymentalne, ale także stanowi nowoczesne badanie pokazujące krótkoterminową reakcję rozkładu SOM na temperaturę. Projekt przedstawiony tutaj jest adaptacją metodologii opracowanej po raz pierwszy przez Thomasa i in. (1963)42, a później zmodyfikowanej przez Robinsona i in. (2017)41. Główne różnice obejmują 1) ulepszenie systemu chłodzenia, 2) skrócenie czasu pracy dzięki sprzężeniu bloku z analizatoremCO2 do bezpośredniego pomiaru stężeniaCO2 oraz 3) wyeliminowanie konieczności transportu fiolek podczas eksperymentu. Podczas gdy wcześniejsze raporty21, 41, 43 zawierały szeroki opis bloku temperatury, szczegółowy projekt, metody budowy i testy były minimalne, co ograniczało możliwości innych badaczy korzystania z tego podejścia. Tutaj przedstawiamy pełne szczegóły zarówno projektu, jak i budowy oraz prezentujemy wyniki wielu testów, aby wykazać prawidłową funkcjonalność instalacji dla różnych próbek gleby.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiamy szczegółową konstrukcję i dogłębne wykorzystanie bloku gradientu temperatury. Wszystkie materiały z odpowiednimi specyfikacjami można znaleźć w Tabeli Uzupełniającej 1 oraz Tabeli materiałów. Koszt budowy i montażu bloku gradientu temperaturowego wyniósł około 20 000 euro, nie licząc kosztów analizatora gazów. Ten blok gradientu temperatury nosi nazwę 'Eunice' na cześć Eunice Foote.

1. Budowa bloku gradientu temperatury

  1. Zobacz Rysunek 1 , aby zobaczyć konstrukcję korpusu bloku gradientu temperatury.
  2. Budowa aluminiowego bloku
    1. Umieść i zabezpiecz surowy blok aluminiowy w uniwersalnej frezarce. Wprowadź pomiary i położenie każdego otworu do oprogramowania maszyny. Rysunek 2 określa położenie i średnicę każdego otworu dla konfiguracji.
    2. Wywierć otwory na pręty grzewcze. Na jednym końcu bloku wywierć dwa otwory o średnicy 16 mm i głębokości 133 mm. Umieść te otwory tak, aby ich środki znajdowały się 25 mm od górnej krawędzi i 36,25 mm od bocznych krawędzi (Rysunek 2).
    3. Stwórz wzór zamkowy dla środka chłodzącego. Na przeciwległym końcu bloku wywierć wzór zamkowy na długości 180 mm (Rysunek 3A). Upewnij się, że wzór zamku ma grubość 16 mm i głębokość 140 mm. Wywiercić 12 dodatkowych otworów w układzie zamku, każdy o średnicy 10 mm i głębokości 140 mm. Zobacz Rysunek 3B , aby uzyskać dokładne położenie i rozmieszczenie tych dziur.
      UWAGA: Wzór zamkowy został stworzony, aby zwiększyć kontakt czynnika chłodzącego z blokiem, a 12 otworów zapobiega przepełnieniu.
    4. Stwórz uszczelkę do wzoru zamkowego. Wytnij aluminiową uszczelkę, aby zamknąć środek chłodzący w bloku i umieść ją na wzroście zamkowym. Stosuje się to, aby zapobiec wycieku środka chłodzącego.
    5. Wywierć otwory do połączenia chłodzenia. Z przodu i z tyłu bloku wywierć otwory o średnicy 15 mm do połączenia chłodzenia (Rysunek 4). Ustaw środek otworów na głębokość 75 mm. Upewnij się, że otwór z przodu jest 18 mm od krawędzi, a otwór z tyłu 162 mm od krawędzi. Upewnij się, że te dwa otwory łączą początek i koniec wzoru zamku.
    6. Wywierć otwory na czujniki temperatury. Wywierć 8 otworów o średnicy 3 mm i głębokości 150 mm. Czujniki te znajdują się na środku bloku i są równomiernie rozmieszczone wzdłuż jego długości. Upewnij się, że środek pierwszego otworu czujnika znajduje się 940 mm od krawędzi, a ostatni otwór czujnika 205 mm od krawędzi.
    7. Wywierć otwory do fiolek 60 mL. Stwórz 88 otworów, każdy o średnicy 28 mm i wysokości 144 mm. Te otwory są równomiernie rozłożone na całym bloku. Środek pierwszego i ostatniego otworu fiolki jest wyrównany ze środkami pierwszego i ostatniego otworu sensora.
  3. Przygotowanie izolacji
    UWAGA: Materiał izolacyjny wykonany jest z poliizocyjanuranu o grubości 40 mm.
    1. Używając piły tarczowej, wyciął materiał izolacyjny w kształt trapezu pod kątem 135°. Aby zakryć cztery długie boki aluminiowego bloku, wytnij materiał izolacyjny na prostokąt o wymiarach 1080 mm na 230 mm. Wytnij każdą z czterech stron tego prostokąta pod kątem 135°, aby dobrze otoczyły blok. Jedna z tych stron będzie przyklejona do pokrywy bloku. Użyj taśmy aluminiowej, aby zabezpieczyć materiał izolacyjny pokrywy bloku.
    2. Dla dwóch krótkich boków bloku wytnij materiał izolacyjny na kwadrat o wymiarach 230 mm na 230 mm. Ponownie, wytnij każdą stronę kwadratu pod kątem 135°, aby zapewnić odpowiednie dopasowanie.
  4. Podłączenie układu chłodzenia (Rysunek 5)
    UWAGA: System chłodzenia stosowany w tym układzie jest kompaktowy i energooszczędny. System chłodzenia działa poprzez cyrkulację naturalnego czynnika chłodzącego o wydajności chłodzącej do -30 °C.
    1. Przymocuj złącze kolanowe i węż do bloku (rysunek 5C). Następnie podłącz wąż, który kieruje środek chłodzący do chłodzenia.
    2. Przykryj wąż elastycznym materiałem izolacyjnym, aby całkowicie go zakryć. Dzięki temu środek chłodzący utrzymuje pożądaną temperaturę. Przytnij elastyczny materiał izolacyjny i mocno przymocuj go do węża, używając kleju uszczelniającego, aby utrwalić izolację.
  5. Włóż pręt grzewczy i czujniki do bloku, aby upewnić się, że pasują (rysunek 5D).
  6. Zobacz Rysunek 5 , aby zobaczyć przegląd opisanych powyżej kroków.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Projekt nadwozia i części bloku gradientu temperatury. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Blok gradientu temperatury określający położenie i średnicę otworów używanych do różnych zastosowań. Litera "S" oznacza czujnik. Wymiary wyrażone są w milimetrach (mm). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Projekt i pomiary wzoru zamkowego użytego jako czynnik chłodzący. (A) Pomiary grubości, długości i średnicy wzoru zamku oraz (B) odległość i położenie 12 otworów użytych do zapobiegania przepełnieniu. Wymiary wyrażone są w milimetrach (mm). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Widok boczny bloku gradientu temperatury wskazujący głębokość każdego otworu oraz położenie połączeń chłodniczych. Litera "S" oznacza czujnik. Wymiary wyrażone są w milimetrach (mm). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-5
Rysunek 5: Przegląd konstrukcji bloku gradientu temperatury. (A) Wiercenia otworów do umieszczania fiolek 60 mL; (B) budowa materiału izolacyjnego pokrywającego aluminiowy blok; (C) przyłączenie i obudowa dla środka chłodzącego; (D) włożenie pręta grzewczego i czujników do bloku. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

2. Budowa obudowy ze stali nierdzewnej.

  1. Wytnij stal nierdzewną na długie boki o wymiarach 1080 mm x 230 mm x 230 mm. Na krótkich bokach wyciął stal nierdzewną o wymiarach 230 mm x 230 mm. Upewnij się, że zrobisz otwory na wąż chłodzący, czujniki, pręty grzewcze i uchwyty.
    UWAGA: Jedna z długich ścian służy jako pokrywa bloku.
  2. Połącz termicznie uchwyty, zawiasy pokrywy i zamki ze stalową obudową.

3. Budowa jednostki elektronicznej

UWAGA: Tylko wykwalifikowany elektryk może zbudować jednostkę elektroniczną. Protokół przedstawiony tutaj został opracowany zgodnie z prawem holenderskim i unijnym. Poniżej znajduje się krótki przegląd głównych użytych komponentów; szczegółowe instrukcje dotyczące okablowania znajdują się w Pliku Uzupełniającym 1.

  1. Zaprojektuj schemat elektroniczny (rysunek 6).
  2. Zamontuj puszki połączeniowe.
    UWAGA: Skrzynki rozdzielcze są montowane w celu ochrony elementów elektrycznych i połączeń przed zewnętrznymi czynnikami i uszkodzeniami.
    1. Mocno zamontuj trzy puszki łącznikowe do stalowej obudowy za pomocą śrub montażowych.
    2. Przygotowałem punkty wejścia do kabla. W głównej puszce rozdzielczej wykuć sześć otworów na przepustki kablowe. W dwóch mniejszych puszkach wytwórz dwa otwory na przewody kablowe. W jednej skrzynce będzie włącznik dwudrożny, a w drugiej połączenia kabla grzewczego pręta.
      UWAGA: Przełącznik dwudrożny służy do włączania i wyłączania urządzenia, co oznacza, że dostarcza zasilanie do mini wyłącznika.
    3. W głównej puszce rozdzielczej wywierć jeden otwór na górze dla zielonej diody LED.
      UWAGA: Ta dioda LED wskazuje, kiedy urządzenie jest włączone i gdy zasilanie jest dostępne dla wszystkich komponentów.
    4. Wytnij i zamontuj szynę DIN w głównej puszce rozdzielczej. Następnie wyznacz trzy otwory na śruby mocujące, które będą trzymać szynę DIN. Zamontuj szynę DIN w głównej puszce rozdzielczej.
      UWAGA: Szyna DIN służy do ułatwiania montażu elementów elektrycznych. Najlepiej umieścić ją mniej więcej na środku głównej skrzynki rozdzielczej.
  3. Instalacja komponentów elektrycznych.
    UWAGA: Użyj Rysunku 7 jako odniesienia i zainstaluj każdy komponent elektryczny.
    1. Znajdź puszkę rozdzielczą dla przełącznika dwudrożnego. Zdejmij górną połowę przełącznika, aby znaleźć część, którą trzeba przeprowadzić przez pokrywę. Zaznacz i wywierć otwór w pokrywie puszki rozdzielczej przełącznika, która musi dobrze dopasować i zamontować przełącznik do pokrywy. Skorzystaj z instrukcji montażu przełącznika.
    2. W głównej puszce rozdzielczej umieść zacisk PE/GND na szynie DIN. Następnie umieść miniaturowy wyłącznik (MCB) na szynie DIN.
      UWAGA: Terminale PE/GND są używane jako końcowe końcówki. MCB to miniaturowy wyłącznik obwodowy i główny wyłącznik bezpieczeństwa w przypadku awarii lub zwarcia. Gdy MCB jest włączony, zasilanie dostarcza do zasilacza AC/DC.
    3. Umieść dwa potrójne zaciski przesuwające na szynie DIN. Używa się dwóch podwójnych mostków końcowych łączących je na górze i dole terminali feed-thru.
      UWAGA: Używaj zacisków feed-thru do łączenia więcej niż dwóch przewodów oraz mostków do łączenia wielu zacisków feed-thru razem. Zapewnij bezpieczne i niezawodne połączenie, korzystając z konektorów ferruli.
    4. Umieść zasilacz DC na szynie DIN, tak jak na zdjęciu.
      UWAGA: W tym badaniu użyto zasilacza 24 V, 2,5 A AC/DC. Który wykorzystuje prąd przemienny i przekształca go na 24 VDC dla wymagań wyjściowych innych komponentów.
    5. Umieść termostat na szynie DIN, tak jak na zdjęciu. Upewnij się, że nie stracisz modułu połączenia kablowego (zielony na rysunku 7).
      UWAGA: Do sterowania i monitorowania temperatury użyto termostatu. Jest to system oprogramowania oparty na przeglądarce internetowej, który wymaga podania adresu IP urządzenia do logowania, ustawienia temperatury prętów grzewczych oraz zapisywania danych. Był on podłączony do sieci lokalnej (LAN), aby móc połączyć się z jednostką z dowolnego komputera na kampusie.
    6. Umieść siedem potrójnych zacisków feed-thru na szynie DIN, jak na zdjęciu. Za pomocą trzech mostków pięciokrotnych połącz pierwsze pięć przejściowych na górnym, środkowym i dolnym zacisku przejściowym.
    7. Użyj dwóch pięciokrotnych mostków, aby połączyć ostatnie dwa przejścia na górze i dole.
    8. Umieść jeden uchwyt bezpiecznika na szynie DIN tak jak na zdjęciu.
      UWAGA: Bezpiecznik 630 mA został użyty do ochrony elementów jednostki przed uszkodzeniami w przypadku zwarć i przepięć.
    9. Umieść dwa pojedyncze złącza zaciskowe na szynie DIN, jak na zdjęciu.
    10. Umieść przekaźnik półprzewodnikowy na szynie DIN, jak na zdjęciu.
      UWAGA: Przekaźnik półprzewodnikowy służy do włączania i wyłączania prętów grzewczych.
    11. Umieść jeden terminal PE/GND jako końcowy przystanek.
  4. W przypadku procedury łączenia przewodu elektrycznego zobacz Rysunek Uzupełniający 1.
  5. Aby zobaczyć przegląd jednostki elektronicznej, zobacz Rysunek 7.

figure-protocol-6
Rysunek 6: Schemat jednostki elektronicznej. Kolory przewodów to: brązowy = linia napięcia prądu zmiennego (VAC), niebieski = neutralny VAC, zielony i żółty = GND (masa/ziemia), czerwony = napięcie prądu stałego (VDC) dodatnie, = ujemny VDC. Przewody danych są białe, ale dla ułatwienia ich identyfikacji na tym rysunku pokazano na zielono. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-7
Rysunek 7: Główna skrzynka rozdzielcza jednostki elektronicznej przymocowana do bloku gradientu temperatury. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Montaż bloku gradientu temperatury

  1. Użyj uszczelniacza klejowego, aby przykleić materiał izolacyjny do stalowej obudowy. Pozwól wyschnąć przez noc.
  2. Włóż czujniki i pręty grzewcze do aluminiowego bloku.
  3. Umieść aluminiowy blok wewnątrz stalowej obudowy, prowadząc kable przez odpowiednie otwory do połączenia z jednostką elektroniczną.
  4. Użyj zawiasów, aby przymocować izolowaną pokrywę ze stali nierdzewnej do bloku.
  5. Przymocuj układ chłodzenia do aluminiowego bloku.
  6. Umieść blok gradientu temperatury w laboratorium, zapewniając, że wszystkie połączenia są bezpieczne i funkcjonalne (Rysunek 8A). Upewnij się, że laboratorium ma solidny stół o długości co najmniej 2 m. Sprawdź, czy jest dostęp do Ethernetu i prądu. Dla optymalnej pracy pożądana jest kontrolowana temperatura otoczenia.

5. Budowa systemu spłukiwania

UWAGA: Linia płukania została zaprojektowana tak, aby standaryzować stężeniaCO2 w każdej fiolce na początku inkubacji. Zobacz Rysunek 8B , aby zobrazować system płukania z blokiem gradientu temperatury.

  1. Pokrój rurę o mniejszej średnicy elastycznej na 10 części, z których każdy ma długość 15 cm. Przymocuj igłę do jednego końca każdej z 10 mniejszych rurek.
  2. Pokrój rurę o większej średnicy na pojedynczy kawałek o długości 1 m. Umieść korek na jednym końcu tej rury, a drugi koniec podłącz do przewodu powietrza w laboratorium.
  3. Zmierz i oznacz większą rurkę w odstępach 5 cm wzdłuż jej długości. W każdym wyznaczonym odstępie włóż igłę podłączoną do jednej z mniejszych rurek.

figure-protocol-8
Rysunek 8: Blok gradientu temperatury. (A) Blok gradientu temperatury zainstalowany w laboratorium z zamkniętą pokrywą i (B) otwartą z wyświetlanym systemem spłukiwania. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

6. Opis jednostki wtryskowej analizatora gazów

UWAGA: Analizator gazów w tym zestawie pozwala na bezpośrednie pomiary stężeniaCO2 w 60 mL szklanych fiolkach. Zakres tego analizatora gazów wynosi od 0 ppm do 10000 ppm, z precyzją 0,04 ppm przy 400 ppm. Analizator gazów jest wyposażony w zestaw redukujący przepływ, który mierzy z prędkością 1,17 mL/s.

  1. Zmodyfikuj rurkę wtryskową analizatora gazów, dodając zewnętrzny filtr 0,45 μm oraz igłę wtryskową (Rysunek 9).
    UWAGA: Filtr 0,45 μm został dodany jako dodatkowy środek ostrożności, aby zapobiec przedostawaniu się wody do analizatora gazów. Igła ma rozmiar 18 G i wymiary 1,2 mm x 25 mm. Igła została dobrana na podstawie średnicy, aby zminimalizować uszkodzenia gumowych septów fiolek szklanych 60 mL.
  2. Podłącz rurkę wtryskową analizatora gazów do wlotu przyłączenia instrumentu.
  3. Na końcu rurki wtryskowej przymocuj męskie złącze Luer lock. Za pomocą elastycznej rurki o średnicy wewnętrznej 1/4 przymocuj blokadę Luer do rurki wtryskowej. Następnie przymocuj filtr 0,45 μm za pomocą elastycznej rurki, aby wszystko uszczelnić razem.
  4. Na śrubowym końcu filtra 0,45 μm użyj złącza męskiego i żeńskiego, aby bezpiecznie przymocować igłę.

figure-protocol-9
Rysunek 9: Jednostka do wtrysku analizatora gazów. (A) Rurka wtryskowa analizatora gazów. (B) Zewnętrzny filtr 0,45 μm oraz igła do wtrysku. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

7. Projektowanie terapii inkubacyjnej

  1. Wybierz próbki gleby.
    UWAGA: Próbki gleby wybrane do tego manuskryptu pokazują funkcjonalność protokołu i rodzaj danych, które można zebrać przy użyciu tego układu.
  2. Wybierz zakres temperatur dla inkubacji blokowej, który jest zdefiniowanym przez użytkownika zakresem od 0 °C do 90 °C.
    UWAGA: Zakres temperatur tego rękopisu wynosił od 4 °C do 60 °C. Jeśli system jest używany poza tym zakresem, należy stosować protokoły bezpieczeństwa laboratoryjnego podczas pracy z wysokimi lub poniżej zera temperaturami.
  3. Zaplanuj losowość próbek.
    UWAGA: W tym manuskryptie próbki zostały losowo przydzielone w ramach bloku temperatury (pozycje A-D). Chociaż początkowo badanie testowało losowość pomiaru próby po inkubacji, wprowadziło to błędy w oznakowaniu podczas procesu odczytu. Dlatego priorytetem było spójne kolejność pomiarów (czyli od wysokich do niskich).

8. Przygotowanie próbek do przedinkubacji

UWAGA: Aby ograniczyć zmiany w społecznościach mikroorganizmów glebowych, próbki gleby powinny być inkubowane świeżo jak najszybciej po pobieraniu próbek. Jednak w zależności od ograniczeń eksperymentalnych i logistyki, próbki gleby mogą wymagać suszenia na powietrzu do transportu i przechowywania przed inkubacją. W tym manuskrypcie ustandaryzowano procedurę suszenia na powietrzu do przetwarzania próbek przed inkubacją.

  1. Przesiej świeżą ziemię sitkiem o średnicy 2 mm. Przesiewana ziemia wyschła w 40 °C przez 24 godziny. Ta wysuszona powietrzem gleba może być przechowywana do czasu dalszego przetwarzania.
  2. Włóż próbkę gleby do metalowej puszki i dokładnie wymieszaj. Rozmiesz mieszaną ziemię w 22 wcześniej oznaczonych szklanych fiolkach po 60 mL. Za pomocą papieru wagowego dodaj 3 ± 0,03 g ziemi do każdej fiolki 60 mL.
  3. Używając pipety, dostosuj glebę do pożądanej pojemności zatrzymywania wody (WHC) zgodnie z metodą lejka. Po dostosowaniu zawartości wody do docelowego % WHC, zapisz dokładną wagę każdej fiolki.
    UWAGA: Próbki gleby wybrane do tego manuskryptu zostały skorygowane do 60% WHC.
  4. Zatkaj fiolki watą, aby umożliwić wymianę powietrza otoczenia.
  5. Próbki przedinkubować przez 10 dni w laboratorium o kontrolowanej temperaturze w temperaturze 20 °C.

9. Regulacja WHC podczas przedinkubacji

  1. Po 7 dniach preinkubacji zapisz wagę fiolek i dostosuj do docelowego WHC. Dla precyzyjności używaj pipety i dodawaj wodę w razie potrzeby. Oblicz wodę do każdej fiolki, stosując równanie 1.
    Woda do dodawania = wagaT0 (g) - wagaT7 (g) (1)
    gdzie wagaT0 oznacza wagę fiolki w czasie zera, a waga T7 oznacza wagę fiolki po 7 dniach.

10. Inicjalizacja bloku gradientu temperatury

UWAGA: System chłodzenia jest sterowany za pomocą panelu z przodu instrumentu. System grzewczy jest sterowany za pomocą przełącznika za przyrządem oraz interfejsu online.

  1. Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta, aby WŁĄCZYĆ układ chłodzenia. Naciśnij przycisk zasilania raz (Pozycja A, Rysunek Uzupełniający 2). Upewnij się, że wartości temperatury °C i obrotów migają, gdy komunikat jest WYŁĄCZONY. To wskazuje, że system jest WŁĄCZONY, ale obecnie nieaktywny.
  2. Aktywuj pompę, naciskając przycisk OK/Pompa (pozycja E, Rysunek Uzupełniający 2) i naciśnij przycisk + lub - (Pozycje G i F, Rysunek Uzupełniający 2), aby ustawić obroty na 3500. Przed uruchomieniem systemu chłodzenia sprawdź, czy poziom płynu świeci na zielone światło (pozycja L, Rysunek Uzupełniający 2). Jeśli poziom płynu jest czerwony, oznacza to, że nie ma wystarczającej ilości czynnika chłodzącego. Skontaktuj się z kierownikiem laboratorium lub zapoznaj się z instrukcją producenta.
  3. Aktywuj system chłodzenia, naciskając Temp (pozycja B, rysunek S2) i przyciski + lub - (Pozycja D i C, Dodatkowy Rysunek 2), aby ustawić Temp °C na -1,6 °C. Wartość nastawiona (Pozycja O, Rysunek Uzupełniający 2) powinna migać. Oznacza to, że układ chłodzenia nie osiągnął jeszcze ustawionego punktu.
    UWAGA: Ustawiona temperatura w systemie chłodzenia nie jest taka sama jak temperatura wewnątrz bloku.
  4. Włącz przełącznik za blokiem (Rysunek Uzupełniający 3). Upewnij się, że zielona lampka się ZAPALA. To oznacza, że system grzewczy jest WŁĄCZONY, ale regulacja temperatury nie jest aktywna.
  5. Aby aktywować kontrolę temperatury systemu grzewczego, otwórz interfejs online bloku gradientu temperatury, wpisując adres IP 10.75.117.227 w przeglądarce. Zaloguj się za pomocą podanej nazwy użytkownika i hasła, aby zobaczyć temperaturę każdego czujnika (Rysunek uzupełniający 4). Ten interfejs pokazuje wartości czujników, które są aktualizowane co 3 sekundy.
  6. Reguluj ustawioną temperaturę grzewania na 60,00 °C, naciskając strzałki w górę/dół . Naciśnij przycisk ON , aby włączyć system grzewczy.
    UWAGA: Osiągnięcie stabilnego, liniowego gradientu temperatury blokowi zajmuje około godziny.
  7. Dziesięć minut po włączeniu bloku sprawdź sterowanie grzejnikiem, żeby upewnić się, że działa. Instrument działa, gdy temperatura jest inna dla każdego czujnika.

11. Instalacja analizatora gazów

  1. Zgodnie z instrukcją producenta, włącz analizator gazu, naciskając raz przycisk zasilania . Poczekaj 45 minut, aż instrument się rozgrzeje.
  2. Podłącz komputer do sieci Wi-Fi analizatora gazowego, zidentyfikowanej unikalną nazwą hosta (TG15-XXXXX) i użyj hasła do połączenia.
  3. Wpisz nazwę hosta lub adres IP w przeglądarce i naciśnij enter , aby się połączyć. Następnie otwórz sekcję ustawień i wybierz ograniczenie przepływu. Jeśli opcja jest już wybrana, nie zmieniaj niczego w oprogramowaniu.

12. Przygotowanie do załadunku próbek

  1. Dostosuj WHC zgodnie z sekcją 6 protokołu 1 godzinę przed rozpoczęciem inkubacji.
  2. Sprawdź kontrolę grzejnika, aby upewnić się, że osiągnęła pożądaną temperaturę 10 minut przed umieszczeniem próbek w bloku.
  3. Włącz przewodnik ambientowy znajdujący się w laboratorium.
  4. Podłącz system płukania i podłącz analizator gazów do komputera.

13. Zbieraj puste listy

  1. Rejestruj puste listy według następujących dwóch procedur:
  2. Podłącz linię płukania do systemu wtryskowego analizatora gazów i zapisz CO2 (w ppm) linii płukania bezpośrednio.
  3. Włóż pięć szklanych fiolek po 60 ml do pustego pojemnika. Dla każdej fiolki umieść jedną linię spłukiwania. Po 1 minucie wyjmij linię płukającą i zakręć fiolkę. Poczekaj cztery godziny przed zmierzeniemCO2 w fiolkach.

14. Ładowanie próbek w bloku gradientu temperatury

UWAGA: W bloku będziesz miał pozycje bloków A, B, C, D. Umieść tę samą próbkę na tym samym miejscu bloku na całym bloku (Rysunek 10). Na przykład próbka numer 175 trafia na pozycję blokową A od 1 do 22, próbka numer 45 w pozycji blokowej B od 1 do 22 itd.

figure-protocol-10
Rysunek 10: Pozycje fiolek wewnątrz bloku. Litera "S" oznacza czujnik. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

  1. Otwórz blok, połóż komputer i system spłukiwania na pokrywie bloku (rysunek 11). Na ruchomym stole połóż pudełka z próbkami.
    UWAGA: Nosz maskę KN95, aby zminimalizować zmiennośćCO2 w próbkach. Zapobiega to zanieczyszczeniu fiolekCO2 z oddechu.
  2. Przygotuj arkusz kalkulacyjny do zapisywania czasu zamknięcia (godzina: minuta) każdej fiolki i równolegle wizualizuj czas analizatora gazów.
    UWAGA: Czas zamknięcia każdej fiolki służy do normalizacji szybkości podczas przetwarzania danych.
  3. Zacznij ładować próbki do bloku gradientu temperatury. Pracuj w partiach po osiem próbek. Umieść próbki bez zakrętki wewnątrz bloku, zaczynając od chłodzenia. Oznacza to, że pierwsze osiem próbek to A1, B1, C1, D1, A2, B2, C2, D2.
  4. Włóż linię do płukania w ośmiu fiolkach i odczekaj 1 minutę. Wyjmij linię płuczącą i natychmiast zamknij fiolki. W arkuszu kalkulacyjnym zapisz dokładny czas zakapania każdej fiolki.
    UWAGA: Ostrożnie włóż linię do przepłukiwania do każdej fiolki, upewniając się, że nie styka się z glebą. Zapobiega to krzyżowemu zanieczyszczeniu i pomaga zachować integralność próbki.
  5. Podczas gdy pierwsze osiem fiolek jest w trakcie płukania, załaduj kolejną partię próbek do bloku gradientu temperatury. Na przykład próbki płukania to: A1, B1, C1, D1, A2, B2, C2, D2. Kolejne próbki do dodania to: A3, B3, C3, D3, A4, B4, C4, D4.
  6. Włóż linię do płukania w kolejnej partii próbek.
  7. Powtarzaj te kroki, aż blok będzie w pełni załadowany.
  8. Zamknij blok i odczekaj 3,5 godziny od momentu zamknięcia ostatniej próbki.
  9. Ustaw analizator gazów w tryb uśpienia, naciskając przycisk zasilania dwa razy w ciągu 3 sekund.
  10. WYŁĄCZ system płukania za pomocą czerwonego zaworu umieszczonego w ścianie.

figure-protocol-11
Rysunek 11: Montaż bloku gradientu temperatury obciążenia. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

15. Zaczynając od CO2 pomiarów

  1. Wyjmij analizator gazów z trybu uśpienia , naciskając przycisk zasilania raz na godzinę przed rozpoczęciem pomiarówCO2 . Sprawdź ustawienia analizatora zgodnie z sekcją 8.
  2. Włącz system płukania i umieść analizator gazów na ruchomym stole (rysunek 12).
    UWAGA: Ruchomy stół musi być wystarczająco wysoki, aby system wtryskowy analizatora gazów mógł dotrzeć do wszystkich próbek.
  3. Sprawdź sekcję diagnostyczną analizatora gazów (Rysunek uzupełniający 5). Upewnij się, że status instrumentu jest zielony dla wszystkich komponentów. Tutaj są dwie możliwości:
    1. Jeśli wszystko jest zielone, rozpocznij analizę.
    2. Jeśli są tam czerwone lub żółte komponenty, sprawdź instrukcję analizatora gazów i jeśli to konieczne, poproś o pomoc techniczną. Jeśli błąd zostanie naprawiony, należy kontynuować pomiaryCO2 . Jeśli błąd nie zostanie naprawiony, zatrzymaj eksperyment.
  4. Otwórz sekcję wykresu analizatora gazów, aby zobaczyć pomiary w czasie rzeczywistym. Pamiętaj, że instrument stale mierzyCO2 z powietrza.
    UWAGA: Wyświetlacz pomiarowy jest opóźniony o ~3-5 sekund.
  5. Po 3,5 godzinie inkubacji zacznij mierzyć próbki. Zaczynając od wyższych temperatur. Na przykład pierwsze próbki do odczytania to: A22, B22, C22 i D22.
    UWAGA: Podczas pomiaru próbek w temperaturach <15 °C" należy nosić maskę KN95. To zmniejszy szum w danych.
  6. Podłącz igłę do wtrysku analizatora do linii spłukiwającej między próbkami. To ułatwi czyszczenie danych.
  7. Na ekranie znajduje się funkcja REMARK w oprogramowaniu analizatora gazów. Za każdym razem, gdy mierzymy próbkę, stwórz UNIKALNĄ i PROSTĄ uwagę. Nie zapomnij kliknąć UWAGI przed uruchomieniem każdej próbki.
    UWAGA: Użyj unikalnych numerów lub unikalnego identyfikatora próbki jako UWAGA. Jeśli w UWAGIE popełniono błąd, należy zwrócić uwagę na czas pomiaru próbki. Na przykład notuj późne zastrzyki, czy REPOST zakończono wcześniej czy późno itd.
  8. Włóż igłę do fiolki z próbką 60 mL na 20 sekund. Po upływie tych sekund wyjmij igłę z fiolki.
    UWAGA: Analizator gazów będzie miał problemy z ciśnieniem, jeśli igła pozostanie w fiolce 60 mL przez ponad 38 sekund. Unikaj tego, ponieważ analizator gazów przestanie działać na kilka minut, aż ciśnienie ponownie się ustabilizuje.
  9. Postępuj zgodnie z tymi krokami przy odczytywaniu próbek i pięciu pustych miejsc analizatorem gazów:
    UWAGA: Naciśnij przycisk UWAGA w oprogramowaniu online analizatora gazów, aby rozpocząć i zakończyć komentarz.
    1. Zacznij REMARK od hh:mm:00.
    2. Włóż igłę do fiolki o temperaturze hh:mm:10.
    3. Wyjmij igłę z fiolki o hh:mm:30.
    4. Stop RENOTE na: hh:mm:45.
  10. Zmień filtr 0,45 μm podłączony do igły do wtrysku analizatora co 16 próbek. Filtr ten ma na celu wychwytywanie wilgoci i zapobieganie zatkaniu filtrów wewnątrz analizatora.
  11. Powtarzaj te kroki dla wszystkich próbek.

figure-protocol-12
Rysunek 12: Umieść analizator gazu na ruchomym stole. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

16. Rozładowywanie próbek z bloku gradientu temperatury

  1. Jedną po drugiej wyjmij próbki z bloku i umieszczaj je w pudełku. Skorzystaj z jednej z tych opcji:
    1. Rozładowywanie podczas pomiaruCO2.
    2. Rozładowanie po odmierzeniu ostatniej próbkiCO2 .
      UWAGA: Wybierz jedną z dwóch opcji na podstawie wymagań dotyczących przyszłej analizy próbki po inkubacji blokowej lub harmonogramu laboratorium. Na przykład krok 16.1.1 może zmienić czas inkubacji niektórych próbek, co może wpłynąć na wyniki kolejnych analiz. Harmonogram laboratoriów (np. godziny otwarcia i zamknięcia) również może być czynnikiem ograniczającym.
  2. Przetwórz i przechowuj próbki do przyszłej analizy.
    UWAGA: W tym przypadku wszystkie 88 próbek zostało zachowanych po inkubacji blokowej. Za pomocą szpatułki cała próbka została przeniesiona z fiolki szklanej 60 mL do wcześniej oznaczonych plastikowych toreb.

17. Pobieranie danych

  1. Aby wydobyć dane zebrane analizatorem gazów, przejdź do oprogramowania online analizatora. Kliknij Ustawienia , a następnie kliknij ikonę Pobieraj .
  2. Wybierz konkretny moment pomiaru pierwszej i ostatniej próbki. Kliknij Pobierz.
  3. Otwórz nowy arkusz kalkulacyjny, wybierz Otwórz plik. Zmień wyszukiwanie plików na Wszystkie pliki (*.*) i poszukaj dokumentu zapisanego w poprzednim kroku. Otworzy się nowe okno, a następnie wybierze Zakończ.

18. Wyłączanie instrumentów

  1. Wyłącz analizator gazu przyciskiem zasilania lub przez interfejs programowy. Aby wyłączyć instrument przyciskiem, naciśnij przycisk Power Off trzy razy w ciągu 5 sekund.
  2. WYŁĄCZ system chłodzenia. Naciśnij blokadę (Pozycja I, Rysunek Uzupełniający 2) oraz przycisk OK/Pompa (Pozycja E, Rysunek Uzupełniający 2). Biały szum powinien ustać. Gdy szum całkowicie zniknie, naciśnij dolne WYŁĄCZENIE.
  3. WYŁĄCZ system grzewczy. Wyłącz system sterowania gradientem temperatury za pomocą przełącznika za instrumentem. Upewnij się, że zielona lampka GASNIE (Rysunek Uzupełniający 3).

19. PrzeliczanieCO2 ppm na tempo oddychania w μg C na kg gleby na godzinę

  1. Zaimportuj dane z analizatora gazu do oprogramowania postprocessingowego (używaliśmy R) i wyodrębnij następujące zmienne: REMARK, TIME, CO2 i H2O.
  2. Stwórz nową kolumnę, aby wyodrębnić interesujące sekundy, konkretnie od >30 s do <35 s.
  3. Usuń wszelkie obserwacje związane ze spadkiem ciśnienia. Podczas eksperymentu spadki ciśnienia mogły powodować nieco niższe odczytyCO2 niż oczekiwano. Te niewielkie spadki (od 3% do 5% niższe niż poprzednia lub następna wartość) nie są rzeczywistymi zmianami CO₂, lecz artefaktami (błędami) spowodowanymi spadkiem ciśnienia. Dlatego usuń wartości CO2 , które nieznacznie spadły (~3-5%) w porównaniu do poprzedniej lub następnej wartości CO2 .
  4. Oblicz średnie stężenieCO2 (ppm) dla pozostałych punktów danych. Dla każdej próbki odejmij średnią z pięciu zmierzonych pustych miejsc.
  5. Zaimportuj dane laboratoryjne do oprogramowania do postprodukcji (np. R) i wyodrębnij następujące zmienne: REMARK, suchą masę gleby oraz czas zamknięcia.
  6. Aby przekształcić CO2 ppm mierzone przez analizator na μg C na g gleby, należy zastosować równanie 2:
    figure-protocol-13
    gdzie stężenieCO2 mierzone przez analizator gazów wyraża się w ppm; Masa cząsteczkowaCO2 jest równa 44,01 g·mol-1; P to ciśnienie barometryczne, równe 1 i wyrażone w atm; R to uniwersalna stała gazowa równa 0,082058 wyrażona w atm·mol-1·K-1; przestrzeń nad głową oblicza się na podstawie przestrzeni nad głową fiolek szklanych 60 mL wyrażonej w mL; T to przyjęta temperatura wewnętrzna instrumentu, równa 293,15 i wyrażona w K; a masa gleby na sucho wyrażana jest w g.
  7. Następnie podziel przez czas inkubacji wyrażony w godzinach i pomnóż przez 1000, aby przekształcić gramy w kilogramy gleby.
  8. Na koniec przekształc μgCO2 w μg węgla, używając mas cząsteczkowychCO2 i C. Skutkuje to tempem oddechu wyrażonym w μg C na kilogram gleby na godzinę.
  9. Zapisz lub wyeksportuj przetworzone dane do dalszej analizy.

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stabilność i rozkład temperatury bloku
Podczas opracowywania tego protokołu testowaliśmy liniowość i stabilność czasową temperatury wewnątrz bloku. Po włączeniu systemu chłodzenia i grzejnika czas inicjalizacji bloku wynosi około godziny, podczas której większość z ośmiu równomiernie rozłożonych czujników temperatury osiąga temperaturę docelową i pozostaje stała po przekroczeniu (rysunek 13A). Po tym okresie temperatury rejestrowane przez osiem czujników potwierdzają idealny liniowy rozkład temperatury wzdłuż bloku aluminiowego (rysunek 13B).

figure-results-1
Rysunek 13: Liniowość i stabilność czasowa wewnątrz bloku gradientu temperatury. (A) Stabilność czasową temperatur wewnątrz bloku w okresie inkubacji oraz (B) temperaturę rejestrowaną przez czujniki w momencie rozpoczęcia inkubacji. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Temperatura bloku i temperatura gleby
Sprawdziliśmy czas potrzebny na osiągnięcie temperatury pobranej przez osiem czujników próbki gleby wewnątrz bloku (Rysunek 14). W tym badaniu mierzyliśmy temperaturę próbek gleby w ośmiu różnych miejscach w bloku, zlokalizowanych w pobliżu czujników. Czujniki, umieszczone wewnątrz bloku, były wstępnie ustabilizowane w docelowej temperaturze. Zgodnie z opisanym powyżej protokołem, gdy temperatura bloku była stabilna, próbki gleby umieszczano wewnątrz bloku. Do tego testu użyliśmy dodatkowych czujników oddzielonych od bloku. Użyliśmy 15 g gleby, zapewniając, że sonda sensora jest w pełnym kontakcie z glebą. Próbki gleby pozostawiano bez zakapłowania, a temperatura była rejestrowana co minutę przez łącznie 30 minut. Podczas tego testu blok był lekko zamknięty, aby zminimalizować wahania temperatury i odtworzyć jak największe rzeczywiste warunki wykorzystania (całkowicie zamknięte). Stwierdziliśmy, że próbki gleby potrzebują około 12 minut, aby ustabilizować się w docelowej temperaturze. Uznaliśmy ten czas stabilizacji za akceptowalny, biorąc pod uwagę, że inkubacje trwają co najmniej 3,5 godziny. Dodatkowo oceniliśmy liniowość temperatury gleby po 12 minutach inkubacji blokowej. Wyniki wskazują, że temperatury gleby wykazują liniową zależność, ściśle zgraną z liniowością obserwowaną w ośmiu czujnikach (Rysunek 15).

figure-results-2
Rysunek 14: Zarejestrowana temperatura gleby inkubowana w różnych temperaturach. Próbki A, B, C i D były inkubowane w fiolkach umieszczonych blisko odpowiednich czujników (patrz Rysunek 10 dla odniesienia). Temperatura gleby była rejestrowana za pomocą termopary umieszczonej bezpośrednio w próbkach gleby. Temperatury monitorowane przez każdy czujnik są następujące: (A) Czujnik 1 (S1) przy 4,1 °C, (B) Czujnik 2 (S2) przy 12,5 °C, (C) Czujnik 3 (S3) przy 20,1 °C, (D) Czujnik 4 (S4) przy 28,1 °C, (E) Czujnik 5 (S5) w 36,1 °C, (F) Sensor 6 (S6) w 43,8 °C, (G) Sensor 7 (S7) przy 51,9 °C oraz (H) Sensor 8 (S8) przy 60 °C. Po umieszczeniu próbek gleby w bloku, osiągnięcie docelowej temperatury zajmuje około 12 minut. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-3
Rysunek 15: Silna liniowa korelacja między temperaturą gleby a temperaturą czujnika. Cztery fiolki z ziemią umieszczono blisko ośmiu czujników w pozycjach blokowych A, B, C i D. Temperatura gleby była rejestrowana za pomocą termopary umieszczonej bezpośrednio w próbkach gleby. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Interakcja temperatura z wilgocią
Istnieje nieunikniona interakcja między temperaturą a wilgocią, którą należy ocenić podczas okresu inkubacji. Na przykład wysokie temperatury mogą przyspieszać parowanie, podczas gdy niskie mogą powodować kondensację wody. W tym teście użyliśmy czterech losowo wybranych próbek gleby o różnych fakturach (Tabela Uzupełniająca 2). Zgodnie z protokołem każda próbka gleby była umieszczana w tej samej pozycji blokowej we wszystkich 22 temperaturach. Wyniki pokazują, że po średnim czasie inkubacji wynoszącym 3,5 godziny wyższe temperatury powodowały większą utratę wilgoci w porównaniu z niższymi, niezależnie od tekstury gleby (Rysunek 16). Gleby inkubowane w temperaturze 60 °C tracą średnio 12% całkowitej dodanej wody, podczas gdy gleby inkubowane przy 4,1 °C tracą średnio tylko 1,88% całkowitej dołączonej wody. Oznacza to, że podczas 3,5 godziny inkubacji blokowej gleby były utrzymywane w warunkach optymalnej wilgotności, od 50% do 60% zdolności zatrzymywania wody, niezależnie od temperatury inkubacji44,45 (Rysunek uzupełniający 6).

figure-results-4
Rysunek 16: Względna utrata wilgotności gleby podczas inkubacji blokowej w czterech różnych próbkach. Utrata wilgoci została obliczona względem całkowitej ilości dodanej wody, aby uwzględnić WHC. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Pomiary stężenia CO2
Aby przetestować dokładność i precyzję analizatora gazów, przeprowadziliśmy cztery pomiary certyfikowanego gazu referencyjnego (413 ± 5 ppmCO2), dla których analizator zarejestrował 413,71 ± 0,60 (ppmCO2, średnia ± SD). Potwierdziło to wysoką dokładność i precyzję pomiarówCO2 rejestrowanych przez analizator gazów. Ponadto, aby spełnić wymagania producenta, należy co roku przeprowadzać test z użyciem certyfikowanego gazu referencyjnego.

Biorąc pod uwagę opóźnienie spowodowane linią wtryskową oraz zestawem redukcji przepływu do analizatora gazów, przeprowadzono wiele testów w celu określenia optymalnego czasu pomiaru. Wyniki pokazują, że linia wtrysku powoduje opóźnienie około pięciu sekund. W tym układzie idealny czas pomiaru wynosi 20 s, co pozwala na napełnienie jednostki detekcjiCO2 i osiągnięcie równowagi przez 5 s (rysunek 17). Biorąc pod uwagę, że zestaw redukujący przepływ mierzy 1,17 mL/s, czas pomiaru odpowiada pobieraniu 39% zawartości powietrza z fiolek 60 mL. Dodatkowo zaobserwowaliśmy, że gdy analizator gazów jest używany jako zamknięty system, następuje spadek ciśnienia. Spadek ten występuje w odstępie jednej sekundy, gdy nie ma wtrysku powietrza podczas wyciągania igły z fiolki. Aby uwzględnić ten spadek ciśnienia podczas przetwarzania danych, wykluczyliśmy wartościCO2 , które są nieco niższe (od 3% do 5%) niż poprzednia lub następna wartość.

figure-results-5
Rysunek 17: Optimum czasu pomiaru dla pojedynczej próbki gleby inkubowanej w trzech różnych temperaturach. Ten wykres pokazuje czas wstrzyknięcia i ekstrakcji igły, równowagęCO2 przez 5 sekund oraz spadek ciśnienia związany z wybranym okresem. Incubation_ID pokazuje pozycję bloku (C) oraz fiolki (5, 10 i 15). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Testowanie pełnego protokołu
Aby ocenić funkcjonalność i powtarzalność protokołu, inkubowaliśmy dwie różne próbki, każda z czterema technicznymi replikacjami, w 22 oddzielnych temperaturach od 4 °C do 60 °C. Próbki gleby zostały wybrane, aby pokazać rodzaj danych generowanych w tym systemie oraz jego wydajność. Konkretne cechy próby można znaleźć w Tabeli Uzupełniającej 2. Blok gradientu temperatury wiarygodnie rejestrował tempo oddychania gleby różnych próbek gleby w każdym punkcie temperatury, co pozwoliło nam zobrazować krzywą odpowiedzi temperaturowej. Dodatkowo, powstałe krzywe odpowiedzi temperaturowej dla wszystkich replikacji były niemal identyczne, co odzwierciedla niewielkie odchylenie standardowe wokół średnich prędkości oddychania we wszystkich temperaturach (Rysunek 18). Wyniki te wykazują wysoką powtarzalność i potwierdzają precyzję protokołu.

figure-results-6
Rysunek 18: Reprezentatywne tempo rozkładu SOM (Rs) dla dwóch gleb, z których każda mierzona jest za pomocą czterech technicznych replik inkubowanych na całym gradientzie temperatury. Punkty oznaczają średnią szybkości oddechu przy każdej temperaturze, a paski błędu wskazują odchylenie standardowe wśród technicznych replik. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Przeprowadzono drugi test, aby wykazać naukową przydatność protokołu. Zmierzyliśmy tempo oddechu gleby na całym gradiencie temperaturowym i dopasowaliśmy dane za pomocą modelu Arrheniusa lub MMRT (rysunek 19). Próbki gleby zostały wybrane, aby zdemonstrować działanie systemu dla kontrastujących krzywych odpowiedzi temperaturowej ( charakterystyka próbki podana jest w Tabeli Uzupełniającej 2). Wyniki pokazują, że dane zebrane za pomocą bloku gradientu temperatury można dodatkowo analizować poprzez testowanie różnych teorii dotyczących wrażliwości na temperaturę tempa rozkładu SOM. Jednak pojawiają się wyzwania przy pracy ze świeżą glebą w każdym eksperymencie. W ciągu 10 dni przed inkubacją obserwowaliśmy społeczności grzybów rozwijające się wewnątrz niektórych fiolek w próbkach gleby poza zestawem reprezentatywnych próbek. Pomimo naszych starań, by starannie usunąć zbiorowiska grzybowe bez zakłócania gleby, ten wzrost wpłynął na wyniki niektórych próbek (Rysunek 20). W związku z tym zdecydowaliśmy się wyrzucić zakażone próbki, usuwając całą próbkę, a nie tylko pojedyncze fiolki dotknięte wzrostem grzybów.

figure-results-7
Rysunek 19: Reprezentatywne wyniki i tempo oddychania (Rs) czterech różnych próbek gleby inkubowanych w bloku gradientu temperatury. Czerwona linia oznacza dopasowanie Arrheniusa (A,B), a niebieska linia oznacza dopasowanie MMRT (C,D). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-results-8
Rysunek 20: Wzorce tempa oddychania u niektórych próbek dotkniętych wzrostem grzybów. Wyniki te są przykładami (A,B) dwóch skażonych próbek, które zostały wykluczone z dalszej analizy. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Ilustracja uzupełniająca 1: Podstawowy obwód NO/NC. "C" może być również oznaczone jako "COM" dla Common. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy rysunek 2: Panel sterowania systemem chłodzenia. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Ilustracja uzupełniająca 3: Przełącznik systemowy i wskaźnik światła. (A) Przełącznik blokowego systemu sterowania gradientem temperatury; oraz (B) zielona dioda wskazująca, że czujniki i system grzewczy są WŁĄCZONE. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy rysunek 4: Sterowanie nagrzewaczem blokowym z gradientem temperatury w interfejsie online. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 5: Sekcja diagnostyczna analizatora gazów. Wszystko jest zielone, co oznacza, że instrument jest gotowy do pomiarów. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 6: Pojemność zatrzymywania wody gleb inkubowanych w różnych temperaturach, pomiary zarejestrowane po 3,5 godzinie inkubacji blokowej. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Plik uzupełniający 1: Szczegółowe instrukcje okablowania. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela uzupełniająca 1: Lista materiałów o wymaganej ilości. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela uzupełniająca 2: Charakterystyka próbek gleby używanych do testu utraty wilgoci oraz pełny protokół. Te próbki zostały wybrane, aby zademonstrować funkcjonalność protokołu. Klasyfikacja tekstur podąża za systemem USDA, gdzie gruboziarnisty, glina, muł i piasek wyrażane są w procentach. OC odnosi się do zawartości węgla organicznego (gleby g C·kg-1), pH mierzono w wodzie, aCaCO3 oznacza zawartość węglanu wapnia (gleba g·kg-1). Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zastosowanie bloku gradientu temperatury do pomiaru krótkoterminowej reakcji temperaturowej na tempo rozkładu SOM stanowi wyzwanie, zwłaszcza przy wykrywaniu tempa oddychania przy niskich temperaturach. Niskie temperatury mogą bezpośrednio hamować katalityczne działania enzymów wewnątrzkomórkowych i zewnątrzkomórkowych46,47. Dlatego czas inkubacji musi być wystarczająco długi, aby zapewnić, że niskie tempo oddychania na dolnym końcu zakresu temperatur pozwoli na wystarczające nagromadzenieCO2 w szklanych fiolkach, aby mieściło się w zakresie wykrywania przez analizator gazów. W tym układzie eksperymentalnym najniższa temperatura wynosiła 4,1 °C; To właśnie te próbki były pierwszymi załadowanymi do bloku i ostatnimi analizowane, co dawało dodatkowy czas inkubacji. ~3,5 godziny czasu inkubacji blokowej okazało się wystarczające, aby wywołać wykrywalne zmiany stężeniaCO2 w próbkach. Długość inkubacji prawdopodobnie zależy od rodzaju gleby, a szczególnie od zawartości materii organicznej. Na przykład może się zdarzyć, że gleby piaszczyste o niskiej zawartości materii organicznej wymagają dłuższego czasu inkubacji niż gleby bogate w węgiel. Jednak w testach tutaj stwierdzono, że czas inkubacji 3,5 godziny jest generalnie wystarczający dla większości typów gleby i poziomów zawartości organicznej.

Oprócz optymalizacji czasu inkubacji do wykrywaniaCO2 w niskich temperaturach, równie ważne jest minimalizowanie utraty wilgoci na wyższym końcu gradientu temperatury. Wilgotność gleby odgrywa kluczową rolę w transportie, dyfuzji i rozpuszczaniu podłoża do społeczności mikroorganizmów48. Na przykład wilgotność gleby może ograniczać tempo oddechu, ograniczając dyfuzję podłoża przy niskim poziomie wilgoci oraz zmniejszając dostępność tlenu przy wysokim poziomie wilgoci45,49. Dlatego minimalizacja utraty wilgoci w wysokich temperaturach jest istotna, aby zapobiec ograniczeniu dostępu mikroorganizmów do podłoża. Chociaż fiolki w tym protokole były całkowicie zamknięte, woda skraplała się na kapslach i wewnętrznych ściankach fiolek. Kondensacja ta była uznawana za wilgoć utraconą z gleby. W związku z tym skróciliśmy czas inkubacji z 4 godzin, jak w Robinson i in. 201741, do 3,5 godziny. Chociaż nie było możliwe utrzymanie całkowicie stałego poziomu wilgotności przy wszystkich zabiegach temperaturowych, gleby były utrzymywane na optymalnym poziomie wilgoci podczas 3,5-godzinnego okresu inkubacji. Nawet przy wysokich temperaturach WHC gleby pozostawało powyżej 50%, co zapewnia, że dostępność wody nie ograniczała dostępu mikroorganizmów do podłoża44,45.

Kolejnym ważnym aspektem jest zakres temperatur inkubacji. Podczas gdy system chłodzenia może osiągać temperatury nawet do -30 °C, a system grzewczy do 320 °C, materiał izolacyjny ma tolerancję temperaturową od -183 °C do 148 °C. Szklane fiolki używane w tym układzie wytrzymują temperaturę 500 °C. Chociaż zakres tych jest szeroki, inkubacja próbek powyżej 100 °C niesie ze sobą zagrożenie dla bezpieczeństwa operatora. Aby zapobiec przegrzewaniu, dodano rezystor termiczny, który zapewnia, że system grzewczy automatycznie wyłącza się, gdy aluminiowy blok osiągnie 90 °C. Obecność tego rezystora termicznego jest kluczowa ze względu na zaobserwowane przejście inicjalizacji (rysunek 13A). Jeśli temperatura podczas inicjalizacji przekroczy 90 °C, system zostanie wyłączony. Biorąc pod uwagę te ograniczenia, zalecamy pracę w tej konfiguracji do maksymalnej temperatury 60 °C dla bezpiecznej i niezawodnej pracy. Dodatkowe badania są wymagane przy inkubacji próbek gleby poniżej 0 °C, aby zapewnić wiarygodne wykrycieCO2 , ponieważ kondensacja i związana z nią zmienność wilgoci mogą wpływać na pomiary w temperaturach poniżej zera. Dla tego protokołu wybraliśmy niższy limit temperatury 4 °C, przy którym nie zaobserwowano kondensacji. Jeśli system jest używany w szerszych zakresach temperatur, zalecamy wdrożenie dodatkowych wytycznych dotyczących bezpieczeństwa termicznego.

Kolejnym potencjalnym ograniczeniem tej metody jest stosunkowo krótki okres inkubacji, który nie pozwala społecznościom mikroorganizmów dostosować się do zmian temperatury. Odpowiedź temperaturowa gleby narażonych na długotrwałe ocieplenie była przedmiotem wielu badań, szczególnie mających na celu przetestowanie teorii adaptacji mikroorganizmów nr 27,43,47,50,51. Adaptacja mikroorganizmów została zaproponowana w celu wyjaśnienia malejącego wpływu eksperymentalnego ocieplenia na tempo oddychania glebyw czasie 47. Jednak przedstawiona tutaj metodologia została opracowana do pomiaru krótkoterminowej reakcji temperaturowej na tempo rozkładu SOM. Chociaż adaptacja mikroorganizmów jest mało prawdopodobna w krótkimczasie, niedawne badanie zastosowało podobną metodologię do ilościowego określenia tempa adaptacji mikroorganizmów poprzez inkubację gleby z gradientu geotermalnego. W tym badaniu MMRT został dostosowany, aby oszacować kluczowe parametry, w tym optymy temperatury i punkty zwrotne. Porównując te parametry na glebach względem gradientu geotermalnego, wyniki pokazują, że tempo adaptacji mikroorganizmów jest znacznie niższe niż tempo ocieplenia52. Badanie to podkreśla znaczenie zrozumienia całej krzywej odpowiedzi temperaturowej, w szczególności uchwycenia optymalnych temperatur oraz punktów zwrotu procesów glebowych biologicznych (rysunek 19C,D). W świetle tych ustaleń zalecamy pobieranie próbek społeczności mikroorganizmów w wielu punktach temperaturowych podczas inkubacji blokowej, aby ocenić, jak skład i funkcje społeczności mikroorganizmów korelują z tempem oddechu i parametrami wrażliwości na temperaturę.

Blok gradientu temperatury opisany w tym artykule oferuje znaczące zalety w porównaniu z tradycyjnymi metodami. Jedną z głównych zalet jest to, że umożliwia naukowcom efektywne i dokładne mierzenie tempa rozkładu SOM przy 22 oddzielnych temperaturach przy niewielkich ilościach gleby. Stanowi to metodologiczną poprawę w porównaniu do inkubacji próbek gleby w kilku oddzielnych temperaturach, co zmusza badaczy do zastosowania współczynnika temperatury Q10 – metody, którą wiele badań podważyło 12,13,15. Kolejną istotną zaletą jest to, że ten układ zbiera dane, które wyraźnie oddają kształt i stromość krzywej odpowiedzi na temperaturę. Liczba dyskretnych zabiegów temperaturowych wzdłuż szerokiego gradientu temperaturowego pozwala nam określić temperaturę punktu zwrotnego oraz optymalny poziom procesów biologicznych, umożliwiając porównania między leczeniami. Przykłady przedstawione w tym manuskrypcie pokazują dwa odrębne wzorce (rysunek 19A, B vs. rysunek 19C, D), które badacze mogą dalej analizować, wykorzystując różne teorie wrażliwości na temperaturę. Niektóre przykłady wspierają teorię Arrheniusa, w której szybkość reakcji rośnie wykładniczo wraz z temperaturą (rysunek 19A,B). W przeciwieństwie do tego, inne przykłady pokrywają się z teorią MMRT, pokazując odpowiedź unimodalną z wyraźnym optymalnym względem temperatury (rysunek 19C,D). Te dwa różne wzorce wskazują, że prezentowany protokół inkubacji blokowej temperatury jest zdolny do odtworzenia obu typów krzywych odpowiedzi, co może być wykorzystane do testowania teorii wrażliwości na temperaturę tempa rozkładu SOM, pogłębiając tym samym naszą wiedzę o termodynamice, biologii i chemii.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Pieterowi van de Broekowi za pomoc przy programowaniu, elektronice i testowaniu bloku. Dziękujemy Christopherowi Wedde za pomoc przy tworzeniu protokołu elektronicznego jednostki. Dziękujemy Henk Martens za pomoc w zamówieniu materiałów do tego zestawu. Dziękujemy również Tamasowi Salankiemu, Paolo Di Lonardo oraz Willeke van Tintelen za pomoc i ułatwienie podczas rozmieszczenia laboratorium bloku. Dziękujemy również Joint Research Center za udostępnienie próbek historycznych przedstawionych jako test wydajności bloku temperatury. Na koniec dziękujemy Antoine'owi Moinetowi i Tullii Calogiuri za pomoc podczas kampanii pobierania próbek gleby, aby przetestować ten protokół. Projekt ten został sfinansowany przez Klaster Nauk o Glebie z Uniwersytetu i Badań Wageningen.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
630 mA szklany bezpiecznik RS563-637https://uk.rs-online.com/web
/p/cartridge-fuses / 0563637?gb=s
Klej do uszczelniania i nbsp;Innotec01.2451.0000https://www.innotec.nl
/producten/adheseal
Aluminiowy blok metaalketen96082150.1https://www.metaalketen
.com/aluminium/
Taśma aluminiowaManutanA159435https://www.manutan.nl/nl/mnl/aluminiumtape
-met-schutlaag-50565-50-m-x-50-mm-tesa
-a159435?shoppingab=true& gad_source=
1& gclid=CjwKCAjw74e1Bh
BnEiwAbqOAjE5Tw3-r3xiW
9FWALDZMlVUWpqJpQQ
R_zwwXR8_R6Sb1Ce_8v
x96jxoCtx4QAvD_BwE
przewódRS361-787https://nl.rs-online.com/web
/p/hook-up-wire/0361787
Niebieski przewódRS724-4392https://nl.rs-online.com/web
/p/hook-up-wire/7244392
Brązowy drutRS724-4395https://nl.rs-online.com/web
/p/hook-up-wire/7244395
Przepustka kablowaRS807-9786https://nl.rs-online.com/web/p
/cable-glands/8079786?cm_
mmc=NL-PLA-DS3A-_-goog
le-_-CSS_NL_EN_Cables_%
26_Wires_Whoop-_-(NL:Who
op!)+Kabel+Przypustki-_-807978
6& matchtype=& AUD-8271861
83926:PLA-33959848905& gcli
d=Cj0KCQiAw8OeBhCeARIsA
GxWtUyscrqjF3FwA6j2jqUyeg_
s70tOXBRuYRF90pwubv3Po8v
sbZSJhV4aAq84EALw_wcB& gc
lsrc=aw.ds
Piła tarczowaRyobitoolsRWSL1801Mhttps://nl.ryobitools.eu/elektrisch-g
Ereedschap/ZaagMachines/Cirkelz
Agen/RWSl1801/RWSl1801M/?gad_so
urce=1& gclid=Cj0KCQjw2ou2BhCC
ARIsANAwM2Easx4PAZzvVYvFFUD
ZKemTdqNDXsde_NDPSB8FAlGu7
8Hzy2j3TuoaAhTjEALw_wcB
ZamknięciaKrampHS491976https://www.kramp.com/shop-nl/nl/p
/verstelbare-haakvergrendeling-118-
128-typ.3--HS491976
Chłodzący i naturalny środek chłodzącyDijkstra VereenigdeL035004186https://www.laboratorium-apparatuur
.nl/ika-rc2-green-basic-koelthermo
staat-30-c-bad-volume-4-litr-l035004186
Szyna DINRS648-5722https://nl.rs-online.com/web/p/din-ra
ils/6485722?cm_mmc=NL-PLA-DS
3A-_-google-_-CSS_NL_NL_Pmax
_Test-_--_-6485722& matchtype=& & g
ad_source=1& gclid=CjwKCAjw8f
u1BhBsEiwAwDrsjOqGDs92gjrJHkp
SsYmOiS0OK6tC9U_fMHEhlmvu7r
SbNp8VnmuDERoCC0UQAvD_
BwE& gclsrc=aw.ds
Mostki podwójneRS803-7530https://nl.rs-online.com/web/p/din-rail
-terminal-accessories/8037530?sear
chId=11c9702f-3312-4bb0-a826-e9d
50bd91ee1& Gb=S
Kabel EthernetRS657-2090https://nl.rs-online.com/web/p/
Kabel ethernetowy/6572090
Maska na twarzKN95NAhttps://www.bol.com/nl/nl/p/kn95-
jednorazowa-maska-ffp2-x-1-maska
s-kn95-wegwerp-gezichtsmasker-ffp
2-x-1mondkapjes/930000000131403
0/? Referrer=NLGOOFS& utm_source
=google& utm_medium=free_shopping
Złącze żeńskieqosina17642https://www.qosina.com/female-
to-female-luer-lock-connector-17642
Filtr 0,45 & mikro; mCo, człowieku10462650https://us.vwr.com/store/product/1394
3097/whatmantm-puradisc-aqua-30-m
m-strzykawka-filter-0-45-m-whatman-
produkty-cytiva
Elastyczna izolacja (wąż)Celsis4600000198https://www.celsisbv.nl/k-flex-plaati
Solatie-Op-rol-St-10E-1x10mtr-10mm
.-bl-s3-d0/4600000198?gad_source
=1& gclid=Cj0KCQjw8MG1BhCoARI
sAHxSiQknvLK3RcqgqXwR1Ma7V
PznSz8IasKUGvLo0SySzLiff2o_kK
Vjip0aAtATEALw_wcB
Rurka elastycznaAvantorMFLX06491-14https://www.avantorsciences.com
/de/en/product/38670173/bev-a-
rura linia V-transfer-pompa-rura
Zestaw redukcji przepływuLICOR7800-113https://www.licor.com/support
/Analizatory gazów śladowych/tematy/re
duced-flow-rate-kit-7800-113.html
Zacisk uchwytu na bezpiecznikElektramat401144228https://nl.mouser.com/ProductD
etail/Phoenix-Contact/3270200?
qs=zdVlZaK%252BC241RFTPi
Xj4mA%3D%3D& mgh=1& utm_i
d=20328035028& gad_source=1
& gclid=CjwKCAjw8fu1BhBsEiwA
wDrsjBg9elAMYS9bWJ1Bd086J
7fGBWvcRWZ51okdr2qJgOlOTd
BdrUZ_rBoCvuUQAvD_BwE
Analizator gazówLICORLI-7815https://www.licor.com/env/
produkty/gazy śladowe/LI-7815
Szklane fiolki z kapslami 60 mLCole-Parmer  GZ-99535-25https://www.coleparmer.com/i/
Cole-Parmer-Precleaned-EPA-
fiolki-przezroczyste szkło-60-ml-72-cs/9953525
Zielony/żółty przewódRS721-0636https://nl.rs-online.com/web
/p/hook-up-wire/7210636
UchwytyRS456-539https://nl.rs-online.com/web/p/
uchwyty szuflad, szafki-HAN
DOLS/0456539
Pręty grzewczeRS860-6984https://www.reichelt.com/nl/nl/shop
/product/verwarmingspatroon_hotr
od_20_0x250_mm_1250_w_230_
v_-317248? PROVID=2809& gad_s
ource=1& gad_campaignid=22415
164764& gbraid=0AAAAADwnxtY
mY6n2NPja4HF_ftn_kJY-U& gcli
d=CjwKCAjwiNXFBhBKEiwAPSa
PCaYMjfVMKQazvkQk_deE2koc
XA9SZ_ltbPIefniuRsmzBwN_oQ
rfQhoCegUQAvD_BwE
ZawiasyRS448-1497https://benl.rs-online.com/
web/p/zawiasy/4481497
WążWildkamp750568https://www.slangenboer.nl/wat
Erslang-Cristal-al-961?channabl
e=41cdee736b7500534230313
0353131333924& bg_source=ga
& bg_campaign=21584331548&
bg_kw=pla-293946777986-mi-1
09646330-pi-SB01051139-ppi-
293946777986& bg_source_id=
709628610149& gad_source=1
& gad_campaignid=215843315< Br/> 48& gbraid=0AAAAADegGXwz
91MJFzGxBRxjCSRew10eG&
gclid=CjwKCAjwiNXFBhBKEiw
APSaPCZNCdBEfvnV2pYYPeV
SQaiG_UKP0q_eknv0lC_N_0Y
WIIZQvze8TEhoCzPUQAvD_BwE
Węż z wężaWildkamp11000357https://www.wildkamp.nl/pro
duct/slangtule-rvs-316l-lost-w
AX-buitendraad-x-slangtule-bs
p-x-10-0-mm/11000357
Igła do wtryskuMerkala303262https://www.merkala.nl/bd-mic
rolance-injectienaalden-18g-ro
ze-1-2x40mm-100-stuks.html?
gclid=CjwKCAjw_Na1BhAlEiw
AM-dm7DrC9mGkmpNN8krYe
CmkvpEeSv4CuH3I2Px71KJxY
YSm-vjVu2LclRoCwuwQAvD_BwE
Analizator gazów rurowy z wtryskiem 1/4" VWRMFLX06491-12https://us.vwr.com/store/pr
Rura oduct/39537334/Bev-A-Line-
V-Transfer-Pump-Tubing
Materiał izolacyjnyTechnische Unie3603842https://www.technischeunie.
nl/product/prd1899911190
Sprzęgła kolanoweKrampMMI9006Khttps://www.kramp.com/shop-nl/
NL/p/Haakse-Köppeleing-instelbaa
R-Bu-Bu-3-8-BSP--MMI9006K
Rura o dużej średnicy 3/8"Avantor39213360https://www.avantorsciences.co
m/us/en/product/39213360/mast
erflex-transfer-tubing-flexible-
vinyl-avantor
Śruby M6, sześciokątneRS281-120https://nl.rs-online.com/web/p/so
cket-screws/0281120?srsltid=Afm
BOorVGq-ZyA2yrJG1kU7SHGiZ
EblaRz0nDmX7MwhzIRjcc6P4YIYE
Główna skrzynka rozdzielczaRSSprawdź Dia.https://nl.rs-online.com/w
eb/p/general-purpose-enclo
sures/2896320?gb=s
Złącze męskieqosina12090https://www.qosina.com/male-
to-male-luer-lock-connector-12090
Samiec LuerWalternedicalBPC04Mhttps://www.waltersmedical.co.
UK/product/nibp-connector-male-luer-slip/
MCB - Siemens SENTRONRS3RF2320-1AA02https://nl.rs-online.com/we
B/P/MCBS/2383188?GB=S
PE/DND feedtrhoughRS687-9411https://uk.rs-online.com/we
b/p/din-rail-terminal-blocks/
6879411?searchId=c9a9c1
b1-3def-40d0-8b14-b792f8269615& Gb=S
Dioda Wskazająca MocRS909-2437https://uk.rs-online.com/
web/p/pilot-lights/9092437?gb=s
ZasilaczAntratekX-2902992https://nl.rs-online.com/web/
p/din-rail-power-supplies/054
0731?srsltid=AfmBOoqMPIO
Av7bZd1Qu_Acy3KMFR0-x
OD_Hkw3NeQCYyzKJLzEGXzxQ
Mostki z pięciokrotnym przewodnikiemRS803-6713https://uk.rs-online.com/web
/p/din-rail-terminal-blocks/80
36713?searchId=7de6627a-
3634-42ed-a600-2e3ce8974fe7& Gb=S
Czerwony przewódRS361-822https://nl.rs-online.com/web
/p/hook-up-wire/0361822
Zacisk Ring 2,5 mm²RS534-569https://uk.rs-online.com/
web/p/ring-terminals/0534569
CzujnikiAntratekX-DTS-S3Chttps://www.antratek.nl/dig
Ital-Czujnik-Temperatury-1M-Kabel
Septa Red ButylHomeGreenA255https://www.homegreen.nl/la
b-Benodigdheden/Septa-Rood
-butyl-20-mm?srsltid=AfmBO
ooStonU5v9Q9j7i_RgQMJ9F
m6ZVbPbIRU0cD1_47-BEVmb1r5I5
Przejście jednoprzewodoweElektramat401167865https://www.elektramat.nl/
catalogsearch/result/?q=401167865
Kabel zasilający jednofazowyRS626-6694https://nl.rs-online.com/w
eb/p/power-cords/6266694?gb=s
Przewód jednofazowyRS775-6123https://uk.rs-online.com/web
/p/power-cable/7756123?gb=s
Mała puszka rozdzielczaRS498-5387https://nl.rs-online.com/web/p
/obudowy ogólnego przeznaczenia/4985387
Przekaźnik półprzewodnikowyRS467-4762https://nl.rs-online.com/web/p
/przekaźniki półprzewodnikowe/4674762
Spiralna wiertarka Ericks10471300https://shop.eriks.nl/nl/gereed
schappen-verspanende-geree
DSChappen-boren-HSS-en-HSSE
-boren-cilindrische-schacht/spir
aalboor-din340-hsse-geslepen-
type-ti-5-80mm-12592599/?srslt
id=AfmBOoopMLgX1mtyuUxkU
KU7jW4fYY1bY5wSTvSGQUkO
zTc6E2wdxUZQ
Obudowa i pokrywa ze stali nierdzewnej247 Tailore steelhttps://247tailorsteel.com/nl/?ut
m_term=24%207%20stal& utm
_campaign=B+-+NL+-+247tailo
rsteel+-+NL+-+Doelvertonings
percentage+%3E+Conv.+Waa
rde+met+Doel-ROAS& utm_so
urce=adwords& utm_medium=
ppc& hsa_acc=2007690635& h
sa_cam=783787418& hsa_grp
=118504886580& hsa_ad=67
1662182959& hsa_src=g& has
_tgt=KWD-374862287021& HS
a_kw=24%207%20stal& has
_mt=p& hsa_net=adwords& has
_ver=3& gad_source=1& gclid=
Cj0KCQjw8MG1BhCoARIsAHx
SiQnhmktBk_3c_wobSJobrTVp4
_nqiW26Zt7XzSkHdK-htW8medy
NCcQaAjbrEALw_wcB
Przełącznik dwudrożnyRS746-9336https://nl.rs-online.com/web/p
/uchwyty przełącznika krzywki/7469336
Most końcowyElektramat401043503https://www.elektramat.nl/phoenix-c
Ontact-doorverbindingsbrug-voor-rijg
klem-2-polig-5-2-mm-rood-fbs-2-5/?c
Hannable=0141ac6964003330383936
ec& utm_source=google-surfaces& utm
_medium=organiczne& bg_source=ga& bg_
kampania=19011971421& bg_kw=-mi-9
214030-pi-401043503-ppi-& bg_source
_id= & gad_source=1& gclid=CjwKCAjw
8fu1BhBsEiwAwDrsjE2kRcDZUHPupfy
haLoTzWLqM9v8HKaiI67st4UOmUXIN
9OaI25ALRoCvmUQAvD_BwE
Termostat DAQAntratekX-300-Itemperaturü Berwachung & Termostat (+X-DTS-S3C) von ControlByWeb (antratek.nl)
Uniwersalna frezarkaMach4MetalMACH-ID 7580https://mach4metal.com/en
/frezarki/CNC/FEHLM
Ann-Picomax-P54-2
Przejście przewodowe Wago 3RS803-6713https://nl.rs-online.com/web/
p/din-rail-terminal-blocks/80
36713?cm_mmc=NL-PLA-D
S3A-_-google-_-CSS_NL_N
L_Pmax_0525-_--_-803671
3& matchtype=& & gclsrc=aw.d
s& gad_source=1& gad_campa
ignid=22555696009& gbraid=0
AAAAADkeWNNXeREaDmJ5n
yYqYMqp-c7A6& gclid=CjwKCAj
wtfvEBhAmEiwA-DsKjilXxL8uO
4Jo6XyDesHGaQkoz6Ggi4ATI6
FUInWV9TxmIX519DGIZBoCh9
YQAvD_BwE
Złącze wagoRS883-7557https://uk.rs-online.com/
web/p/standard-terminal-b
locks/8837557?gb=s
Tuleje na końcach drutu (100 PC)Elektramat401173609https://www.elektramat.nl/solar
-adereindhuls-geisoleerd-2-5mm
2-hulslengte-8mm-blauw-per-100
-stuks-1505145/?channable=014
1ac696400343034a4& utm_source
=google-surfaces& utm_medium
=organiczny i bg_source=ga& bg_c
ampaign=17673967332& bg_kw=
-mi-9214030-pi-401173609-ppi-& bg
_source_id=& gad_source=1& gclid=
CjwKCAjw8fu1BhBsEiwAwDrsjNms
VYTNZ5TuXEHtsF34hcY-T5kLFnhi
zir1fUsR3UYcG9bxmugqJRoCp_Y
QAvD_BwE

Bibliografia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Circumstances affecting the heat of the Sun's rays. Am J Sci Arts. , 382-383 (1856).">Foote, E. Circumstances affecting the heat of the Sun's rays. Am J Sci Arts. , 382-383 (1856).
  2. Eunice Foote, John Tyndall and a question of priority. Notes Rec. 74, 105-118 (2020).">Jackson, R. Eunice Foote, John Tyndall and a question of priority. Notes Rec. 74, 105-118 (2020).
  3. Global carbon budget 2024. Earth Syst Sci Data. 17, 67(2025).">Friedlingstein, P., et al. Global carbon budget 2024. Earth Syst Sci Data. 17, 67(2025).
  4. Temperature-associated increases in the global soil respiration record. Nature. 464, 579-582 (1960).">Bond-Lamberty, B., Thomson, A. Temperature-associated increases in the global soil respiration record. Nature. 464, 579-582 (1960).
  5. Global patterns of carbon dioxide emissions from soils. Glob Biogeochem Cycles. 9, 23-36 (1995).">Raich, J. W., Potter, C. S. Global patterns of carbon dioxide emissions from soils. Glob Biogeochem Cycles. 9, 23-36 (1995).
  6. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440, 165-173 (2006).">Davidson, E. A., Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440, 165-173 (2006).
  7. Temperature and soil organic matter decomposition rates-synthesis of current knowledge and a way forward. Glob Chang Biol. 17, 3392-3404 (2011).">Conant, R. T., et al. Temperature and soil organic matter decomposition rates-synthesis of current knowledge and a way forward. Glob Chang Biol. 17, 3392-3404 (2011).
  8. Causes of variation in soil carbon simulations from CMIP5 Earth system models and comparison with observations. Biogeosciences. 10, 1717-1736 (2013).">Todd-Brown, K. E. O., et al. Causes of variation in soil carbon simulations from CMIP5 Earth system models and comparison with observations. Biogeosciences. 10, 1717-1736 (2013).
  9. Quantifying global soil carbon losses in response to warming. Nature. 540, 104-108 (2016).">Crowther, T. W., et al. Quantifying global soil carbon losses in response to warming. Nature. 540, 104-108 (2016).
  10. Carbon cycle confidence and uncertainty: Exploring variation among soil biogeochemical models. Glob Chang Biol. 24, 1563-1579 (2018).">Wieder, W. R., et al. Carbon cycle confidence and uncertainty: Exploring variation among soil biogeochemical models. Glob Chang Biol. 24, 1563-1579 (2018).
  11. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554, E4-E5 (2018).">van Gestel, N., et al. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554, E4-E5 (2018).
  12. The carbon-quality temperature hypothesis: Fact or artefact. Glob Chang Biol. 29 (4), 935-942 (2022).">Liáng, L. L., Kirschbaum, M. U. F., Arcus, V. L., Schipper, L. A. The carbon-quality temperature hypothesis: Fact or artefact. Glob Chang Biol. 29 (4), 935-942 (2022).
  13. Temperature sensitivity of organic matter decomposition in the Arrhenius equation: Some theoretical considerations. Biogeochemistry. 108, 1-15 (2012).">Sierra, C. A. Temperature sensitivity of organic matter decomposition in the Arrhenius equation: Some theoretical considerations. Biogeochemistry. 108, 1-15 (2012).
  14. On the temperature dependence of soil respiration. Funct Ecol. 8, 315(1994).">Lloyd, J., Taylor, J. A. On the temperature dependence of soil respiration. Funct Ecol. 8, 315(1994).
  15. Large underestimations of warming-induced soil carbon emissions from oversimplistic Q10 indicator. Soil Biol Biochem. 207, 109839(2025).">Moinet, G. Y. K., Morán-Rivera, K., Moinet, A., Wadoux, A. M. J. C. Large underestimations of warming-induced soil carbon emissions from oversimplistic Q10 indicator. Soil Biol Biochem. 207, 109839(2025).
  16. On the influence of carbonic acid in the air upon the temperature of the ground. Philos Mag J Sci. 41, 237-276 (1896).">Arrhenius, S. On the influence of carbonic acid in the air upon the temperature of the ground. Philos Mag J Sci. 41, 237-276 (1896).
  17. Temperature sensitivity of soil microbial communities: An application of macromolecular rate theory to microbial respiration. J Geophys Res Biogeosci. 121, 1420-1433 (2016).">Alster, C. J., Koyama, A., Johnson, N. G., Wallenstein, M. D., von Fischer, J. C. Temperature sensitivity of soil microbial communities: An application of macromolecular rate theory to microbial respiration. J Geophys Res Biogeosci. 121, 1420-1433 (2016).
  18. The effects of temperature on the kinetics and stability of mesophilic and thermophilic 3-phosphoglycerate kinases. Biochem J. 330, 1087-1095 (1998).">Thomas, T. M., Scopes, R. K. The effects of temperature on the kinetics and stability of mesophilic and thermophilic 3-phosphoglycerate kinases. Biochem J. 330, 1087-1095 (1998).
  19. A new understanding of how temperature affects the catalytic activity of enzymes. Trends Biochem Sci. 35, 584-591 (2010).">Daniel, R. M., Danson, M. J. A new understanding of how temperature affects the catalytic activity of enzymes. Trends Biochem Sci. 35, 584-591 (2010).
  20. Thermostable variants of the recombinant xylanase A from Bacillus subtilis produced by directed evolution show reduced heat capacity changes. Proteins. 70, 1280-1293 (2008).">Ruller, R., Deliberto, L., Ferreira, T. L., Ward, R. J. Thermostable variants of the recombinant xylanase A from Bacillus subtilis produced by directed evolution show reduced heat capacity changes. Proteins. 70, 1280-1293 (2008).
  21. Separating the temperature response of soil respiration derived from soil organic matter and added labile carbon compounds. Geoderma. 400, 115128(2021).">Numa, K. B., Robinson, J. M., Arcus, V. L., Schipper, L. A. Separating the temperature response of soil respiration derived from soil organic matter and added labile carbon compounds. Geoderma. 400, 115128(2021).
  22. The inflection point hypothesis: The relationship between the temperature dependence of enzyme-catalyzed reaction rates and microbial growth rates. Biochemistry. 59, 3562-3569 (2020).">Prentice, E. J., et al. The inflection point hypothesis: The relationship between the temperature dependence of enzyme-catalyzed reaction rates and microbial growth rates. Biochemistry. 59, 3562-3569 (2020).
  23. Respiration of decomposing litter in relation to temperature and moisture: Microbial decomposition of tree and shrub leaf litter 2. Oikos. 33, 457(1979).">Howard, P. J. A., Howard, D. M. Respiration of decomposing litter in relation to temperature and moisture: Microbial decomposition of tree and shrub leaf litter 2. Oikos. 33, 457(1979).
  24. The combined effects of reactant kinetics and enzyme stability explain the temperature dependence of metabolic rates. Ecol Evol. 7, 3940-3950 (2017).">DeLong, J. P., et al. The combined effects of reactant kinetics and enzyme stability explain the temperature dependence of metabolic rates. Ecol Evol. 7, 3940-3950 (2017).
  25. Embracing a new paradigm for temperature sensitivity of soil microbes. Glob Chang Biol. 26, 3221-3229 (2020).">Alster, C. J., von Fischer, J. C., Allison, S. D., Treseder, K. K. Embracing a new paradigm for temperature sensitivity of soil microbes. Glob Chang Biol. 26, 3221-3229 (2020).
  26. Change in heat capacity for enzyme catalysis determines temperature dependence of enzyme catalyzed rates. ACS Chem Biol. 8, 2388-2393 (2013).">Hobbs, J. K., et al. Change in heat capacity for enzyme catalysis determines temperature dependence of enzyme catalyzed rates. ACS Chem Biol. 8, 2388-2393 (2013).
  27. Soil microbial sensitivity to temperature remains unchanged despite community compositional shifts along geothermal gradients. Glob Chang Biol. 27 (23), 6217-6231 (2021).">Moinet, G. Y. K., et al. Soil microbial sensitivity to temperature remains unchanged despite community compositional shifts along geothermal gradients. Glob Chang Biol. 27 (23), 6217-6231 (2021).
  28. Thermodynamic theory explains the temperature optima of soil microbial processes and high Q10 values at low temperatures. Glob Chang Biol. 20, 3578-3586 (2014).">Schipper, L. A., Hobbs, J. K., Rutledge, S., Arcus, V. L. Thermodynamic theory explains the temperature optima of soil microbial processes and high Q10 values at low temperatures. Glob Chang Biol. 20, 3578-3586 (2014).
  29. Soil respiration under prolonged soil warming: Are rate reductions caused by acclimation or substrate loss. Glob Chang Biol. 10, 1870-1877 (2004).">Kirschbaum, M. U. F. Soil respiration under prolonged soil warming: Are rate reductions caused by acclimation or substrate loss. Glob Chang Biol. 10, 1870-1877 (2004).
  30. The temperature dependence of organic-matter decomposition-still a topic of debate. Soil Biol Biochem. 38, 2510-2518 (2006).">Kirschbaum, M. U. F. The temperature dependence of organic-matter decomposition-still a topic of debate. Soil Biol Biochem. 38, 2510-2518 (2006).
  31. The temperature sensitivity of soil organic matter decomposition is constrained by microbial access to substrates. Soil Biol Biochem. 116, 333-339 (2018).">Moinet, G. Y. K., et al. The temperature sensitivity of soil organic matter decomposition is constrained by microbial access to substrates. Soil Biol Biochem. 116, 333-339 (2018).
  32. Temperature sensitivity of decomposition decreases with increasing soil organic matter stability. Sci Total Environ. 704, 135460(2020).">Moinet, G. Y. K., et al. Temperature sensitivity of decomposition decreases with increasing soil organic matter stability. Sci Total Environ. 704, 135460(2020).
  33. Temperature sensitivity of decomposition: Discrepancy between field and laboratory estimates is not due to sieving the soil. Geoderma. 374, 0-3 (2020).">Moinet, G. Y. K., Millard, P. Temperature sensitivity of decomposition: Discrepancy between field and laboratory estimates is not due to sieving the soil. Geoderma. 374, 0-3 (2020).
  34. Similar response of labile and resistant soil organic matter pools to changes in temperature. Nature. 433, 57-59 (2005).">Fang, C., Smith, P., Moncrieff, J. B., Smith, J. U. Similar response of labile and resistant soil organic matter pools to changes in temperature. Nature. 433, 57-59 (2005).
  35. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433, 298-301 (2005).">Knorr, W., Prentice, I. C., House, J. I., Holland, E. A. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433, 298-301 (2005).
  36. Microbial temperature sensitivity and biomass change explain soil carbon loss with warming. Nat Clim Chang. 8, 885-889 (2018).">Walker, T. W. N., et al. Microbial temperature sensitivity and biomass change explain soil carbon loss with warming. Nat Clim Chang. 8, 885-889 (2018).
  37. Does soil organic carbon quality or quantity govern relative temperature sensitivity in soil aggregates. Biogeochemistry. 148, 191-206 (2020).">Wankhede, M., et al. Does soil organic carbon quality or quantity govern relative temperature sensitivity in soil aggregates. Biogeochemistry. 148, 191-206 (2020).
  38. The soil microbiome governs the response of microbial respiration to warming across the globe. Nat Clim Chang. 13, 1382-1387 (2023).">Sáez-Sandino, T., et al. The soil microbiome governs the response of microbial respiration to warming across the globe. Nat Clim Chang. 13, 1382-1387 (2023).
  39. 14C evidence that millennial and fast-cycling soil carbon are equally sensitive to warming. Nat Clim Chang. 9, 467-471 (2019).">Vaughn, L. J. S., Torn, M. S. 14C evidence that millennial and fast-cycling soil carbon are equally sensitive to warming. Nat Clim Chang. 9, 467-471 (2019).
  40. Temperature sensitivity of soil microbial respiration in soils with lower substrate availability is enhanced more by labile carbon input. Soil Biol Biochem. 154, 108148(2021).">Liu, Y., et al. Temperature sensitivity of soil microbial respiration in soils with lower substrate availability is enhanced more by labile carbon input. Soil Biol Biochem. 154, 108148(2021).
  41. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133, 101-112 (2017).">Robinson, J. M., et al. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133, 101-112 (2017).
  42. Thermal gradient incubators for small aquatic organisms on JSTOR. Limnol Oceanogr. 357, 357-360 (1963).">Thomas, W. H., Scotten, H. L., Bradshaw, J. S. Thermal gradient incubators for small aquatic organisms on JSTOR. Limnol Oceanogr. 357, 357-360 (1963).
  43. Assessing thermal acclimation of soil microbial respiration using macromolecular rate theory. Biogeochemistry. 158, 131-141 (2022).">Alster, C. J., Robinson, J. M., Arcus, V. L., Schipper, L. A. Assessing thermal acclimation of soil microbial respiration using macromolecular rate theory. Biogeochemistry. 158, 131-141 (2022).
  44. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. J Adv Model Earth Syst. 7, 335-356 (2015).">Sierra, C. A., Trumbore, S. E., Davidson, E. A., Vicca, S., Janssens, I. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. J Adv Model Earth Syst. 7, 335-356 (2015).
  45. The dual Arrhenius and Michaelis-Menten kinetics model for decomposition of soil organic matter at hourly to seasonal time scales. Glob Chang Biol. 18, 371-384 (2012).">Davidson, E. A., Samanta, S., Caramori, S. S., Savage, K. The dual Arrhenius and Michaelis-Menten kinetics model for decomposition of soil organic matter at hourly to seasonal time scales. Glob Chang Biol. 18, 371-384 (2012).
  46. Climate change and the permafrost carbon feedback. Nature. 520, 171-179 (2015).">Schuur, E. A. G., et al. Climate change and the permafrost carbon feedback. Nature. 520, 171-179 (2015).
  47. Thermal adaptation of decomposer communities in warming soils. Front Microbiol. 4, 333(2013).">Bradford, M. A. Thermal adaptation of decomposer communities in warming soils. Front Microbiol. 4, 333(2013).
  48. Biophysical processes supporting the diversity of microbial life in soil. FEMS Microbiol Rev. 41, 599-623 (2017).">Tecon, R., Or, D. Biophysical processes supporting the diversity of microbial life in soil. FEMS Microbiol Rev. 41, 599-623 (2017).
  49. Microbes, memory and moisture: Predicting microbial moisture responses and their impact on carbon cycling. Funct Ecol. 36, 1430-1441 (2022).">Evans, S. E., Allison, S. D., Hawkes, C. V. Microbes, memory and moisture: Predicting microbial moisture responses and their impact on carbon cycling. Funct Ecol. 36, 1430-1441 (2022).
  50. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nat Geosci. 3, 336-340 (2010).">Allison, S. D., Wallenstein, M. D., Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nat Geosci. 3, 336-340 (2010).
  51. The universality of enzymatic rate-temperature dependency. Trends Biochem Sci. 39, 1-7 (2014).">Elias, M., Wieczorek, G., Rosenne, S., Tawfik, D. S. The universality of enzymatic rate-temperature dependency. Trends Biochem Sci. 39, 1-7 (2014).
  52. Quantifying thermal adaptation of soil microbial respiration. Nat Commun. 14, 1-25 (2023).">Alster, C. J., et al. Quantifying thermal adaptation of soil microbial respiration. Nat Commun. 14, 1-25 (2023).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wska niki oddychania glebysprz enie zwrotne w gla i klimatuinkubacja glebypomiar CO2macromolecular rate theorymodel Arrheniusarozk ad materii organicznej w glebiekrzywa odpowiedzi temperaturowej

Powiązane artykuły