Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szybka cykliczna voltametria do nagrywania ex vivo uwalniania dopaminy

481 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

17 marca 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Szybka cykliczna voltametria (FCV) mierzy szybkie dynamiki dopaminy z rozdzielczością poniżej sekundy, wykorzystując mikroelektrody z włókna węglowego. Protokół ten opisuje FCV w ostrych cięciach mózgu myszy, w tym produkcję elektrud, przygotowanie plastr, kalibrację oraz testy oparte na stymulacji, aby zbadać, jak interneurony cholinergiczne regulują uwalnianie dopaminy prążkowej w warunkach fizjologicznych.

Streszczenie

Szybka cykliczna voltametria (FCV) to technika elektrochemiczna umożliwiająca wykrywanie w czasie rzeczywistym utlenialnych neuroprzekaźników, w tym dopaminy (DA), noradrenaliny i serotoniny, z rozdzielczością czasową poniżej sekundy. Poprzez zastosowanie szybko skanującego trójkątnego przebiegu napięcia do mikroelektrody z włókna węglowego, FCV umożliwia bardzo czułe pomiary szybkich, przejściowych zmian stężenia neuroprzekaźników zewnętrznych z doskonałą precyzją czasową. To sprawia, że FCV jest szczególnie dobrze przystosowany do rejestrowania szybkich zdarzeń sygnalizacji neuromodulacyjnej. Niniejszy artykuł opisuje zastosowanie FCV do pomiaru wywołanego uwalniania DA w nacięciach mózgu myszy ex vivo . Protokół określa kluczowe kroki dla produkcji mikroelektrod z włókna węglowego, ostrego przygotowania przecięcia mózgu, kondycjonowania elektrod, pozyskiwania danych oraz kalibracji post-hoc w celu przekształcenia sygnałów prądu w absolutne stężenia DA. Korzystając z selektywnego antagonisty receptora acetylocholinowego zawierającego β2 (nAChR), dihydro-β-erytroidyny (DHβE), wykazujemy, że aktywność nAChR ma silny wpływ modulacyjny na uwalnianie DA w prążku. Razem ta praca podkreśla FCV jako potężne podejście do badania transmisji monoaminow w regionach mózgu.

Wprowadzenie

Szybka cykliczna woltammetria (FCV) to technika elektrochemiczna opracowana w celu monitorowania szybkich wahań neuroprzekaźników elektroaktywnych1. W przeciwieństwie do tradycyjnej cyklicznej voltametrii, która wykorzystuje wolne częstotliwości skanowania1, FCV stosuje trójkątny przebieg potencjału z dużo szybszą prędkością skanowania (zazwyczaj 400 V/s) przez mikroelektrodę z włókna węglowego w skali mikrometrowej, umożliwiając pomiary stężenia neuroprzekaźników2 w sekundę. Te wysokie prędkości skanowania generują duży, ale stabilny tło prądu ładowania, który można cyfrowo odejmować, aby wyizolować prądy faradaiczne powstające w wyniku reakcji utleniania i redukcji neuroprzekaźników 2,3.

FCV umożliwia pomiar w czasie rzeczywistym stężenia neuroprzekaźników zewnętrznych w określonych obszarach mózgu, zapewniając wysoką rozdzielczość czasową i umiarkowaną selektywność chemiczną4. Te cechy sprawiają, że FCV jest dobrze przystosowany do badania szybkiego sygnalizowania neurochemicznego zarówno w preparatach in vivo, jak i ex vivo, w tym u zwierząt swobodnie poruszających się lub znieczulonych oraz ostrych nacięciach mózgu 5,6,7. Technika ta oferuje kilka zalet: (1) protokoły kontrolowanej stymulacji mogą być stosowane do wywołania określonych reakcji dopaminergicznych; (2) niewielka średnica mikroelektrod z włókna węglowego minimalizuje uszkodzenia tkanek i umożliwia precyzyjne rejestrowanie przestrzenne; (3) FCV jest wysoce kompatybilny z manipulacjami farmakologicznymi, umożliwiając efektywne badanie kinetyki uwalniania i pobierania monoaminow; oraz (4) połączenie selektywności chemicznej i wysokiej rozdzielczości czasowej zapewnia lepsze wykrywanie w porównaniu z innymi metodami elektrochemicznymi, takimi jak amperometria, oraz podejściami do pobierania próbek, jak mikrodializy, które często nie mają szybkości do rejestrowania szybkich, przejściowych zdarzeń neuroprzekaźników lub napotykają trudności w identyfikacji i ilościowości konkretnych cząsteczek5.

Dopamina (DA) jest kluczowym neuromodulatorem zaangażowanym w nagrodę, motywację, kontrolę ruchową oraz wiele aspektów uczenia się i pamięci, charakteryzując się szybkim i przejściowym uwalnianiem8. W FCV na mikroelektrodę włókna węglowego wielokrotnie stosuje się trójkątny przebieg napięcia, zazwyczaj przesuwający się od -0,4 V do +1,2 V. Podczas anodowego (w górę) przemiatania DA w pobliżu powierzchni elektrody jest utleniany pod kątem około +0,6 V, uwalniając dwa elektrony i tworząc dopaminę-o-chinon. Podczas przemiatania katodowego (w dół) związek ten zostaje zredukowany z powrotem do DA przy około -0,2 V, zajmując dwa elektrony9. Uzyskany sygnał prąd-napięcie umożliwia precyzyjne wykrywanie i ilościowanie szybkiego uwalniania i oczyszczania DA z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową, ujawniając sekundowe wahania poziomów DA z sekundy na sekundę. W naszych eksperymentach nagrania FCV były zbierane przy częstotliwości 10 Hz przez 15-30 sekund, co wystarczało do uchwycenia uwalniania DA wywołanego stymulacją elektryczną.

W obrębie prążkowego uwalnianie DA jest ściśle regulowane przez lokalne międzyneurony cholinergiczne (ChI). Chociaż ChI stanowią tylko ~1%-2% neuronów prążkowych, intensywnie się rozwijają i mają silną kontrolę nad aksonami dopaminergicznymi poprzez interakcje akso-aksoniczne10,11. Regulacje te prawdopodobnie odegrają kluczową rolę w uczeniu się prążków. Podczas uczenia się neurony DA śródmózgowia wykazują fazowe wyładowania w odpowiedzi na sygnały przewidujące nagrody lub nagrodę12, podczas gdy ChI wykazują wysoce zsynchronizowany, wielofazowy wzór wyładowania wzbudzenia, pauzy i odbicia13. Czasowa zbieżność między przerwą ChI a fazową aktywnością DA dodatkowo podkreśla znaczenie regulacji uwalniania DA za pośrednictwem ChI za pośrednictwem receptorów acetylocholinowych nikotynowych (nAChRs)14,15. Poza regulacją uwalniania DA, wykazano, że ta czasowa zbieżność jest niezbędna do indukcji plastyczności synaptycznej związanej z uczeniem się w prążkowym16, co wskazuje na znaczenie wyjaśnienia interakcji między sygnalizacją ChI a DA w tym obwodzie.

ChI wpływają na uwalnianie DA poprzez co najmniej dwa odrębne mechanizmy. Po pierwsze, synchroniczna aktywacja ChI może wywołać szybkie, krótkotrwałe uwalnianie DA, które zachodzi niezależnie od dopaminergicznego wyładowania somatycznego poprzez aktywację nAChR na aksonach DA 17,18,19. Ta forma aksonalnego uwalniania DA jest prawdopodobnie pośredniczona przez generowanie pozamacicznych potencjałów czynnościowych w aksonach DA17. Po drugie, aktywacja ChI może znacznie hamować późniejsze uwalnianie DA, zapobiegając depolaryzacji aksonów DA20. Warto zauważyć, że to tłumienie występuje z bardzo krótkim opóźnieniem i może być wywołane stosunkowo niskim poziomem aktywności ChI, które same w sobie nie wywołują wykrywalnego uwalniania DA, co sugeruje, że aktywacja nAChR jest skuteczniejsza w tłumieniu ciągłego uwalniania DA niż w wywoływaniu uwalniania DA. Dlatego te czynniki sugerują, że ChI mogą wywierać ogólny wpływ hamujący na uwalnianie DA w warunkach fizjologicznych. Jednak na bardziej precyzyjnej skali przestrzennej ChI mogą lokalnie ułatwiać uwalnianie DA aksonalne.

Łącznie te ustalenia podkreślają precyzyjnie dopracowaną rolę regulacyjną ChI w kontrolowaniu sygnalizacji DA prążkowej20. FCV stanowi skuteczne podejście do analizy tych interakcji Chl-DA, ponieważ jego wysoka rozdzielczość czasowa umożliwia precyzyjne pomiary zarówno efektów ułatwiających, jak i tłumiących aktywności ChI na uwalnianie DA.

Niniejszy artykuł przedstawia podstawowe procedury wytwarzania mikroelektrod z włókna węglowego oraz pomiaru wywołanych zewnątrzkomórkowych stężeń DA przy użyciu FCV w preparatach ex vivo .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Radę ds. Dobrostanu Zwierząt i Etyki Uniwersytetu w Exeter i przeprowadzane na licencji Home Office [PP262252]. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie mikroelektrod z włókna węglowego

  1. Napełnij czysty szklany pojemnik acetonem. Zanurz całkowicie szklane naczynia włosowate w acetonie, upewniając się, że każda kapilara jest wypełniona.
  2. Za pomocą pęsety włóż pojedynczy włókno węglowe do kapilary wypełnionej acetonem. Usuń naczynia włosowate z acetonu i pozwól im całkowicie wyschnąć na powietrzu.
  3. Załaduj wysuszoną rurkę kapilarną do pionowego mikroelektrodowego wyciągacza, ustawiając środek rurki w linii z żarnikiem grzewczym.
  4. Aktywuj wyciągacz i ustaw poziom grzejnika na 58,1, aby uzyskać dwie elektrody z włókna węglowego z pojedynczej kapilarnej rurki. Zbierz wyciągnięte elektrody do przycinania.
    UWAGA: Nie ma uniwersalnych ustawień temperatury nagrzewania ani siły ciągnącej. Parametry te różnią się w zależności od instrumentów i muszą być optymalizowane metodą prób i błędów dla każdego zestawu laboratoryjnego.
  5. Umieść wyciągniętą elektrodę pod mikroskopem wyposażonym w celownik 10×. Za pomocą skalpela przytnij końcówkę włókna do długości ~100 μm (Rysunek 1A).
  6. Zdejmij około 1 cm izolacji z każdego końca przewodzącego przewodu. Nałóż cienką warstwę przewodzącego srebrnego tuszu na jeden odsłonięty koniec.
  7. Włóż srebrny koniec drutu do tylnej części elektrody z włókna węglowego, zapewniając solidny kontakt między drutem a włóknem. Uszczelnij połączenie superklejem i pozwól mu całkowicie wyschnąć.

2. Przygotowanie rozwiązań

  1. Przygotuj roztwór na bazie sacharozy.
    1. Aby przygotować 1 L roztworu na bazie sacharozy (pH 7,4, ~300 mOsm/L), rozpuścić następujące składniki (w mM): 85 NaCl, 25 NaHCO3, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 7 MgCl2, 10 glukozy i 65 sacharozy.
    2. Przelej 200 mL roztworu krojeniowego na bazie sacharozy do czystej butelki. Dodaj 200 μL 1 M CaCl2·H2 O, aby uzyskać końcowe stężenie CaCl2 na poziomie 1 mM. Roztwór bąbelkuj mieszaniną gazową o złożeniu 95%O2 / 5%CO2 przez co najmniej 30 minut przed użyciem.
  2. Przygotuj sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF, pH 7,4, 300 mOsm/L) do rejestracji.
    1. Przygotuj roztwór stockowy o pojemności 10× aCSF poprzez rozpuszczenie w 1 litrze wody destylowanej: 1300 mM NaCl, 250 mM NaHCO3, 25 mM KCl oraz 12,5 mM NaH2PO4. Przechowywać roztwór bulionowy w temperaturze 4 °C.
    2. Aby przygotować 1× aCSF, połącz 100 mL roztworu zapasowego 10× aCSF z 52 mL 0,5 M NaHCO3. Rozcieńcz mieszankę do 1 L wodą destylowaną. Dodaj 2 mL 1 M CaCl2·H2 O, aby uzyskać końcowe stężenie 2 mM CaCl2. Mieszaj roztwór z 95% O2/5% CO2 przez co najmniej 30 minut przed użyciem.
  3. Przygotuj standardowy roztwór DA 2,5 mM do kalibracji
    1. Przygotuj 0,1 mM kwasu nadchlorowego, rozcieńczając 20 μL 0,1 M kwasu nadchlorowego do 20 mL wody destylowanej. Dokładnie wymieszaj, aby zapewnić całkowite rozcieńczenie.
    2. Waż 9,48 mg proszku chlorowodorku DA i rozpuszcza go w 0,1 mM kwasu nadchlorowego przygotowanym powyżej, aby uzyskać końcowe stężenie 2,5 mM. Przechowuj roztwór w temperaturze 4 °C i chroń go przed światłem, aby zapobiec utlenianiu.

3. Przygotowanie cięcia mózgu

  1. Uśpij zwierzęta, a następnie szybko wyekstrahuj mózg i natychmiast przelej go do lodowatego roztworu na bazie sacharozy.
  2. Zamontuj mózg na platformie wibratomu i tnij koronalne cięcia o średnicy 300 μm w zakresie od +1,5 mm do +0,5 mm względem bregmy z prędkością cięcia 0,34 mm/s.
  3. Przenieś plasterki do komory odzyskiwającej zawierającą przechołowy mózgopłyn utrzymywanej w temperaturze 32 °C. Inkubuj je przez 30-40 minut.
  4. Po odzyskaniu utrzymuj plasterki w temperaturze pokojowej w stale natlenionym aCSF do dalszego użycia.

4. Ustawianie rigu i kondycjonowanie elektrod

  1. Włącz system perfuzji. Przegrzej cały sprzęt wodą destylowaną przez co najmniej 10 minut. Włącz system grzewczy i ustaw temperaturę na 32 °C.
    UWAGA: Upewnij się, że czujnik temperatury jest całkowicie zanurzony w roztworze przed uruchomieniem grzejnika.
  2. Włącz oprogramowanie do generatora bodźców, aparat, mikromanipulator i oświetlenie tła pod mikroskopem.
  3. Otwórz oprogramowanie HDCV do pozyskiwania danych FCV. Ustaw parametry napięcia na trójkątny przebieg przebiegu od -0,4 V do +1,2 V z prędkością skanowania 400 V/s, zastosowany przy 10 Hz.
  4. Umieść przecięcie mózgu na środku komory i zabezpiecz go harfą.
  5. Za pomocą mikromanipulatora wprowadź końcówkę elektrody w pole widzenia mikroskopu.
  6. Sprawdź końcówkę elektrody pod mikroskopem, aby upewnić się, że jest nienaruszona i nie jest uszkodzona.
  7. Rozpocznij zbieranie danych i sprawdź wykres prąd-napięcie.
  8. Kondycjonuj nową elektrodę, umieszczając ją w tkance korowej i uruchamiając trójkątny cykl falowy przez co najmniej 30 minut przed nagraniem.
    UWAGA: Właściwy cykliczny woltammogram powinien przedstawiać charakterystyczną krzywą ładunków (Rysunek 1B). Wymień elektrodę, jeśli woltammogram jest zniekształcony (rysunek 1C-E) lub jeśli prąd tła jest niestabilny. Jeśli niestabilność utrzymuje się, sprawdź połączenie uziemienia.

5. Pomiar stężenia DA z zewnątrzkomórkowych

  1. Za pomocą mikromanipulatora przenieś elektrodę rejestrującą z miejsca kondycjonowania do docelowego miejsca rejestracji w przecięciu mózgu.
  2. Umieść koncentryczną elektrodę stymulującą dwubiegunową w pożądanym miejscu rejestracji. Umieść elektrodę rejestrującą około 50 μm od elektrody stymulacyjnej (Rysunek 2A,B).
  3. Dostarczaj pojedynczą stymulację elektryczną o napięciu 0,65 mA, o szerokości impulsu 200 μs i interbodziejcu 150 s. Sprawdź, czy szczyty utleniania i redukcji występują przy oczekiwanych napięciach (rysunek 2C) oraz że przejściowy element DA wykazuje typową kinetykę uwalniania i odstępu (rysunek 2D).
  4. Nagraj 10 sygnałów bazowych DA i przejrzyj ostatnie trzy ślady linii bazowej. Potwierdź, że zmienność między tymi sygnałami wynosi mniej niż 5%.
    UWAGA: Jeśli amplituda sygnału jest niska lub nadal maleje, sprawdź dostawę węglowodanów, stabilność temperatury oraz osmolarię i pH aCSF.
  5. Dostarczaj impulsy stymulacyjne za pomocą pseudolosowej sekwencji, która obejmuje zarówno paradygmaty pojedynczego impulsu (1p), jak i czteroimpulsowego (4p, 100 Hz).
    UWAGA: Stymulacja 4p 100 Hz naśladuje naturalne wyładowanie neuronów DA11 o wysokiej częstotliwości i jest powszechnie stosowana do oceny maksymalnej wielkości depresji zależnej od ChI, która występuje około 7-8 ms po aktywacji ChI20. Zmieniaj wzorce stymulacji w trakcie nagrania, aby zminimalizować błędy sekwencji.
  6. Rozpuść pożądany środek farmakologiczny w aCSF i pęcherzuj roztwór z 95% O2/5%CO2 przez co najmniej 10 minut.
  7. Lek należy zastosować do komory kąpielowej i inkubować do pełnego efektu farmakologicznego (np. 10-15 minut dla DHβE). Powtórz procedury stymulacji i nagrywania w warunkach leczenia farmakologicznym.

6. Kalibracja

  1. Przygotuj roztwór kalibracyjny DA o pojemności 2 μM, rozcieńczając 20 μL zapasu DA 2,5 mM do 25 mL natlenowanego aCSF.
  2. Ustaw elektrodę blisko wlotu. Reguluj ostrość mikroskopu, aby wyraźnie zobaczyć górne i dolne krawędzie wlotu. Skup się ponownie na środku rurki dolotowej i wyreguluj mikromanipulator (podnosząc lub opuszczając) tak, aby końcówka elektrody była wyraźnie widoczna.
  3. Przepuść elektrodę natlenionym aCSF z szybkim przepływem przez około 10 sekund, aby umyć powierzchnię elektrody. Podczas obserwacji przełącznika pod mikroskopem zmień linię perfuzji z aCSF na rozwiązanie kalibracyjne DA.
  4. Utrzymuj perfuzję z roztworem DA przez 30-60 sekund. Przełóż rurkę z powrotem na aCSF i kontynuuj perfuzję, aby wypłukać DA. Powtórz całą procedurę kalibracji trzy razy.
  5. Oblicz współczynnik kalibracyjny (nA/μM) na podstawie średniej odpowiedzi prądowej (ΔI) z trzech zastosowań DA (Rysunek 2E). Dla każdego zastosowania obliczamy ΔI, używając: ΔI = IDApeak− IDAbase. Uśrednić wartości ΔI i podzielić przez znane stężenie DA (2 μM), aby uzyskać współczynnik kalibracyjny elektrody.
  6. Oznacz elektrodę datą eksperymentu i zapisz wszystkie pliki kalibracyjne na przyszłość.
    UWAGA: Każda elektroda rejestrująca jest kalibrowana na koniec dnia eksperymentalnego i nie jest ponownie wykorzystywana do kolejnych nagrań, aby zapewnić optymalną czułość i dokładność.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Amplitudy wypuszczania DA były kwantyfikowane na podstawie nagrań FCV odejmowanych przez tło. W każdym badaniu sygnał tła był generowany przez uśrednienie pięciu stabilnych woltammogramów przedstymulacyjnych, co umożliwiło wyraźną izolację piku utleniania. Uwalnianie DA zmierzono jako szczytowy prąd utleniający przy około +0,6 V. Na koniec każdego eksperymentu kalibrowano elektrody, a szczytowe prądy utleniające przekształcano w stężenia DA za pomocą specyficznego dla elektrody współczynnika czułości (nA/μM). Aby ułatwić...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje podstawowe procedury pomiaru wywołanego uwalniania DA przy użyciu FCV w ostrych cięciach mózgu myszy oraz zapewnia kompleksowy przewodnik po niezbędnym procesie. Oprócz zastosowań specyficznych dla DA, FCV może być również wykorzystywany do wykrywania innych neuroprzekaźników, takich jak noradrenalina i serotonina, zarówno w preparatach ex vivo, jak i in vivo 21,22,23. Tutaj podkreślamy klu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Yan-Feng Zhang jest założycielem Oxbio.

Podziękowania

Prace te zostały sfinansowane z grantu (SBF009\1125) przyznanego przez Academy of Medical Sciences Springboard, wspieranego przez British Heart Foundation, Diabetes UK, Government Department for Science, Innovation and Technology (DSIT) oraz Wellcome to Y. -F. Z.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AcetonSigma-Aldrich534064-500ml
Chlorek wapniaSigma-Aldrich21115-100mlRozwiązanie 1M
Włókno węgloweGoodfellow Cambridge LimitedLS596012 APB
Koncentryczna elektroda dwubiegunowaFHC300197Elektroda bodźcowa
Dihydro-β-erytroidynowy wodobromigTocris Biosciences12A/295293
Dopamina HClapexbtB1482
System potencjoostatu cyklicznej voltametrii szybkiego skanowaniaWaveNeuroAF01FSCV1
Szklane kapilary Aparat HarvardaGC200F-10
GlukozaSigma-AldrichSLCQ7550
Zasilacz halogenowyOlympus TH4
Izolowany stymulator prąduDigitimerDS3
Heksahyran chlorku magnezuSigma-AldrichM2670
Kabel wielordzeniowy  Multicomp Pro3372784
Kwas nadchlorowyNauka FisheraUN29200,1M w kwas octowy lodowcowy
Pompy perystaltyczneGilson MINIPLUS 3
Chlorek potasuSigma-AldrichP9541
Prime BSI ExpressTeledyne01-PRIME-BSI-EXP
Srebrna farba przewodzącaKomponenty RSRS 186-3600
Odniesienie do srebra/chlorku srebraŚwiatowe Precyzyjne Instrumenty0226EElektroda referencyjna
SliceScopeScientificaPro 2000
Wodorowęglan soduSigma-AldrichS5761
Chlorek soduNauka Fishera2402665
Fosforan sodu monozasadowySigma-AldrichS5011
Generator bodźcówSystemy wielokanałoweSTG5 
SacharozaMillipore84100
Pionowy mikroelektrodowy puller NarishigePC-100

Bibliografia

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

mikroelektroda z włókna węglowegoprzygotowanie skrawka mózgudetekcja neuroprzekaźnikówkondycjonowanie elektrodyakwizycja danychtransmisja monoaminergicznanikotynowy receptor acetylocholiny

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.