Artykuł metodologiczny

Standardyzacja biologiczna ludzkich konstrukcji tkankowych na bazie ASC do reprodukowalnej makroskalowej biofabrykacji

DOI:

10.3791/69839

⸱

5 czerwca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Eukaryotic Cell Biology (Labio), National Institute of Metrology, Quality and Technology (INMETRO), 2Post-graduation Program of Translational Biomedicine (Biotrans), UNIGRANRIO, 3Post-graduation Program in Biotechnology, National Institute of Metrology, Quality and Technology (INMETRO), 4Post-graduation Program in Science and Technology of Polymers, Laboratory of Catalysis for Polymerization, Recycling and Biodegradable Polymers (LCPRB), Institute of Macromolecules, Federal University of Rio de Janeiro, 5Post-graduation Program in Metrology and Technology, National Institute of Metrology, Quality and Technology (INMETRO), 6Campus of Duque de Caxias, Federal University of Rio de Janeiro

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To studium przedstawia powtarzalny proces biofabrykacji wykorzystujący sfery komórkowe pochodzenia tkanki tłuszczowej i 3D-drukowanych szkieletach GelMA. Wykazuje kontrolę przestrzenną, zdolność do łączenia się oraz wskaźniki kontroli jakości, prowadzące do przeszczepowych konstrukcji tkankowych w skali makroskopowej z potencjalnym zastosowaniem w medycynie regeneracyjnej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak znormalizowanych protokołów w laboratoriach stanowi istotną przeszkodę w porównywalności wyników eksperymentów oraz efektywnym transferze technologii biofabrykacji. Rygorystyczna standardyzacja biologiczna nie tylko poprawia powtarzalność, ale również ułatwia dostosowanie do krajowych i międzynarodowych ram regulacyjnych, które są niezbędne dla klinicznego zastosowania strategii inżynierii tkankowej. Niniejsze badanie wprowadza znormalizowany proces biofabrykacji obejmujący kulturę monowarstwową hADSC, formowanie sferoidów, drukowanie 3D szkieletu Gelatin Methacryloyl (GelMA) oraz biomontaż sferoidów. Wprowadzono wskaźniki kontroli jakości, aby zapewnić powtarzalność. 3D-drukowany szkieletor GelMA został zaprojektowany z dwoma centralnymi porami, każdy zdolny pomieścić setki sferoidów. Wiaragodność druku potwierdzono poprzez porównanie wymiarów szkieletu do modelu CAD, z nieznacznymi, nieistotnymi odchyleniami. hADSC uformowały jednolite sferoidy w ciągu 24 godzin w mikroformach agarozowych. Po zasiewieniu w porach szkieletu, sferoidy ulegały ciągłemu zlananiu przez 72 godziny, tworząc makroskopowe konstrukty potwierdzone za pomocą obrazowania konfokalnego. Projekt szkieletu i dokładność druku zapewniały wsparcie strukturalne, podczas gdy jednorodność sferoidów umożliwiała przewidywalne formowanie konstruktu. Zlanie sferoidów w porach szkieletu dało tkankowe konstrukty nadające się do transplantacji, z użyciem lub bez szkieletu, co podkreśla wszechstronność tego podejścia do biomontażu. Wyniki podkreślają kluczową rolę standardyzacji biologicznej w rozwijaniu powtarzalnych metodologii biofabrykacji żywych konstrukcji tkankowych, z obiecującymi implikacjami dla przyszłych zastosowań klinicznych w medycynie regeneracyjnej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biozestawianie i biodrukowanie są uzupełniającymi sobą podejściami do biofabrykacji w inżynierii tkankowej, które koncentrują się na budowie złożonych tkanek i narządów w skali makroskopowej przy użyciu zautomatyzowanych technologii1,2,3,4.

Sferoidy zostały włączone do biofabrykacji jako elementy budowlane głównie dla podejść do biozestawiania5. Sferoidy są uważane za mikrotkany, które odtwarzają interakcje między komórkami a otaczającym mikrośrodowiskiem tkankowym in vivo. Wśród źródeł komórek używanych do tworzenia sferoydów, komórki macierzyste pochodzenia tkanki tłuszczowej (ADSC) wyróżniają się łatwością izolacji, długotrwałą utrzymaniem w hodowli i potencjałem różnicowania6,7,8.

Ze względu na swoją właściwą zdolność tworzenia większych agregatów, sferydy mogą generować bardziej złożone konstrukty tkankowe, gdy są poddawane podejściom do biozestawiania. Ta organizacja sterowana fuzją zwiększa potencjał regeneracyjny i różnicowania sferoydów komórek macierzystych9,10.

Biozestawianie sferoydów może być wspierane, a nawet kierowane przez biomateriały11, co sprawia, że ta strategia nadaje się do skalowalnej i zautomatyzowanej biofabrykacji12,13.

Istniejące strategie biofabrykacji można ogólnie podzielić na podejścia do zestawiania sferoydów bez szkieletu i układy biodruku osadzonych w żelach2,5,14. Metody bez szkieletu polegają wyłącznie na spontanicznej samozestawiającej się komórkach i fuzji między sferoidami, wykorzystując właściwe interakcje komórka-komórka. Jednak ponieważ występują bez zewnętrznego kierownictwa architektonicznego lub ograniczeń geometrycznych, te podejścia wykazują zmniejszoną kontrolę przestrzenną i niższą przewidywalność strukturalną5,15. W przeciwieństwie do nich, podejścia do enkapsulacji oparte na żelach osadzają komórki w macierzach masowych, aby zapewnić wsparcie strukturalne i wstępnie zdefiniowaną architekturę16,17, co może częściowo ograniczać bezpośredni kontakt komórka-komórka na wczesnych etapach fuzji i wpływać na dynamiki migracji komórek18. W tym ujęciu, drukowalne biomateriały takie jak Gelatin Methacryloyl (GelMA) zawierają motywy adhezji komórkowej i mogą funkcjonować jako szkielety, aby ułatwić biozestawianie sferoydów19. Hipotetyzuje się, że 3D-wydrukowany szkielet GelMA zapewnia ograniczenie geometryczne i przestrzenną kierownictwo dla sferoydów, promując w ten sposób kontrolowaną formowanie tkanek poprzez fuzję w większe, strukturalnie zdefiniowane konstrukty. Podejście to ma na celu poprawę kontroli przestrzennej i powtarzalności strukturalnej podczas biozestawiania sferoydów, łącząc organizację kierowaną szkieletem z fuzją sferoydów w ramach zdefiniowanej architektury żelu. Jednak obecny przepływ pracy koncentruje się na standaryzacji procesu i parametrach biofabrykacji strukturalnej i nie dotyczy długotrwałego dojrzewania tkanek, funkcjonalnego różnicowania ani dużej skali zautomatyzowanej produkcji.

Standaryzacja biologiczna jest niezbędna nie tylko dla zapewnienia powtarzalności i skalowalności, ale również dla zachowania funkcjonalnej integralności wytwarzanych biologicznie tkanek19,20. W związku z tym, precyzyjna kontrola parametrów inżynieryjnych, geometrycznych i strukturalnych jest krytyczna, ponieważ czynniki te mają bezpośredni wpływ na wydajność biologiczną, w tym na funkcjonowanie i dojrzewanie tkanek5,21. Przedstawiono zstandaryzowany i powtarzalny przepływ pracy biofabrykacji, obejmujący następujące kluczowe kroki: (1) hodowlę monowarstwową ASC; (2) tworzenie sferoydów ASC; (3) 3D drukowanie szkieletu GelMA; oraz (4) biozestawianie sferoydów (Rysunek 1). W ramach tego przepływu pracy ustalono obiektywne metryki kontroli jakości, w tym jednolitość i sferyczność sferoydów, wierność druku i integralność kształtu szkieletu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Substancje chemiczne i sprzęt użyte są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie mikromoldów agarozy i produkcja 3D-drukowanych szkieletów GelMA

  1. Produkcja 2% mikromoldu agarozy w 0,9% roztworze chlorku sodu (NaCl) (patrz Rysunek 2A)
    UWAGA: Wszystkie odpady chemiczne muszą być obsługiwane i usuwane zgodnie z instytucjonalnymi regulacjami bezpieczeństwa chemicznego i wytycznymi dotyczącymi odpadów niebezpiecznych.
    1. Przygotuj 0,9% roztwór NaCl w ultraczystej wodzie i autoklawuj przez 30 min w 121 °C. Przechowuj w sterylnych warunkach do momentu użycia.
    2. Rozcieńczyć 1 g sterylnej ultraczystej agarozy w 50 ml 0,9% roztworu NaCl. Homogenizować i depolimeryzować agarozę w kuchence mikrofalowej w 10-sekundowych odstępach przez 3-5 cykli, aż do pełnego rozpuszczenia.
    3. W szafce bezpieczeństwa biologicznego, umieść komercyjnie dostępny silikonowy formownik zawierający 81 okrągłych wgłębień na sterylnej gazie.
    4. Ostrożnie włożyć 600 μL agarozy na środek silikonowego formownika i pozostawić na 40 min, aby zapewnić całkowitą polimeryzację.
    5. Ostrożnie usunąć w pełni polimeryzowany mikromold agarozy i przenieść go do dołka 12-dołkowej płytki mikrotitrcyjnej.
    6. Dostosować pozycję mikromoldu agarozy i zamocować go na dnie dołka, wypełniając 600 μL agarozy.
    7. Wstępnie inkubować mikromold przez inkubację w Dulbecco's Modified Eagle Medium Low Glucose (DMEM, 2 mL/dołek) przez 15 min. Powtórzyć tę procedurę dwa razy, a podczas trzeciej inkubacji, wymienić na trójwymiarowe (3D) środowisko kulturowe, składające się z DMEM uzupełnionego kwasem askorbinowym (50 μg/mL), albuminą surowicy ludzkiej (1,25 μg/mL), penicyliną-streptocyną (PS, 1×, z 100× roztworu stężonego) oraz suplementem ITS (1×, z 100× roztworu stężonego).
      UWAGA: Środowisko 3D różni się od środowiska rozwoju monowarstwowego brakiem surowicy wołowej płodowej (FBS) oraz zawiera określone suplementy, które promują interakcję komórka-komórka oraz wsparcie dla struktury pozakomórkowej, sprzyjając właściwemu samozgromadzeniu i stabilizacji sfery. Jeśli produkcja formowników i wysiew komórek są wykonywane w różnych dniach, procedurę można przerwać po drugiej inkubacji w DMEM, a formowniki powinny być przechowywane w sterylnych warunkach w klimatyzowanym inkubatorze w 37 °C przez maksymalnie 5 dni. Trzecia inkubacja z 3D środowiskiem kulturowym musi być wykonana tylko w dniu wysiewu. Przed zasiewem komórek, całkowicie usunąć środowisko z zarówno dołka, jak i mikromoldu.
  2. Przygotowanie hydrożelu Gelatin Methacryloyl (GelMA)
    UWAGA: Cała procedura powinna być wykonywana w ciemności, ponieważ substancje chemiczne są światłoczułe. W niniejszym badaniu stosowano GelMA (moc żelowania 300 g Bloom, stopień substytucji 60%) oraz fotoinicjator litowy fenylo-2,4,6-trimetylobezoylfosfinat (LAP). Aby przygotować 10 mL 10% w/v roztworu GelMA zawierającego 0,5% w/v LAP:
    1. Rozpuścić 50 mg proszku LAP w 1 mL DMEM, delikatnie mieszając pipetą do uzyskania klarownego, jednorodnego roztworu.
    2. Przenieść roztwór LAP do 10 mL rurki do wirówki zawierającej 9 mL DMEM i dokładnie wymieszać.
    3. W szafce bezpieczeństwa biologicznego, wysterylizować powstały roztwór przez filtrację przez filtr 0,22 μm.
    4. Dodać 1 g GelMA do roztworu i homogenizować za pomocą mieszania magnetycznego w 50 °C przez około 3 h, lub do uzyskania klarownego i jednorodnego roztworu. Podnieść kolbę do światła, aby upewnić się, że roztwór jest wolny od widocznych cząstek i mętności.
    5. Załadować powstały hydrożel do 10 mL strzykawki do późniejszego druku lub, jeśli nie jest używany natychmiast, przechowywać w 2-8 °C, chroniąc przed światłem, aż do użycia.
      UWAGA: Roztwory GelMA i LAP były używane około 24 h po przygotowaniu. Przedłużone przechowywanie tego roztworu nie jest zalecane. Zarówno proszki GelMA i LAP powinny być przechowywane w 2-8 °C, zgodnie z instrukcjami producenta. Fotoinicjator LAP jest klasyfikowany jako nieniebezpieczny zgodnie z normami takimi jak ABNT NBR 14725 i Rozporządzenie (WE) nr 1272/2008. Jednak producent zaleca stosowanie środków ochrony osobistej w celu zapobiegania podrażnieniu oddechowego, skóry i oczu. Zaleca się używanie okularów ochronnych przetestowanych i zatwierdzonych zgodnie z odpowiednimi standardami rządowymi, takimi jak NIOSH (National Institute for Occupational Safety and Health - US) lub EN 166 (UE), a także rękawic nitrylowych o grubości co najmniej 0,11 mm. Ochrona oddechowa jest wymagana tylko wtedy, gdy powstaje pył. Zalecenia producenta dotyczące ochrony oddechowej z filtrem opierają się na normach takich jak DIN EN 143, DIN EN 14387 i innych uzupełniających normach dotyczących konkretnego systemu ochron

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komórki macierzyste pochodzenia ludzkiego tkanki tłuszczowej (hASC) hodowane w monowarstwie (Rysunek 2C) zostały pomyślnie zaindukowanej do tworzenia sferoidów w ciągu 24 godzin po posadzeniu do mikroform żelatynowych (Rysunek 2D). Powstałe sferoidy wykazywały zwartą i dobrze zdefiniowaną morfologię. Analiza morfometryczna wykazała średni średnicę 239,8 ± 87,0 μm po 24 godzinach (Rysunek 2E) i wartość sferyczności zbliżoną do 1 (0,9...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki przedstawione w tym badaniu podkreślają pomyślną integrację wskaźników kontroli jakości z ustandaryzowanym przepływem pracy w biofabrykacji w celu zapewnienia powtarzalności. Zastosowanie 3D-drukowane szkieletów opartych na wstępnie ustalonych projektach zapewnia wsparcie strukturalne dla złożenia biosfer19,23. Jako dowód koncepcji, zaprojektowano sztywny szkielet z dwoma centralnymi porowatymi regionami, wymiarowanymi tak, aby wspierać ładowanie biosfer o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BioRender.com (https://BioRender.com/x1lxn0y) dla ilustracji na rysunkach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1x Phosphate-Buffered Saline (PBS)Przygotowane w laboratorium-
593iCAN 3D Bioprinter, Model 593 iCan2X Printhead593iCAN--
AgaroseSigma-Aldrich16500-500-
Ascorbic Acid Sigma-Aldrich A4544-100MG-
Carl Zeiss Microscopy GmbH Primovert Zeiss-415510-1101-000
Celldiscover Zeiss-LSM 900 with Airyscan 2
CelltrackerInvitrogen C7025-
CentrifugeEppendorf -5702
Class II Biological Safety CabinetStreamline-Model SC2-4E3
CO2 incubator for cell cultureThermo Fisher Scientific-Series 8000 WJ 
Conical polypropylene nozzle 0.41 mm593iCAN--
Dulbecco’s Modified Eagle Medium Low Glucose Sigma-Aldrich D2902-10L-
EDTASigma-Aldrich E9884-
Fetal Bovine Serum (FBS)Gibco 12657-029-
Gelatin methacryloyl gel strength 300 g Bloom, degree of substitution 60%Sigma-Aldrich900622Numer partii/partii: MKCS2673. Dokumentacja dla każdej partii, w tym Karta Danych o Substancji (SDS) i Certyfikat Analizy (CoA), można uzyskać na stronie internetowej producenta’u.
GraphPad Prism 6.0 softwareGraphPad Inc--
Hot plate magnetic stirrerIKAZ671797Model C-MAG HS7
Human serum albumin 100 mg/mlFUJIFILM Irvine Scientific9988-
ITS (Insulin-transferrin-sodium selenite) supplement 100x Sigma-AldrichI3146-5ML-
Lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP)Sigma-Aldrich900889
Luxoeo 4Z Stereozoom Microscope Labomed--
MicroTissues® 3D Petri Dish® micro-mold spheroidsSigma-AldrichZ764019-
Penicillin-streptomycin 100xSigma-Aldrich15140122-
Poietics™ human adipose derived stem cells (ADSC)Lonza PT-5006
Sodium Chloride (NaCl)Sigma-Aldrich71382-500G-
Trypsin/EDTAGibco 27250018-

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Spagnuolo, F. D., Kronemberger, G. S., Storey, K. J., Kelly, D. J. The maturation state and density of human cartilage microtissues influence their fusion and development into scaled-up grafts. Acta Biomater. 194, 109-121 (2025).
  2. Baptista, L. S., et al. Bioprinting using organ building blocks spheroids organoids and assembloids. Tissue Eng Part A. 30 (13–14), 377-386 (2024).
  3. Shojaei Barjuei, E., et al. Precision improvement of robotic bioprinting via vision-based tool path compensation. Sci Rep. 14 (1), 17764 (2024).
  4. Li, H., Zhou, H., Xu, C., Wei, Y., Tang, X. 3D bioprinting and scaffold-free strategies for fabrication of multicellular tissues or organoids. Int J Bioprinting. 9 (1), 135 (2023).
  5. Mironov, V. R., et al. Organ printing tissue spheroids as building blocks. Biomaterials. 30 (11), 2164-2174 (2009).
  6. Côrtes, I., et al. Mimicking lipolytic adipogenic and secretory capacities of human subcutaneous adipose tissue using spheroids. Front Cell Dev Biol. 11, 1219218 (2023).
  7. Shi, Y., et al. Advances in culture of adipose-derived stromal stem cells. Front Endocrinol (Lausanne). 15, 1343255 (2024).
  8. Suchanecka, M., et al. Adipose-derived stem cells in regenerative medicine. Biomed Pharmacother. 186, 118036 (2025).
  9. Kim, E. M., et al. Fabrication of core shell spheroids for engineering vascularized tissues. Acta Biomater. 100, 158-172 (2019).
  10. Kronemberger, G. S., et al. Hypertrophic cartilage induction influences building block capacity of ASC spheroids. Artif Organs. 45 (11), 1208-1218 (2021).
  11. Caprio, N. D., Burdick, J. A. Engineered biomaterials guiding spheroid formation and function. Acta Biomater. 165, 4-18 (2023).
  12. Kopinski-Grünwald, O., et al. Scaffolded spheroids for cartilage tissue engineering. Acta Biomater. 174, 163-176 (2024).
  13. Mekhileri, N. V., et al. Automated 3D bioassembly of microtissues. Biofabrication. 10 (2), 024103 (2018).
  14. Groll, J., et al. Biofabrication reappraising the definition. Biofabrication. 8 (1), 013001 (2016).
  15. Jakab, K., et al. Tissue engineering by self-assembly of cells. Tissue Eng Part A. 14 (3), 413-421 (2008).
  16. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nat Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  17. Ozbolat, I. T., Hospodiuk, M. Advances in extrusion-based bioprinting. Biomaterials. 76, 321-343 (2016).
  18. Zhuang, P., Chiang, Y. H., Fernanda, M. S., He, M. Spheroids as building blocks in tumor microenvironment models. Int J Bioprinting. 7 (3), 444 (2021).
  19. Levato, R., et al. From shape to function in bioprinting. Adv Mater. 32 (12), 1906423 (2020).
  20. Moroni, L., et al. Biofabrication terminology and technology. Trends Biotechnol. 36 (4), 384-402 (2018).
  21. Sun, W., et al. The 2022 biofabrication roadmap. Biofabrication. 15 (1), 012001 (2023).
  22. Kronemberger, G. S., et al. Automated production of ASC spheroids for bioprinting. J Vis Exp. (181), e63430 (2022).
  23. Daly, A. C., Prendergast, M. E., Hughes, A. J., Burdick, J. A. Bioprinting for the biologist. Cell. 184 (1), 18-32 (2021).
  24. Arguchinskaya, N. V., et al. Properties and printability of GelMA hydrogels. Int J Mol Sci. 24 (3), 2121 (2023).
  25. Compaired, P. M., García-Gareta, E., Pérez, M. &. #. 1. 9. 3. ;. Workflow for bioprinting optimization. Int J Bioprinting. 11 (3), 397-415 (2025).
  26. Gaglio, C. G., et al. GelMA synthesis and comparison for bioprinting. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1383010 (2024).
  27. Gillespie, G. J., et al. Influence of printing parameters and cell density on bioink outcomes. Tissue Eng Part A. 26 (23–24), 1349-1358 (2020).
  28. Maggiotto, F., et al. Perfusable vascularized cancer niche via 3D bioprinting. Front Bioeng Biotechnol. 13, 1484738 (2025).
  29. Shie, M. Y., et al. Effects of GelMA concentration on properties and fibroblast behavior. Polymers (Basel). 12 (9), 1930 (2020).
  30. Chimene, D., Lennox, K. K., Kaunas, R. R., Gaharwar, A. K. Advanced bioinks for 3D printing. Adv Mater. 32 (12), 1902026 (2020).
  31. Pepelanova, I., Kruppa, K., Scheper, T., Lavrentieva, A. GelMA hydrogels for tissue engineering. Polymers (Basel). 10 (11), 1134 (2018).
  32. Heinrich, M. A., et al. 3D bioprinting from bench to translation. Adv Mater. 31 (23), 1805510 (2019).
  33. Kronemberger, G. S., Chattahy, K., Spagnuolo, F. D., Karam, A. S., Kelly, D. J. Bioassembly of fibrocartilage microtissues for meniscal grafts. Adv Healthcare Mater. 14 (32), e02208 (2025).
  34. Matai, I., Kaur, G., Seyedsalehi, A., McClinton, A., Laurencin, C. T. Progress in 3D bioprinting for regenerative engineering. Biomaterials. 226, 119536 (2020).
  35. Decarli, M. C., et al. Bioprinting stem cell spheroids for cartilage engineering. Adv Healthcare Mater. 12 (7), 2203021 (2023).
  36. Zhang, Z., Liu, Y., Tao, X., Du, P., Enkhbat, M., et al. Engineering cell microenvironments with spheroids and hydrogels. Polymers (Basel). 15 (9), 1925 (2023).
  37. Zuliani, C. C., da Cunha, J. B., Correa, R. F., Pinto, J. u. n. i. o. r. . E. A., d’Ávila, M. A., et al. Injectable hydrogel for delivery of MSC spheroids in cartilage regeneration. Artif Cells Nanomed Biotechnol. 53 (1), 453-467 (2025).
  38. Unagolla, J. M., Jayasuriya, A. C. Hydrogel-based 3D bioprinting review. Appl Mater Today. 17, 100479 (2019).
  39. Kim, M. H., Singh, Y. P., Celik, N., Yeo, M., Rizk, E., et al. High-throughput bioprinting of spheroids. Nat Commun. 15 (1), 10083 (2024).
  40. Daly, A. C., Davidson, M. D., Burdick, J. A. Spheroid fusion within self-healing hydrogels. Nat Commun. 12 (1), 753 (2021).
  41. Prabhakaran, V., Melchels, F. P. W., Murray, L. M., Paxton, J. Z. Engineering bone tissues via spheroid fusion. Front Endocrinol (Lausanne). 14, 1308604 (2023).
  42. Gabriella, , et al. Probing multicellular tissue fusion of cocultured spheroids. Adv Sci (Weinh). 8 (21), e2103320 (2021).
  43. Kim, S., Kim, E. M., Yamamoto, M., Park, H., Shin, H. Engineering multicellular spheroids. Adv Healthcare Mater. 9 (12), 2000608 (2020).
  44. Zhang, J., Yun, S., Du, Y., Zannettino, A., Zhang, H. Hydrogel-based preparation of cell aggregates. Appl Mater Today. 20, 100747 (2020).
  45. Khajehmohammadi, M., Azizi Tafti, R., Nikukar, H. Effect of porosity on bioprinted scaffolds. J Biomed Mater Res A. 111 (2), 245-260 (2023).
  46. Kim, M., et al. Enhanced nutrient transport in engineered cartilage constructs. Acta Biomater. 58, 1-11 (2017).
  47. Chariyev-Prinz, F., et al. MSC response to hydrostatic pressure in chondrogenesis supportive environments. J Biomech. 154, 111590 (2023).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Human Adipose Stem CellsBiofabrication WorkflowTissue EngineeringSpheroid FormationGelMA Scaffold3D PrintingSpheroid BioassemblyScaffold DesignRegenerative Medicine

Powiązane artykuły