Artykuł metodologiczny

Opracowanie efektywnego modelu rozszerzania tkanki myszy do badań nad regeneracją skóry

DOI:

10.3791/69865

⸱

6 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Ninth People's Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Tenth People's Hospital, Tongji University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania te przedstawiają praktyczny i efektywny protokół ustanawiania modelu ciągłego rozszerzania tkanek u szczurów, co ułatwia badanie mechanizmów i rozwój techniki regeneracji skóry.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Regeneracja skóry jest niezbędna do gojenia różnych powierzchownych ran i może być wspierana przez stymulację mechaniczną. Rozszerzanie tkanek to szeroko stosowana metoda przyspieszania regeneracji skóry poprzez kontrolowane mechaniczne rozciąganie; jednak jego skuteczność kliniczna często jest ograniczona przez niedopasowanie między obciążeniem mechanicznym a zdolnością regeneracji skóry. Aby rozwiązać to ograniczenie, pilnie potrzebne jest opracowanie standaryzowanego modelu zwierzęcego rozszerzania tkanek. W tym badaniu opracowaliśmy model rozszerzania tkanek u szczurów Sprague-Dawley. Po wszczepieniu do grzbietu 10 mL ekspandera tkankowego, bezpośrednio po operacji wstrzyknięto 5 ml soli fizjologicznej. Po dwutygodniowym okresie rekonwalescencji zwierzęta przechodziły schemat dwutygodniowych zastrzyków z soli fizjologicznej (10 ml na sesję). Kinetyka ekspansji wykazywała charakterystyczny trend szybkiego wzrostu skóry, po którym następowało stopniowe spowalnianie. W późniejszych stadiach obserwowano poważne powikłania, takie jak martwica skóry, rozkład tkanek oraz ekspozycja na ekspansery. Praca ta ustanawia powtarzalne ramy przedkliniczne, które wiernie naśladują fizjologiczne i patologiczne procesy ekspansji tkanek ludzkich, zapewniając podstawowy model do badania mechanizmów regeneracyjnych i optymalizacji protokołów klinicznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Skóra pełni rolę pierwszej linii obrony organizmu, zapewniając mechaniczną ochronę i zapobiegając utracie wody, a także odgrywa kluczową rolę w regulacji temperatury, reakcji na bodźce zewnętrzne oraz regulacji odporności1. Rany skóry są powszechne w praktyce klinicznej, w wyniku urazów, infekcji drobnoustrojowych, uszkodzeń chemicznych oraz resekcji chirurgicznej2. Podczas gdy małe rany mogą się goić przy normalnym wyglądzie, poważne urazy zazwyczaj pozostawiają poważne włókniste blizny, które upośledzają funkcjonowanie tkanek i mogą nawet zagrażaćżyciu. Autologiczne przeszczepienie skóry o pełnej grubości jest powszechnie uważane za złoty standard w leczeniu dużych ran i zapobieganiu powstawaniu blizn4. Jednak uzyskanie wystarczającej ilości skóry podlegającej przeszczepieniu pozostaje kluczowym wyzwaniem klinicznym. W konsekwencji rozwój innowacyjnych technologii regeneracji skóry stał się centralnym obszarem w dziedzinach medycyny regeneracyjnej i biomateriałów5.

Od czasu, gdy Neumann wprowadził zasadę rozszerzania tkanek w 1957 roku poprzez wszczepienie balonu polietylenowego w okolice sutkowej po uszu, aby odtworzyć deformację ucha6, technika ta znacznie się rozwinęła. Obecnie jest to jedna z najczęściej stosowanych metod w chirurgii rekonstrukcyjnej i pozostaje kluczowym podejściem do leczenia rozległych wad skóry. Konkretnie, rozszerzanie tkanek generuje dodatkową tkankę autologiczną poprzez rekrutację sąsiedniej skóry i stymulację regeneracji7. Napędzana stymulacją mechaniczną, nowo powstała skóra bardzo przypomina rodzimą skórę zarówno pod względem wyglądu, jak i struktury, co czyni ją idealną do zastosowań klinicznych8. Jednak z powodu niezgodności między siłą obciążenia a tempem wzrostu skóry w późnym stadium, ilość pobranej skóry okazuje się niewystarczająca do pokrycia ran na dużą skalę9. Ponadto postęp w technologii rozszerzania tkanek jest utrudniony przez nieoptymalną skuteczność ekspansji, poważne komplikacje, niepełne ilościowe metryki oceny oraz słabo scharakteryzowane mechanizmy molekularne10. Biorąc pod uwagę złożoność sieci regulacyjnych in vivo, odpowiednie modele zwierzęce rozszerzania tkanek są niezbędne do wiernego podsumowania fizjologicznych i patologicznych reakcji tkanek skóry na stymulację mechaniczną.

Obecnie modele myszy (mysz i szczur) oraz wieprzowinki są dominującym wyborem do badań in vivo 11. Modele rozszerzania grzbietu lub skóry głowy myszy są szeroko stosowane ze względu na łatwość obsługi; jednak skóra jest zbyt cienka, by tolerować długotrwałe lub ciągłe rozszerzaniesię 12. Model rozszerzalności grzbietowej szczura nadaje się do ciągłego rozszerzania ze względu na rozległą przestrzeń podskórną, jednak brak jednoznacznego protokołu do zakończenia rozszerzania ogranicza jego kliniczną użyteczność13,14. Chociaż skóra wieprzowina dzieli najwyższy stopień homologii ze skórą ludzką, jej niższa elastyczność powoduje opóźnione reakcje na rozciąganie mechaniczne, a wymóg głębokiej sedacji podczas procesu znacznie utrudnia eksperymentalną manipulację15. Dlatego opracowanie odpowiedniego modelu ciągłej ekspansji, który naśladuje proces kliniczny, pozostaje wyzwaniem naukowym.

Celem tego badania było opracowanie modelu szczura o ciągłym rozszerzaniu skóry. Krótko po operacji wprowadzono 10 mL silikonowy ekspander do grzbietowej części szczurów Sprague-Dawley (SD), a po operacji podano 5 mL soli fizjologicznej. Po dwutygodniowym okresie rekonwalescencji podawano 10 mL soli fizjologicznej dwa razy w tygodniu, aż osiągnięto łączną objętość 155 mL, po czym zaobserwowano znaczący spadek produkcji skóry, co sugeruje wyczerpanie zdolności regeneracyjnej. Wyczerpanie regeneracyjne oznacza krytyczny spadek zdolności regeneracyjnej skóry, charakteryzujący się na poziomie komórkowym zmniejszonym potencjałem proliferacyjnym i rozpadem macierzy zewnątrzkomórkowej. Makroskopowo objawia się to wyraźnym pogorszeniem struktury skóry, objawiając się przerzedzeniem skóry, niedokrwieniem i rozcięciem prążków, co może przeprowadzić do martwicy i rozkładu tkanek17. Oprócz prostoty technicznej, ten przedkliniczny model skutecznie odtwarza ciągłą ekspansję skóry, pozwalając badaczom badać różne etapy rozszerzania dostosowane do konkretnych celów badawczych. Metoda modelowania ta może być również stosowana u szczurów zmodyfikowanych genetycznie, ułatwiając wyjaśnienie kluczowych funkcji genów i tym samym odkrywając mechanizmy leżące u podstaw. Ponadto duża powierzchnia skóry grzbietowej ułatwia samodzielne badanie badanie, pozwalając na stosowanie zarówno eksperymentalnych, jak i kontrolnych zabiegów u tego samego zwierzęcia18. Łącznie ten model stanowi użyteczne narzędzie do badania konkretnych mechanizmów zaangażowanych w rozszerzanie tkanek i przyczynia się do przezwyciężania obecnych ograniczeń technologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Szanghajskiego Dziewiątego Szpitala Ludowego (nr SH9H-2025-A1673-1) i przeprowadzana zgodnie z Przewodnikiem Narodowych Instytutów Zdrowia dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Przygotowanie

  1. Zaaklimatyzuj wszystkie szczury SD przez 7 dni przed badaniem. Szczury SD domowe w ośrodku dla zwierząt z cyklem światła trwającym 12 godzin i 12 godzin ciemności. Zapewniać standardową dietę opartą na pszenicy/soi oraz wodę ad libitum przez cały eksperyment.
  2. Zaprojektuj półokręgowe rozszerzacze tkanek o pojemności 10 mL do zastosowań eksperymentalnych (Rysunek 1A), które składają się z balonu rozszerzającego się, portu do wstrzykiwania oraz cewnika łączącego. Sterylizuj ekspandery za pomocą promieniowania elektronowego (25 kGy). Przed operacją sprawdź integralność każdego ekspandera, aby zapewnić bezpieczeństwo. Wstrzyknij 10 ml soli fizjologicznej przez port wlewowy, a następnie obserwuj przechodzenie cewnika łączącego i jego rozszerzanie, aby potwierdzić brak wycieku wody.
    UWAGA: Spuścić wcześniej wstrzykniętą sól fizjologiczną.

2. Opieka nad zwierzętami przedoperacyjnymi i wewnątrzoperacyjna

  1. Zdobądź samce szczurów asystentowych, 6-8 tygodni wieku, 240-260 g wagi.
  2. Znieczulaj szczury SD przez wdychanie izofluranu. Umieść szczury w komorze indukcyjnej i wywołaj znieczulenie przy użyciu 5% izofluranu z przepływem 3 L/min. Utrzymuj znieczulenie podczas operacji, stosując izofluran 2% przy przepływie 1,5 L/min.
  3. Unieczulone szczury SD umieść na waciku, aby utrzymać ciepło podczas operacji, a następnie umieść je na podgrzewanej podkładce (około 28 °C) na 20 minut po rekonwalescencji, aby zapobiec hipotermii.
  4. Użyj odruchu zaciskania palców, aby ocenić głębokość znieczulenia.
    UWAGA: Monitoruj częstość i schemat oddechu, temperaturę ciała oraz kolor skóry palców u znieczulonych szczurów asezywnych.

3. Wszczepienie ekspanzera tkanek

  1. Gol grzbietową skórę szczurów asymetrycznych maszynką do włosów. Oceń kolor, strukturę i obecność zmian skóry, aby określić przydatność do rozszerzania.
  2. Narysuj poziomą, przerywaną linię w środkowej części pleców, aby zaznaczyć miejsce nacięcia. Dezynfekuj ogolony obszar alkoholem 75% i przykryj sterylną zasłoną z otworem.
  3. Podaj normalną sól fizjologiczną podskórnie wzdłuż oznaczonej linii za pomocą strzykawki 1 mL z igłą o średnicy 30 g (0,31 mm), a następnie wykonaj poziome nacięcie skalpelem. Wykonaj rozbudowane rozwarstwienie tkanki podskórnej powyżej i poniżej nacięcia wzdłuż grzbietowej powięzi mięśniowej. Stwórz kieszeń wystarczająco dużą, by pomieścić balon ekspansyjny i port do wtrysku, używając kleszczy przeciwkomarowych. Ustaw dolny biegun balonu rozszerzającego się 3-5 cm od nacięcia, z wierzchołkiem skierowanym do warstwy skóry, a płytką podstawową spoczywającą na mięśniu. Dodatkowo zszyj powięź po obu stronach, przylegając do połączenia cewnika łączącego i portu wtryskowego, aby ustabilizować port. Dostosuj położenie balonu i portu wtryskowego, aby upewnić się, że rurka łącząca jest wolna od ostrych zagięć lub zagięć (Rysunek 1B).
    UWAGA: Normalne zastrzyki z soli fizjologicznej ułatwiają nacięcie skóry i identyfikację płaszczyzny anatomicznej. Ustaw port wstrzykujący tak, by miękka strona była skierowana w stronę warstwy skóry, aby umożliwić kolejne iniekcje roztworu.
  4. Zamykaj nacięcia za pomocą przerwanych szwów 4-0. Następnie wstrzyknąć początkowe 5 mL soli fizjologicznej igłą do skóry głowy o pojemności 25 g (0,5 mm średnicy).
    UWAGA: Zszyj nacięcie ostrożnie, aby nie przebić ekspandera końcówką igły do szwów. Włóż igłę pionowo do portu do wstrzyku i wyciągnij pionowo.
  5. Pozwól szczurowi SD dojść do siebie po znieczuleniu i umieść go w indywidualnej klatce.

4. Proces ciągłej ekspansji

  1. Pozwól szczurom SD z ekspanzerami na regenerację przez 2 tygodnie, zapewniając całkowite gojenie się rany. Zaznacz na obszarze rozszerzenia 2,5 × 2,5 cm ramkę z przerywaną linią, aby ułatwić wizualizację zmian skórnych (Rysunek 2A).
  2. Znieczulaj szczury SD metodą opisaną w krokach 2.2–2.4. Ogol obszar ekspansji, aby ułatwić obserwację. Natychmiast przerwij zabieg rozszerzania, jeśli rozszerzanie skóry jest skomplikowane infekcją, ekchymozą lub martwicą.
    UWAGA: Gol powiększający się obszar przynajmniej raz w tygodniu, aby umożliwić szybki wzrost włosów.
  3. Ogol okolice portu wstrzykowego i zdezynfekuj alkoholem w 75%. Napraw port, a następnie powoli wstrzyknij 10 ml soli fizjologicznej igłą do skóry głowy o wadze 25 G. Naciśnij punkt wstrzyknięcia gazą aseptyczną przez 2 minuty, aby potwierdzić hemostazę.
  4. Pozwól szczurom SD dojść do siebie po znieczuleniu, umieść je na podgrzewanej podkładce na 20 minut, a następnie przenieś do indywidualnych klatek.
  5. Wstrzykuj sól fizjologiczną dwa razy w tygodniu. Monitoruj powikłania związane z rozszerzaniem się podczas obserwacji, w tym wyciek ekspanzera, zagięcie rurki łączącej, ekspozycję na ekspander, ekchymozę skóry, martwicę, infekcję i rozkład (Rysunek 2E). Zbadaj potencjalne załamanie cewnika, jeśli podczas wstrzyknięcia soli fizjologicznej pojawi się opór. Podejrzewam, że ekspandor może wyciekać, jeśli balon rozszerzający się zmięknie. Zidentyfikować miejscową prymiozę jako oznakę zaburzonej przelewności, a ciemnienienie skóry jako martwicę. Podejrzenie infekcji po zaobserwowaniu wyraźnego miejscowego zaczerwienienia, obrzęku i podwyższonej lokalnej temperatury skóry. Klasyfikuj rany niegojące się jako uszkodzenia skóry i sprawdź możliwe narażenie na ekspanzery.
    UWAGA: Zbadaj rozszerzoną skórę przed i po każdym zastrzyku, aby ułatwić wczesne wykrycie działań niepożądanych. Natychmiast zakończ zabieg rozszerzania, jeśli wystąpią poważne komplikacje, takie jak wyciek ekspanzera, rozkład skóry lub martwica oraz ekspozycja na ekspanzer, aby zmaksymalizować efekty żywotnej skóry.

5. Pomiar powierzchni ekspansji i regenerowany zbieracz skóry

  1. Zmierz obszar rozszerzania za pomocą wysokoprecyzyjnego skanera 3D. Poprzez skanowanie skóry nad ekspanzerem automatycznie oblicza się powierzchnię skanowanego obszaru (Rysunek 2B).
    UWAGA: Przed każdym zastrzykiem wykonuj badania u znieczulonych szczurów aseystów.
  2. Fotografuj rozszerzoną skórę aparatem cyfrowym; zmierz i zważ obszar wyznaczony przez ramkę z przerywaną linią oraz zapisz zmiany powierzchni (rysunek 2C) i masy (rysunek 2D).
  3. Uśpieć szczury SD poprzez ekspozycję na nadmierny dwutlenek węgla na końcu eksperymentu.
    UWAGA: W tych badaniach zdefiniuj punkt końcowy jako całkowitą objętość zastrzyku 155 mL, aby odwzorować cały proces rozszerzania w praktyce klinicznej.
  4. Podczas sekcji zwłok zaznacz miejsca pobierania próbek zarówno na rozszerzonej skórze, jak i na sąsiedniej skórze normalnej. Po zasysaniu połowy całkowitej objętości z ekspandera, naciń skórę nad portem wstrzyknięcia poziomo nożyczkami. Dokładnie rozciąć płaszczyznę między ekspandrem a rozciągniętą skórą, używając kleszczy przeciwkomarowych, aby umożliwić całkowite i nienaruszone usunięcie ekspandera. Próbki skóry cizynej za pomocą nożyczek i przeciąć tkankę na pół. Utrwal je w roztworze 4% paraformaldehydu i podejść do barwienia histologicznego.
    UWAGA: Wyznacz obszary zainteresowania do pobierania próbek przed usunięciem expandera, aby zapobiec błędnej identyfikacji spowodowanej cofnięciem skóry, zapewniając dokładną identyfikację lokalnych obszarów leczenia (Rysunek 3A).
  5. Zebrane zwłoki zwierząt umieszczaj osobno w żółtych workach na odpady medyczne. Pozbądź się zużytych ekspanderów, strzykawek i gazy w żółtych workach na odpady medyczne. Wyrzucaj ostrza, igły i inne ostre przedmioty do wyznaczonych pojemników na ostre przedmioty.
    UWAGA: Cała utylizacja odpadów w tym badaniu jest zgodna z przepisami zarządzania Eksperymentalnym Centrum Zwierząt Dziewiątego Szpitala Ludowego w Szanghaju.

6. Histologiczne barwienie skóry

  1. Osadz próbki skóry w parafinie, pocij na sekcje o pojemności 5 μm i umieść na klejących szkiełkach.
  2. Do oceny grubości skóry użyj barwienia hematoksyliny i eozyny (HE barwienie) oraz barwienia trichromowego Masson, aby ocenić osadzanie kolagenu (rysunek 3D, E). Zeskanuj sekcje za pomocą skanera całej slajdowej i analizuj za pomocą oprogramowania ImageJ wersji 1.54.
  3. Do oceny unaczynienia unaczynienia stosuj barwienie immunofluorescencyjne CD31. Aplikuj przeciwciała pierwotne i inkubuj przez noc w temperaturze 4 °C, używaj przeciwciał wtórnych sprzężonych z FITC, a następnie badaj pod mikroskopem fluorescencyjnym (rysunek 3F,G).
  4. Analizuj dane ilościowe za pomocą oprogramowania GraphPad Prism w wersji 10.0 i prezentuj wyniki jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Wykonaj porównania statystyczne za pomocą testu Student's t, definiując istotność statystyczną jako *p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu ustaliliśmy standardowy protokół dla modelu ciągłego rozszerzania tkanek. Po potwierdzeniu bezpieczeństwa ekspandera (rysunek 1A) został on chirurgicznie wszczepiony podskórnie w okolice grzbietowej u szczurów SD. Powierzchnia nadmuchująca była skierowana ku skórze. Aby zapobiec przesunięciu ekspanzera, punkt połączenia między cewnikem a portem do wstrzykiwania został zabezpieczony do powięzi mięśniowej (Rysunek 1B). Po dwutygodniowych zastrzykach ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ekspansja tkanek stała się szeroko stosowaną techniką generowania dodatkowej skóry, która pod względem teksturyi koloru bardzo przypomina sąsiednią zdrową skórę. Stosowano go w różnych schorzeniach klinicznych, w tym w leczeniu blizn, rekonstrukcji piersi oraz rekonstrukcji po resekcji guzów powierzchni ciała20. Jednak długoterminowe rozszerzanie tkanek pozostaje kluczowym wyzwaniem, głównie z powodu wykończonej zdolności regeneracyjnej skóry21. Brak...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że nie mają konkurujących ze sobą interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie jest sponsorowane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Grant nr 82372536, 82572898, 82472543), Shanghai Plastic Surgery Research Center of Shanghai Priority Research Center (2023ZZ02023), Shanghai "Rising Stars of Medical Talents" Youth Development Program (Youth Medical Talents-Specialist Program), Shanghai Municipal Health Commission Program Clinical Research Industry Health Special Program (grant nr 20244Y0031).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przeciwciało CD31Abcam Shanghai Trading Co.,Ltdab182981Barwienie IHC
Instrument do napromieniowania wiązką elektronówFirma Tongwei Xinda Technology (Jiangsu), LtdAkcelerator elektronów o wysokiej energii (10 MeV, 24 kW)Sterylizacja
Przeciwciało wtórne sprzężone z FITCProteintech Group, IncSA0003-2Barwienie IHC
Graghpad Prism software Oprogramowanie GraphPadWersja 10.0Analiza statystyczna
Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozynyBeyotime Biotech IncC0105SBarwienie histologiczne
Skaner 3D o wysokiej precyzjiSHINING 3DEinScan Pro 2X V2Pomiar powierzchni  
Oprogramowanie Image JNarodowe Instytuty ZdrowiaWersja 1.54Analiza statystyczna
Zestaw do barwienia trichromowego MassonaBeyotime Biotech IncC0189SBarwienie histologiczne
Ekspandry tkankoweShanghai Winner Plastic Surgery Products Co., Ltd.Nie maSpecjalna personalizacja

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peña, O. A., Martin, P. Cellular and molecular mechanisms of skin wound healing. Nat Rev Mol Cell Biol. 25 (8), 599-616 (2024).
  2. Wu, Z., et al. Material design, fabrication strategies, and the development of multifunctional hydrogel composites dressings for skin wound management. Biomacromolecules. 26 (3), 1419-1460 (2025).
  3. Yadav, A. K., et al. Pioneering 3d and 4d bioprinting strategies for advanced wound management: From design to healing. Small. , (2025).
  4. Song, Y. T., et al. Extracellular matrix-based biomaterials in burn wound repair: A promising therapeutic strategy. Int J Biol Macromol. 283 (Pt 3), 137633(2024).
  5. Tian, X., et al. Recent advances in smart hydrogels derived from polysaccharides and their applications for wound dressing and healing. Biomaterials. 318, 123134(2025).
  6. Neumann, C. G. The expansion of an area of skin by progressive distention of a subcutaneous balloon; use of the method for securing skin for subtotal reconstruction of the ear. Plast Reconstr Surg (1946). 19 (2), 124-130 (1957).
  7. Guo, Y., et al. Mechanical stretch induced skin regeneration: Molecular and cellular mechanism in skin soft tissue expansion. Int J Mol Sci. 23 (17), 9622(2022).
  8. Ding, Y., et al. Reconstruction of facial multiunit defects using expanded scalp flap with laser depilation in a group of predominantly pediatric patients. Facial Plast Surg Aesthet Med. 24 (5), 352-356 (2022).
  9. Huang, X., et al. Acellular dermal matrix-assisted tissue expansion for giant congenital melanocytic nevi of the extremities and trunk in pediatric patients. Plast Reconstr Surg. 155 (1), 141e-151e (2025).
  10. Kooijman, M. M. L., et al. Long-term outcomes of 1989 immediate implant-based breast reconstructions: An analysis of risk factors for failure and revision surgery. Plast Reconstr Surg. 155 (3), 469e-478e (2025).
  11. Liu, S., et al. Establishment of a novel mouse model for soft tissue expansion. J Surg Res. 253, 238-244 (2020).
  12. Xue, Y., et al. The mechanotransducer piezo1 coordinates metabolism and inflammation to promote skin growth. Nat Commun. 16 (1), 6876(2025).
  13. Liang, B., et al. Innovative applications of acellular adipose matrix derived film in skin soft tissue expansion. Biomater Adv. 173, 214291(2025).
  14. Ding, J., et al. Macrophages are necessary for skin regeneration during tissue expansion. J Transl Med. 17 (1), 36(2019).
  15. Janes, L. E., et al. Modeling tissue expansion with isogeometric analysis: Skin growth and tissue level changes in the porcine model. Plast Reconstr Surg. 146 (4), 792-798 (2020).
  16. Sun, Y., et al. Mechanical stretch-induced interlayer coordination between mmp2 and col17a1 exacerbates regenerative exhaustion in skin. Adv Sci (Weinh). 12 (41), e11474(2025).
  17. Tan, P. C., et al. A randomized, controlled clinical trial of autologous stromal vascular fraction cells transplantation to promote mechanical stretch-induced skin regeneration. Stem Cell Res Ther. 12 (1), 243(2021).
  18. Bai, R., et al. Ace2 inhibits dermal regeneration through ang ii in tissue expansion. J Cosmet Dermatol. 24 (1), e16767(2025).
  19. Hassan, N., Krieg, T., Zinser, M., Schröder, K., Kröger, N. An overview of scaffolds and biomaterials for skin expansion and soft tissue regeneration: Insights on zinc and magnesium as new potential key elements. Polymers (Basel). 15 (19), 3854(2023).
  20. Gao, W., et al. Aesthetic reconstruction of the sequelae of large facial involuted infantile hemangioma with tissue expanders. Aesthetic Plast Surg. 48 (19), 3718-3725 (2024).
  21. Sun, Y., et al. Mechanical stretch-induced interlayer coordination between mmp2 and col17a1 exacerbates regenerative exhaustion in skin. Adv Sci (Weinh). , (2025).
  22. Kocsis, D., et al. Characterization and ex vivo evaluation of excised skin samples as substitutes for human dermal barrier in pharmaceutical and dermatological studies. Skin Res Technol. 28 (5), 664-676 (2022).
  23. Xiong, S., et al. Metformin promotes mechanical stretch-induced skin regeneration by improving the proliferative activity of skin-derived stem cells. Front Med (Lausanne). 9, 813917(2022).
  24. Zhou, S. B., et al. Tracing the change and contribution of subcutaneous adipose to skin expansion using a luciferase-transgenic fat transplantation model. Plast Reconstr Surg. 153 (3), 558e-567e (2024).
  25. Schievink, W. I., Luyendijk, W., Los, J. A. Does the artery of adamkiewicz exist in the albino rat. J Anat. 161, 95-101 (1988).
  26. Blaise, O., Duchesne, C., Banzet, S., Rousseau, A., Frescaline, N. A murine model of a burn wound reconstructed with an allogeneic skin graft. J Vis Exp. (162), e61339(2020).
  27. Cuddy, L. C. Wound closure, tension-relieving techniques, and local flaps. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 47 (6), 1221-1235 (2017).
  28. Hankenson, F. C., Kim, J. J., Le, T. M., Lawrence, F. R., Del Valle, J. M. Using waterless alcohol-based antiseptic for skin preparation and active thermal support in laboratory rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (3), 365-373 (2021).
  29. Laudo, J., et al. Development and calibration of digital twins for human skin growth in tissue expansion. Acta Biomater. 198, 267-280 (2025).
  30. Hassani, Z. A., Fejjal, N. Complications of skin expansion in the pediatric population: A 10-year retrospective study. J Plast Reconstr Surg. 3 (4), 151-156 (2024).
  31. Zhao, Y., et al. Ultrasound-driven electric conversion hydrogel coating enhances macrophage efferocytosis for non-invasive skin expansion. Advanced Functional Materials. 35 (34), 2424713(2025).
  32. Huang, X., et al. Intraoperative indocyanine green angiography facilitates flap fenestration and facial organ fabrication in total facial restoration. Plast Reconstr Surg. 153 (6), 1416-1424 (2024).
  33. Wu, Z., Wang, Y., Li, W., Zhang, W., Zhu, L. A clinical early evaluation of the combined use of low-intensity focused ultrasound and radiofrequency for female abdominal contouring. J Cosmet Dermatol. 24 (7), e70267(2025).
  34. Hase, E., Okubo, N., Ogura, Y., Minamikawa, T., Yasui, T. Multimodal second-harmonic-generation, two-photon excitation fluorescence, and brillouin microscopy for visualising dermal mechanical properties in ex vivo human skin. Exp Dermatol. 34 (3), e70081(2025).
  35. Tao, X., et al. Disruption of electrophysiological rhythms and memory impairment in an alzheimer's transgenic rat model. Alzheimers Res Ther. 17 (1), 200(2025).
  36. Cirka, H., Nguyen, T. T. Comparative analysis of animal models in wound healing research and the utility for humanized mice models. Adv Wound Care (New Rochelle). 14 (9), 479-512 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Murine ModelMechanical StimulationSprague Dawley RatsSkin GrowthTissue ExpanderSaline InjectionRegenerative MechanismsPreclinical Model

Powiązane artykuły